Name: Ein leichtes Antriebsimplantat für chronische Tetrodenableitungen bei juvenilen Mäusen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-06-02T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 34 s
Description: Erfahren Sie eine Methode zur chronischen Tetrodenableitung bei juvenilen Mäusen für Netzwerkstudien in der Entwicklungsneurobiologie. Diese Technik ermöglicht simultane Aufzeichnungen aus bis zu 16 bilateralen Hirnregionen.

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Diese Arbeit wurde von den National Institutes of Health R01 NS104829 (B.E.P.), R01 MH117149 (L.J.V.) und F99NS12053 (L.D.Q.) sowie dem UT Southwestern GSO Endowment Award (R.J.P. und L.D.Q.) unterstützt. Die Autoren danken Jenny Scaria (Texas Tech University, Health Sciences Center, School of Pharmacy) für die technische Unterstützung und Dr. Brendon Watson (University of Michigan) für methodische Vorschläge.

Micro-Drive-Implantat zur Aufzeichnung der täglichen neuronalen Aktivität bei juvenilen Mäusen

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<li>Voigts, J., Newman, J. P., Wilson, M. A., Harnett, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+easy-to-assemble%2C+robust%2C+and+lightweight+drive+implant+for+chronic+tetrode+recordings+in+freely+moving+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neural+Engineering%22%5BJournal%5D)">An easy-to-assemble, robust, and lightweight drive implant for chronic tetrode recordings in freely moving animals.</a> Journal of Neural Engineering. 17 (2), 026044(2020).</li>
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Die Autoren haben nichts zu verraten.

Moderne Experimente, die die Funktion neuronaler Schaltkreise in vivo bei Nagetieren untersuchen, nutzen oft die extrazelluläre Elektrophysiologie über dauerhaft implantierte Elektroden, um die Aktivität einzelner Neuronen (d. h. einzelner Einheiten) oder lokaler Populationen (über lokale Feldpotentiale, LFP) zu überwachen, aber solche Methoden werden aufgrund technischer Herausforderungen selten auf juvenile Mäuse angewendet. Dieses Manuskript beschreibt eine Methode zur Gewinnung elektrophysiologischer In-vivo-Ableitungen in Mäusen über die entwicklungskritischen Fenster von p20 bis p60 und darüber hinaus. Diese Methodik umfasst einen Herstellungsprozess für den Druck und die Konstruktion eines Micro-Drive-Implantats, ein chirurgisches Implantationsverfahren und eine postoperative Genesungsstrategie, die alle speziell auf den Einsatz bei juvenilen Mäusen zugeschnitten sind. Mehrere Überlegungen waren bei der Entwicklung dieses Protokolls von Bedeutung, darunter die geringe Größe und relative Schwäche von juvenilen Mäusen im Vergleich zu ihren erwachsenen Artgenossen sowie die reduzierte Verknöcherung des juvenilen Mausschädels, an dem der Mikroantrieb befestigt werden musste.
Zwei primäre Methoden, die üblicherweise zur Durchführung der In-vivo-Elektrophysiologie verwendet werden, sind Elektrodenarrays (z. B. Tetroden) und Siliziumsonden. Siliziumsonden sind leichtgewichtig, können eine große Anzahl von Aufzeichnungsstellen pro Gewichtseinheit bereitstellen und wurden zuvor bei juvenilen Ratten eingesetzt25. Siliziumsonden sind jedoch relativ teuer pro Einheit. Im Gegensatz dazu kann das in diesem Manuskript beschriebene Mikrolaufwerk mit weniger als 50 US-Dollar an Rohstoffen hergestellt werden, was es zu einer kostengünstigen Option für die In-vivo-Aufzeichnung macht. Hinzu kommt, dass Siliziumsonden oft in feste Leitungen implantiert werden müssen, was die Aufnahme von räumlich unterschiedlichen Hirnregionen verhindert. Im Gegensatz dazu verwendet das in diesem Manuskript beschriebene Mikroantriebsdesign unabhängig einstellbare Tetroden, um gleichzeitige Aufnahmen an bis zu 16 verschiedenen Orten zu ermöglichen, ohne dass die räumliche Beziehung zwischen diesen Orten praktisch eingeschränkt ist. Dieses Mikroantriebsdesign kann leicht modifiziert werden, um eine andere als die hier beschriebene Position zu ermöglichen, indem die Kanülenlochextrusionen an eine beliebige anteriore/posteriore und mediale/distale Stelle verschoben werden. Wenn Sie auf alternative Gehirnbereiche abzielen, ist es wichtig zu beachten, dass die Tetroden zwar oft gerade verlaufen, es jedoch möglich ist, dass diese dünnen Drähte beim Austritt aus der Mikroantriebskanüle leicht abgelenkt werden. Je kleiner oder ventraler eine Hirnregion ist, desto schwieriger wird es, den Bereich erfolgreich mit Tetroden anzusprechen.
Das in diesem Manuskript beschriebene Mikroantriebsimplantat ähnelt im Grunde mehreren früheren Tetroden-basierten Mikroantriebskonstruktionen 23,32,33,34,35 insofern, als die einzelnen Tetroden an Schrauben befestigt sind, die eine Feinsteuerung der Aufnahmetiefe jeder Tetrode ermöglichen. Während mehrere Merkmale des aktuellen Mikroantriebsdesigns einzigartig sind, einschließlich der Leichtigkeit, räumlich verteilte Gehirnareale anzusprechen, ist die primäre Neuheit des aktuellen Manuskripts die Beschreibung von chirurgischen Implantations- und postoperativen Erholungsstrategien, die chronische Studien der Netzwerkaktivität bei sich noch entwickelnden juvenilen Mäusen ermöglichen. In der Tat könnten die hier beschriebenen Operations- und Genesungsmethoden angepasst werden, um andere Implantate bei juvenilen Mäusen zu unterstützen.
Um eine konsistente Aufzeichnung über mehrere Tage hinweg zu gewährleisten, müssen die Drähte oder Sonden starr am Schädel befestigt werden. Während sich die Gesamtstruktur des Mausschädels nach p20 nur geringfügig verändert, verdickt sich der Schädel zwischen p20 und p4536 erheblich. Tatsächlich ist der Schädel bei p20 nicht steif genug, um ein befestigtes Implantat zu tragen, ohne beschädigt zu werden. Um diese biologische Einschränkung zu überwinden, verdickt dieses Protokoll den Schädel während der Implantationsoperation künstlich über Cyanacrylat. Eine Implantation bei Mäusen, die jünger als p20 sind, ist mit dieser Strategie wahrscheinlich möglich, aber der Mausschädel erfährt erhebliche Größen- und Formveränderungen bis etwa p2036. Daher wird eine Implantation über einen längeren Zeitraum bei Mäusen, die jünger als p20 sind, nicht empfohlen, da das Cyanacrylat und die festen Knochenschrauben im sich noch entwickelnden Schädel das natürliche Wachstum des Schädels und die Entwicklung des zugrunde liegenden Hirngewebes erheblich beeinträchtigen können. Wichtig ist, dass in dieser Studie nach chronischer Implantation ab p20 kein Einfluss auf die Bruttomaße des Schädels oder die Gehirngröße beobachtet wurde (Abbildung 5C).
Ein entscheidender Schritt in der in diesem Manuskript beschriebenen Methode ist die postoperative Genesungsstrategie. Nach dieser Strategie sollte das Gewicht des Implantats kontinuierlich ausgeglichen werden, wenn die Maus reift und die Entwicklung des muskulären und muskuloskelettalen Systems durchläuft. Zu Beginn der Implantation sind Mäuse nicht in der Lage, das Gewicht des Implantats ohne Gegengewicht erfolgreich zu tragen, was zu Unterernährung und Dehydrierung führt, da die Maus die Nahrungs- und Wasserquellen in ihrem Käfig nicht ausreichend erreichen kann. Das Gegengewichtssystem ist einfach und kostengünstig zu konstruieren, trivial zu implementieren und ermöglicht es Mäusen jeden implantierbaren Alters, ihren gesamten Heimkäfig frei zu erkunden und so eine ausreichende Ernährung und Flüssigkeitszufuhr zu gewährleisten. Mit zunehmendem Alter der Mäuse kann das Ausmaß des Gegengewichts verringert werden, bis es bei erwachsenen Mäusen vollständig entfernt werden kann. Es wird jedoch empfohlen, das Gegengewichtssystem für die Dauer des Versuchs weiterhin zu verwenden, wobei immer mindestens ein nominales Gegengewicht angebracht ist. Während eine erwachsene Maus im Laufe der Zeit in der Lage sein mag, die Größe und das Gewicht des Mikroantriebs zu tragen, erzeugt eine fortgesetzte natürliche Bewegung während des freien Verhaltens ohne verbesserndes Gegengewicht Drehmoment und Scherkraft auf die Knochenschrauben, die den Mikroantrieb am Schädel verankern, wodurch die Wahrscheinlichkeit steigt, dass er sich löst, insbesondere bei längeren chronischen Experimenten.
Zwei wichtige Einschränkungen sind für die aktuelle Studie von Bedeutung. Um zunächst den Einfluss der Implantation an p20 auf die Schädel- und Gehirnentwicklung zu untersuchen, wurden mehrere Kohorten von Mäusen nach längerer Implantation geopfert (Abbildung 5C). Während diese Analysen keinen signifikanten Einfluss der Implantation auf die Größe der Schädelhöhle oder die Hirnmasse zeigten (Abbildung 5C), wurde in der aktuellen Studie die Schädelgröße oder Hirnmasse zu mehreren Zeitpunkten während der frühen Entwicklungsphase von p20-p60 nicht untersucht. Während frühere Arbeiten zeigen, dass die Entwicklung der Hirnhöhle durch p2036 abgeschlossen ist, ist es möglich, dass die Implantation in diesem frühen Fenster zu unvorhergesehenen Veränderungen führt, die durch das hier untersuchte Erwachsenenalter korrigiert oder kompensiert werden. Zweitens waren die Experimente, die die in Abbildung 3 und Abbildung 4 gezeigten elektrophysiologischen Daten lieferten, nicht darauf ausgelegt, die Zellausbeute zu maximieren. Die hier vorgestellten Daten zeigen zwar stabile, chronische Aufzeichnungen und gut isolierte Einzeleinheiten, sollten aber nicht als repräsentativ für die maximale potenzielle Ausbeute für dieses Gerät angesehen werden.
Viele neurologische und psychiatrische Störungen des Menschen manifestieren sich in Phasen der frühen Entwicklung oder während der Adoleszenz, einschließlich Autismus und Schizophrenie. Es ist jedoch wenig über die Funktionsstörungen auf Schaltkreisebene bekannt, die diesen Krankheiten zugrunde liegen könnten, trotz der Fülle der verfügbaren Mausmodelle. Die Identifizierung dieser anfänglichen Netzwerkveränderungen ist entscheidend für die Entwicklung von Früherkennungsstrategien und Behandlungsparadigmen. Aufgrund technischer Herausforderungen bleibt jedoch unklar, wie die Netzwerkfunktion in der Entwicklung von Mausmodellen neuropsychiatrischer Erkrankungen gestört wird. Die hier beschriebene Mikroantriebs- und Erholungsstrategie soll Untersuchungen zur Entwicklung multiregionaler Hirnnetzwerke im Mäusegehirn unterstützen und es den Forschern ermöglichen, die gesunde Gehirnentwicklung zu messen und Veränderungen dieser Entwicklung in Mausmodellen zu identifizieren.

Das Gehirn erfährt während der kritischen Entwicklungsfenster der Kindheit und Jugend großflächige Veränderungen 1,2,3. Viele neurologische und psychiatrische Erkrankungen, darunter Autismus und Schizophrenie, manifestieren sich erstmals verhaltensmäßig und biologisch in dieser Phase der Entwicklung des jugendlichen und jugendlichen Gehirns 4,5,6. Während viel über die zellulären, synaptischen und genetischen Veränderungen bekannt ist, die in der frühen Entwicklung auftreten, ist vergleichsweise wenig darüber bekannt, wie sich Prozesse auf Schaltkreis- oder Netzwerkebene während dieses Zeitfensters verändern. Wichtig ist, dass die Gehirnfunktion auf Schaltkreisebene, die letztendlich komplexen Verhaltensweisen, Gedächtnis und Kognition zugrunde liegt, eine nicht vorhersehbare, emergente Eigenschaft der zellulären und synaptischen Funktionist 7,8,9,10. Um die Gehirnfunktion auf Netzwerkebene vollständig zu verstehen, ist es daher notwendig, die neuronale Aktivität direkt auf der Ebene eines intakten neuronalen Schaltkreises zu untersuchen. Um herauszufinden, wie sich die Gehirnaktivität während des Fortschreitens neuropsychiatrischer Störungen verändert, ist es außerdem von entscheidender Bedeutung, die Netzwerkaktivität in einem validen Krankheitsmodell während des spezifischen Zeitfensters zu untersuchen, in dem sich die Verhaltensphänotypen der Krankheit manifestieren, und die beobachteten Veränderungen zu verfolgen, während sie bis ins Erwachsenenalter anhalten.
Einer der häufigsten und leistungsfähigsten wissenschaftlichen Modellorganismen ist die Maus mit einer großen Anzahl einzigartiger genetischer Stämme, die neurologische Entwicklungsstörungen mit altersabhängigem Beginn der Verhaltens- und/oder Gedächtnisphänotypenmodellieren 11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21 . Während es schwierig ist, genaue Entwicklungszeitpunkte zwischen den Gehirnen von Menschen und Mäusen zu korrelieren, deuten morphologische und verhaltensbezogene Vergleiche darauf hin, dass p20-p21-Mäuse das menschliche Alter von 2-3 Jahren und p25-p35-Mäuse das menschliche Alter von 11-14 Jahren repräsentieren, wobei Mäuse wahrscheinlich das Entwicklungsäquivalent eines menschlichen 20-jährigen Erwachsenen um p60erreichen 3, 22. Der Teufel Um besser zu verstehen, wie sich das jugendliche Gehirn entwickelt, und um zu erkennen, wie die neuronalen Netzwerke des Gehirns bei Krankheiten wie Autismus oder Schizophrenie dysfunktional werden, wäre es ideal, die Gehirnaktivität in vivo bei Mäusen im Alter von 20 bis 60 Tagen direkt zu überwachen.
Eine grundlegende Herausforderung bei der Überwachung der Gehirnaktivität in der frühen Entwicklung von Mäusen ist jedoch die geringe Größe und relative Schwäche von juvenilen Mäusen. Die chronische Implantation von Elektroden, die für Längsschnittstudien der Gehirnentwicklung notwendig ist, erfordert in der Regel ein großes, sperriges Gehäuse, um die feinen Elektrodendrähte und Schnittstellenplatinen zu schützen23,24, und die Implantate müssen fest mit dem Mausschädel verbunden sein, der bei jungen Mäusen aufgrund der reduzierten Verknöcherung dünner und weniger steif ist. Daher wurden praktisch alle Studien zur In-vivo-Physiologie von Nagetieren aufgrund ihrer relativen Größe, Stärke und Schädeldicke an erwachsenen Probanden durchgeführt. Bisher wurden die meisten Studien, die die Gehirnphysiologie von juvenilen Nagetieren in vivo untersuchten, an wildtypartigen juvenilen Ratten durchgeführt, was zwangsläufig die Fähigkeit einschränkt, die juvenile Gehirnfunktion in einem sich frei verhaltenden Modell einer menschlichen Störung experimentell zu überwachen 25,26,27,28,29,30.
Dieses Manuskript beschreibt ein neuartiges Implantatgehäuse, ein chirurgisches Implantationsverfahren und eine postoperative Genesungsstrategie, um die langfristige (bis zu 4 oder mehr Wochen) In-vivo-Gehirnfunktion von juvenilen Mäusen über ein entwicklungskritisches Zeitfenster (p20 bis p60 und darüber hinaus) chronisch zu untersuchen. Das Implantationsverfahren ermöglicht die zuverlässige und dauerhafte Befestigung der Elektroden an den Schädeln von Jungmäusen. Darüber hinaus ist das Mikroantriebsdesign leicht, da dieses Mikrolaufwerk im vollständig montierten Zustand ~4-6 g wiegt und aufgrund des minimalen Ausgleichs, das erforderlich ist, um das Gewicht des Implantats auszugleichen, die Verhaltensleistung von juvenilen Mäusen während typischer Verhaltensparadigmen nicht beeinträchtigt.

<table><tbody><tr><td>10 V Video-Tracking-LEDs</td><td>Neuralynx</td><td>HS-LED-Rot/Grün-omni-10V</td><td>Zur Verwendung mit Kopfbühnen-Vorverstärkern, die LED-Fassungen zur Bewegungsverfolgung enthalten</td></tr><tr><td>16TT EIB-Platine</td><td>Neuralynx</td><td>EIB-36-16TT</td><td>Elektronische Schnittstellenplatine</td></tr><tr><td>- Steckverbinder 16TT Kopfstufen-Vorverstärker</td><td>Neuralynx</td><td>HS-36-LED</td><td>Omnetics Signalverstärker mit 44 Sockeln zwischen EIB-Platine und Tether-Kabel für Aufzeichnungsanwendungen; Enthält Anschlüsse für Headstage-LEDs zur Bewegungsverfolgung</td></tr><tr><td>Baby-Mixter Hämostat</td><td>FST</td><td>13013-14</td><td>Fein gebogener Hämostat</td></tr><tr><td>Knochenankerschraube</td><td>Stoelting</td><td>51457</td><td>Wird verwendet, um EIB-Platine am Hauptantriebskörper zu befestigen</td></tr><tr><td>Burpenorphin</td><td>ZooPharm</td><td>Los #BERLAB0.5-221207</td><td>Burpenorphin (0,5 mg/ml) 5mL Menge</td></tr><tr><td>Kabelseil</td><td>Neuralynx</td><td>HS-36 Litz Tether</td><td>Leichtes, abgeschirmtes Drahtseil für Omnetik-Kopftische; Längenoptionen von 1 m/2 m/3 m/5 m</td></tr><tr><td>Carprofen/Rimadyl</td><td>Bio-Serve</td><td>MD150-2</td><td>Postoperatives entzündungshemmendes Mittel</td></tr><tr><td>Klares Harz v4</td><td>Formlabs</td><td>FLGPGR04</td><td>Flüssiges Harz, das während des 3D-Druckprozesses durch einen 3D-Drucker photopolymerisiert wird</td></tr><tr><td>Kundenspezifische (Federball-)Schraube</td><td>Advanced Machining and Tooling, Inc.</td><td>Kundenspezifische</td><td>bearbeitete und mit Gewinde versehene kundenspezifische Schrauben</td></tr><tr><td>Dentales Acryl flüssige Komponente</td><td>Teets Prothesenmaterial</td><td>Lot # 329801</td><td>flüssige Komponente des Prothesenmaterials (siehe oben)</td></tr><tr><td>Dentale Acrylpulverkomponente</td><td>Teets Prothesenmaterial</td><td>Los # 583987</td><td>"kalthärtendes" Prothesenmaterial, Methylmethacrylat; gemischt mit flüssiger Komponente zur Anwendung zum Befestigen des Aufzeichnungsgeräts an Ort</td></tr> <tr><td>und StelleDietGel Boost</td><td>ClearH2O</td><td>72-04-5022</td><td>Kalorienreiches Nahrungsergänzungsmittel für junge/genesende Mäuse</td></tr><tr><td>Digital Lynx 16SX</td><td>Neuralynx</td><td>DigitalLynx 16SX Base</td><td>Hauptaufnahmegerät mit 16 Combo-Board-Slots für bis zu 512 Aufnahmekanäle</td></tr><tr><td>Dissector-Schere - schwere Klingen</td><td>FST</td><td>14082-09</td><td>Verschiedene</td></tr><tr><td>Dumont #5 keramikbeschichtete Pinzetten</td><td>FST</td><td>11252-50</td><td>Tetroden Handhabung/Einfädeln/Feststecken</td></tr><tr><td>Dumont #5SF Pinzette</td><td>FST</td><td>11252-00</td><td>Mehrzweck-Montageanwendung</td></tr><tr><td>Dumont #5SF Pinzette</td><td>FST</td><td>11252-00</td><td>Mehrzweck chirurgische Verwendung</td></tr><tr><td>Dumont #7 feine Pinzette (gebogen)</td><td>FST</td><td>11274-20</td><td>Verschiedene</td></tr><tr><td>Dumont #7 feine Pinzette (gebogen)</td><td>FST</td><td>11274-20</td><td>Mehrzweck chirurgische Verwendung</td></tr><tr><td>EIB-36 Beschichtungsadapter</td><td>Neuralynx</td><td>EIB-36 Beschichtungsadapter</td><td>Verwendung</td></tr><tr><td>EIB-36 Beschichtungsadapter</td><td>Neuralynx</td><td>EIB-36 Beschichtungsadapter</td><td>Stereotaktisches Zubehör zum Absenken des Antriebs auf den Schädel während der Operation</td></tr><tr><td>Euthasol</td><td>Virbac</td><td>710101</td><td>Pentobarbital-Natrium für die Euthanasie</td></tr><tr><td>Extra feine Bonner Schere</td><td>FST</td><td>14083-38</td><td>Verschiedenes</td></tr><tr><td>Extra fein graefe Pinzette</td><td>FST</td><td>11150-10</td><td>Kleine gezackte Zange</td></tr><tr><td>FST</td> 11150-10 Kleine gezackte Zange <td>FST</td><td>11150-10</td><td>Kleine Zange mit geradem Wellenschliff</td></tr><tr><td>Feine Hämostatika</td><td>FST</td><td>13006-12</td><td>Feine Hämostaten</td></tr><tr><td>Feine Schere - CeramaCut</td><td>FST</td><td>14958-09</td><td>Tetrode</td></tr><tr><td>Schneideschere - ToughCut</td><td>FST</td><td>14058-09</td><td>Verschiedenes</td></tr><tr><td>Form 3+</td><td>Formlabs</td><td>PKG-F3-P-WS-SVC-BASIC</td><td>3D-Drucker für die Herstellung aller gedruckten Teile/Materialien; Stereolithographie 3D-Drucker mit geringer Kraft (LFS)</td></tr><tr><td>Gel-Sekundenkleber</td><td>Loctite</td><td>1363589</td><td>Verschiedene Stufen</td></tr><tr><td>Graefe Pinzette</td><td>FST</td><td>11049-10</td><td>Kleine abgewinkelte Zange mit Wellenschliff</td></tr><tr><td>Erdungskabel</td><td>A-M Systems</td><td>Lot# 582335</td><td>Blanker Draht aus Edelstahl, .005" Durchmesser, geglüht, 100 Fuß</td></tr><tr><td>Haarentfernungsgel</td><td>Generisch</td><td>Kommerziell erhältlich</td><td>Für die präoperative Entfernung von Haaren von der Oberseite des Mauskopfes</td></tr><tr><td>Heißluftpistole</td><td>Dewalt</td><td>D26960K</td><td>Tetrodenfusion nach dem Schleudern</td></tr><tr><td>Hochtemperatur-Kauterkit</td><td>FST</td><td>18010-00</td><td>Zur Verwendung mit Knochenwachs, falls zutreffend</td></tr><tr><td>Heißperlensterilisator</td><td>FST</td><td>18000-45</td><td>Elektrisches Sterilisationsgerät für die Ad-hoc-Sterilisation von Instrumenten während chirurgischer Eingriffe</td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Covetrus</td><td>11695067771</td><td>Standard-Isofluran-Flüssiganästhesie zur Verwendung in Isofluran-Verdampfern bis max. 5%</td></tr> <tr><td>Isopropylalkohol 91%</td> <td>Generisch</td><td>Kommerziell erhältlich</td><td>Für präoperative Standard-Sterilisationsverfahren</td></tr><tr><td>Schmuckschraube (Knochenschrauben für juvenile Mäuse)</td><td>Komponentenversorgung Co.</td> KG<td>MX-000120-02SFL</td><td>Edelstahl-Maschinenschraube #000-120 x 1/8'' Filisterkopf, Schlitzantrieb</td></tr><tr><td>LaGrange Schere</td><td>FST</td><td>14173-12</td><td>Verschiedenes</td></tr><tr><td>Großer Polyimidschlauch</td><td>Nordson medical</td><td>Los # 13564</td><td>Polyimidschlauch - Innendurchmesser 0,0071"; Außendurchmesser 0,0115"; Länge 36"</td></tr> <tr><td>Flüssiger Sekundenkleber</td><td>Loctite</td><td>1365882</td><td>Verschiedene Stufen</td></tr><tr><td>Micro Bohrer</td><td>Foredom</td><td>K.1070</td><td>K.1070 Hochgeschwindigkeits-Dreh-Mikromotor-Bausatz; mit Steuerkasten, 3/32"-Spannzange, Fußschalter mit variabler Geschwindigkeit, Handstückhalterung; stereotaktisch montierbar; 100&ndash; 115 V verwenden</td></tr><tr><td>Mikrobohrer (0,5 mm+)</td><td>FST</td><td>19007-05/07/09</td><td>Kraniotomie</td></tr><tr><td>Mineralöl</td><td>Sigma</td><td>Pcode 1002076577; M5904-500mL</td><td>Verschiedene Schritte</td></tr><tr><td>Mineralöl</td><td>Sigma</td><td>Pcode 1002076577; M5904-500mL</td><td>Zur Verwendung zum Offenhalten von Kraniotomielöchern</td></tr><tr><td>Miniatur-Schlitzschraubendreher</td><td>FST</td><td>30051-10</td><td>Einsetzen/Festziehen von Knochenschrauben</td></tr><tr><td>Neosporin Dreifache antibiotische Salbe</td><td>Johnson & Johnson</td><td>512373700</td><td>Antibiotische Salbe</td></tr><tr><td>Omnetics 44 Sockel Nano-Steckverbinder</td><td>Neuralynx</td><td>Neuralynx Teil #A70427-801</td><td>NICHT-STANDARD-ARTIKEL - Omnetics 44 Buchse (weiblich) zweireihiger Nano-Steckverbinder mit geradem Bein und 2 Führungsstiften (männlich) zur Verwendung mit speziell angefertigten Gegengewichtsgeräten</td></tr><tr><td>Platin 10% Iridiumdraht</td><td>California Feindraht</td><td>MO# M374710</td><td>Feiner Aufzeichnungsdraht, der zu Tetroden gesponnen wird, um bei der Aufzeichnung mit Hilfe der Teroden-Montagestation und des Spinners 2.0 (siehe unten) verwendet zu werden; HML NATRL VG HAFTBESCHICHTUNG; GRÖSSE .0007 X 200FT</td></tr><tr><td>Platin-Schwarzbeschichtungslösung</td><td>Neuralynx</td><td>Platin-Schwarzbeschichtungslösung</td><td>Beschichtung</td></tr><tr><td>Polycarbonat-Käfigboden</td><td>Thomas Scientific/Maryland Kunststoffe</td><td>1113M35; Hersteller-Nr. E0270</td><td>Standard-Käfigboden; kann mit einem Drahtgeflecht über der Oberseite ausgestattet werden, das Futter + Wasserflasche für nicht implantierte Mäuse enthält</td></tr><tr><td>Polycarbonat-Käfigoberteil mit N10-Mikrofilter</td><td>Ancare</td><td>N/A</td><td>Standard-Käfigoberteil zur Modifikation mit PVC-Rohr für Gegengewichtsgerät</td></tr><tr><td>Povidon-Jod 10%</td> <td>Generisch</td><td>Kommerziell erhältlich</td><td>Für standardmäßige präoperative Sterilisationsverfahren PVC-Rohr</td></tr><tr><td></td><td>Charlotte-Rohr</td><td>N/A</td><td>1/2" x 600 PSI Zeitplan 40 weißes PVC-Rohr; zur Verwendung/Montage in ein Gegengewichtsgerät während der Mauswiederherstellung</td></tr><tr><td>Skalpellklingen - #</td>4 <td>FST</td><td>10060-00</td><td>Inzision Verwendung</td></tr><tr><td>Skalpellgriff - #4 Grobanatomie</td><td>FST</td><td>10060-13</td><td>Inzision Verwendung</td></tr><tr><td>Selbsthaltender Stift und Knochenschraubenzange</td><td>FST</td><td>26100-00</td><td>Halterung für Knochen- und Erdschrauben beim Einsetzen in den Schädel</td></tr><tr><td>Kleine EIB-Stifte</td><td>Neuralynx</td><td>Kleine EIB-Stifte</td><td>Befestigung von Tetrodendrähten an EIB-Brett</td></tr><tr><td>Kleiner Polyimidschlauch</td><td>Nordson medical</td><td>Los # 19102423</td><td>Polyimidschlauch - Innendurchmesser 0,004''; Außendurchmesser 0,0044''; Länge 36"</td></tr><tr><td>SolidWorks</td><td>Dassault Systèmes</td><td>SolidWorks</td><td>3D-CAD-Programm für die Konstruktion von Mikroantrieben</td></tr><tr><td>, Spatel und Sonde</td><td>FST</td><td>1090-13</td><td>Applikator für Vaseline/Mineralöl + optionaler Einsatz für Ad-hoc-Tetroden-Glätten</td></tr><tr><td>Federschere - 8 mm</td><td>FST</td><td>15024-10</td><td>Schere für Schnitte in Schädelgewebe</td></tr><tr><td>Federschere - 8 mm</td><td>FST</td><td>15024-10</td><td>Erste Schnitte</td></tr> Zange <tr><td>mit Standardmuster</td><td>FST</td><td>11000-12</td><td>Große Zange mit Wellenschliff</td></tr><tr><td>Chirurgische Schere - scharf-stumpf</td><td>FST</td><td>14001-12</td><td>Verschiedene</td></tr><tr><td>chirurgische Scheren - ToughCut</td><td>FST</td><td>14054-13</td><td>Verschiedene</td></tr><tr><td>Tetroden Montagestation</td><td>Neuralynx</td><td>Tetrode Montagestation</td><td>Tetrode Montage</td></tr><tr><td>Tetrode Spinner 2.0</td><td>Neuralynx</td><td>Tetrode Spinner 2.0</td><td>Tetrode Assembly</td></tr><tr><td>Zweiteiliges Epoxidharz</td><td>Gorilla Marke</td><td>4200102</td><td>Verschiedene Schritte</td></tr></tbody></table>

ein leichtes antriebsimplantat für chronische tetrodenableitungen bei juvenilen mäusen

A Lightweight Drive Implant for Chronic Tetrode Recordings in Juvenile Mice

Die In-vivo-Elektrophysiologie bietet einen beispiellosen Einblick in die Schaltkreisdynamik des intakten Gehirns im Subsekundenbereich und stellt eine Methode von besonderer Bedeutung für die Untersuchung von Mausmodellen für neuropsychiatrische Erkrankungen des Menschen dar. Solche Methoden erfordern jedoch oft große Schädelimplantate, die bei Mäusen zu frühen Entwicklungszeitpunkten nicht eingesetzt werden können. Daher wurden praktisch keine Studien zur In-vivo-Physiologie an sich frei verhaltenden Säuglingen oder juvenilen Mäusen durchgeführt, obwohl ein besseres Verständnis der neurologischen Entwicklung in diesem kritischen Zeitfenster wahrscheinlich einzigartige Einblicke in altersabhängige Entwicklungsstörungen wie Autismus oder Schizophrenie liefern würde. In dieser Arbeit werden ein Mikroantriebsdesign, ein chirurgisches Implantationsverfahren und eine postoperative Genesungsstrategie beschrieben, die chronische Feld- und Einzelableitungen von mehreren Gehirnregionen gleichzeitig bei Mäusen ermöglichen, wenn sie vom 20. postnatalen Tag (p20) bis zum 60. postnatalen Tag (p60) und darüber hinaus altern, ein Zeitfenster, das in etwa dem menschlichen Alter von 2 Jahren bis zum Erwachsenenalter entspricht. Die Anzahl der Aufzeichnungselektroden und der endgültigen Aufzeichnungsstellen kann leicht modifiziert und erweitert werden, so dass eine flexible experimentelle Steuerung der In-vivo-Überwachung verhaltens- oder krankheitsrelevanter Hirnregionen über die gesamte Entwicklung hinweg möglich ist.

Das oben beschriebene Protokoll wurde verwendet, um lokale Feldpotentialsignale und einzelne Einheiten aus mehreren Hirnarealen gleichzeitig in Mäusen aufzuzeichnen, wobei tägliche Aufzeichnungen in denselben Mäusen von p20 bis p60 durchgeführt wurden. Hier wird über repräsentative elektrophysiologische Ableitungen von zwei Mäusen und eine Histologie nach dem Experiment berichtet, die die endgültigen Aufnahmeorte demonstriert.
Chirurgische Implantation des Micro-Antriebs in p20-Mäuse Ein Mikroantrieb (Abbildung 1) wurde konstruiert (Abbildung 2) und wie oben beschrieben chirurgisch in eine p20-Maus implantiert. Unmittelbar nach der Operation wurde die Maus an das Gegengewichtssystem (Abbildung 2G-I) angeschlossen und konnte sich erholen. Sobald die Maus vollständig mobil war, wurde das Mikrolaufwerk an ein In-vivo-Elektrophysiologie-Aufzeichnungssystem angeschlossen. Die Kabel, die das Mikrolaufwerk mit dem Aufnahmegerät verbinden, waren über der Maus aufgehängt. Elektrophysiologische Ableitungen (32 kHz) wurden über alle Kanäle für 1 h aufgenommen, während sich die Maus in ihrem Heimatkäfig natürlich verhielt. Nach der Aufnahme wurde die Maus vom Aufnahmesystem getrennt, wieder an das Gegengewichtssystem angeschlossen und mit freiem Zugang zu Wasser und Futter in das Vivarium zurückgebracht.
Tägliche Aufzeichnung der neuronalen Aktivität Elektrophysiologische Ableitungen wurden täglich über mehrere Wochen durchgeführt, um die chronische Überwachung derselben Hirnregion über die kritischen Entwicklungsfenster von p20-p60 hinweg zu ermöglichen. Proben der rohen lokalen Feldpotentiale (LFP) aus den chronischen Aufzeichnungen sind in Abbildung 3A,C dargestellt. Isolierte Einzeleinheiten wurden gleichzeitig aus mehreren Tetroden gewonnen (Abbildung 3B). Einheiten mit ähnlichen Wellenformen wurden über mehrere Tage hinweg identifiziert (Abbildung 3B, Mitte und rechts), aber aufgrund der potenziellen Drift der Aufzeichnungselektrode war es nicht möglich, definitiv zu behaupten, dass dieselbe Einheit über Tage hinweg identifiziert wurde. In einer separaten Maus, die an p20 implantiert und über mehrere Wochen täglich aufgezeichnet wurde, wurde die neuronale Aktivität auf einer Tetrode untersucht, die auf den dorsalen Bereich CA1 abzielt. Welligkeiten mit großer Amplitude und gut isolierte Einzeleinheiten wurden an jedem Tag der Aufzeichnung identifiziert (Abbildung 4). Diese Daten deuten darauf hin, dass stabile, qualitativ hochwertige elektrophysiologische In-vivo-Ableitungen von derselben Maus in der frühen Entwicklung stammen könnten.
Histologische Absicherung der Ableitungsstellen und der Entwicklungseinfluss der chronischen Implantation Nach dem letzten Aufnahmetag wurde die Maus mittels Isofluran-Anästhesie gründlich betäubt, gefolgt von einer tödlichen Injektion von Pentobarbital-Natrium, und ein Strom wurde durch die Elektrodenspitzen geleitet, um kleine Läsionen an den Aufnahmestellen zu erzeugen. Die histologische Schnittführung des Mäusegehirns nach dem Experiment ermöglichte die Visualisierung der endgültigen Aufnahmestellen (Abbildung 5A,B). In einer separaten Kohorte wurden drei männliche und drei weibliche Mäuse wie oben beschrieben operativ an p20 implantiert. Die gleiche Anzahl von Wurfgeschwistern wurde nicht implantiert und unter identischen Haltungsbedingungen gehalten. Die Mäuse wurden bei p62 (6 Wochen postoperativ für die implantierte Kohorte) geopfert. Die Schädel wurden sorgfältig gereinigt und der Abstand zwischen Bregma und Lambda (Abbildung 5C, oben links) und die äußere maximale Schädelbreite bei Lambda (Abbildung 5C, oben rechts) wurden extern gemessen. Entlang der Mittellinie des Schädels wurde ein Schnitt gemacht, und eine Hälfte des Schädels wurde entfernt, um das Gehirn für die Massenmessung herauszuschneiden (Abbildung 5C, unten rechts). Die Höhe der Schädelhöhle an der Bregma wurde von der intakten Schädelhälfte aus gemessen (Abbildung 5C, unten links). Kein Maß unterschied sich signifikant zwischen den implantierten und nicht implantierten Kohorten (Wilcoxon-Rangsummentest), was darauf hindeutet, dass die Langzeitimplantation ab p20 keinen groben Einfluss auf die natürliche Entwicklung des Schädels oder des Hirnvolumens hat.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65228/65228fig01.jpg"> Abbildung 1: Komponenten des Mikroantriebs. Dreidimensionale Darstellungen des (A) Mikroantriebskörpers, (B) der Kanüle, (C) des Konus, (D) des Deckels, (E) der Schraubenbefestigungen und (F) der Tetrodenvorschubschraube. Die kritischen Merkmale jeder Komponente werden angezeigt. Messdetails können aus den Modelldateien extrahiert werden, die bei https://github.com/Brad-E-Pfeiffer/JuvenileMouseMicroDrive/ verfügbar sind. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65228/65228fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65228/65228fig02.jpg"> Abbildung 2: Mikroantriebskonstruktion . (A) Seiten- und (B) Draufsicht auf die Tetrodenvorschubschraube mit angeschlossenen oberen und unteren Schraubbefestigungen. (C) Seiten- und (D) Draufsicht des Mikroantriebs mit dem angebrachten Gehäuse und der Kanüle und dem großen Polyimidschlauch, der durch jedes Kanülenloch verläuft und auf den Boden der Kanüle zugeschnitten ist. (E) Seitenansicht des Mikroantriebs mit den Schrauben und den kleinen Polyimidschläuchen. Die Oberseiten der kleinen Polyimidrohre werden unmittelbar vor der Tetrodenbeladung beschnitten. (F) Fertiger Mikroantrieb, der an die stereotaktische Vorrichtung angeschlossen ist. Der Schutzkegel, der normalerweise das Mikrolaufwerk umgibt, wurde zu Visualisierungszwecken entfernt. Beachten Sie, dass einige der Schraubenbefestigungen für dieses Mikrolaufwerk in einem schwarzen Harz gedruckt wurden. (G) Gegengewichts-Unterstützungssystem. (H) Seiten- und (I) Draufsicht auf einen Mauskäfig mit angebrachtem Gegengewichtsstützsystem. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65228/65228fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65228/65228fig03.jpg"> Abbildung 3: Repräsentative elektrophysiologische Aufzeichnungen. Eine p20-Maus wurde wie oben beschrieben mit einem Mikroantrieb implantiert. Beginnend auf p21 und danach jeden Tag für 2 Wochen wurde die Maus an das Aufzeichnungsgerät angeschlossen, und die neuronale Aktivität wurde für mindestens 1 h aufgezeichnet. (A) Rohe lokale Feldpotentialableitungen (LFP) von der bilateralen (L = links; R = rechts) anteriorer cingulärer Kortex (ACC), Hippocampusbereich CA3 (CA3) und Hippocampusbereich CA1 (CA1). Die Daten wurden täglich erhoben; Aus Gründen der Übersichtlichkeit werden nur Daten von ungeraden Tagen angezeigt. Alle Spuren wurden während der Immobilität im Hauskäfig aufgenommen. Maßstabsbalken: 1 mV, 2 s. (B) Repräsentative Einzeleinheiten, isoliert aus dem Hippocampusbereich CA3 (links) und CA1 (rechts) für die Aufnahmen in Panel A. Alle Rohwellenformen auf jeder Elektrode sind schwarz dargestellt. Der Durchschnitt liegt im roten Bereich. Maßstabsbalken: 50 μV, 0,2 ms. (C) Repräsentative LFP-Rohspuren für jeden 10. Tag bis zum letzten Aufnahmetag bei p60 für eine zweite Maus, die bei p20 implantiert wurde. Die Daten wurden täglich erhoben; Aus Gründen der Übersichtlichkeit werden nur Daten von jedem 10. Tag angezeigt. Alle Spuren wurden während der Immobilität im Hauskäfig aufgenommen. Maßstab: 1 mV, 2 s. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65228/65228fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65228/65228fig04.jpg"> Abbildung 4. Stabilität der chronischen Aufnahmen. Eine p20-Maus wurde, wie oben beschrieben, mit einem Mikroantrieb implantiert. Beginnend auf p21 und danach für 4 Wochen wurde die Maus an die Aufzeichnungsapparatur angeschlossen, und die neuronale Aktivität wurde für mindestens 1 h aufgezeichnet. Gezeigt werden Daten aus den Tetroden, die auf den dorsalen Hippocampus CA1 abzielen. (A) Rohe (oben) und wellengefilterte (unten) LFP für identifizierte Welligkeitsereignisse bei p21, p30 und p40. Um Welligkeitsereignisse zu identifizieren, wurde der rohe LFP zwischen 125 Hz und 300 Hz bandpassgefiltert, und die Welligkeitsereignisse wurden als transiente Anstiege der Rippelbandleistung von mehr als 3 Standardabweichungen über dem Mittelwert identifiziert. Der Beginn und das Ende jeder Welligkeit wurden als der Punkt definiert, an dem die Rippelbandleistung zum Mittelwert zurückkehrte. Die identifizierten Wellen sind rot dargestellt. Maßstabsleiste: 100 ms, von oben nach unten: 1.000 μV, 140 μV, 1.800 μV, 180 μV, 9.000 μV, 1.200 μV, 10.000 μV, 1.000 μV. (B) Eine repräsentative Einzeleinheit aus jedem Tag aus der CA1-gezielten Tetrode für die Aufnahmen in Panel A. Alle Rohwellenformen auf jeder Elektrode sind schwarz dargestellt. Der Durchschnitt liegt im roten Bereich. Maßstabsbalken 0,2 ms, von oben nach unten: 50 μV, 100 μV, 100 μV. (C) Autokorrelogramm aller Spikes für einzelne Einheiten in Panel B. Diese Daten zeigen eine stabile Elektrodenplatzierung innerhalb der Hippocampus-Pyramidenschicht über mehrere Wochen. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65228/65228fig04large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65228/65228fig05.jpg"> Abbildung 5: Repräsentative Histologie und Einfluss auf die Schädelentwicklung. Eine p20-Maus wurde, wie oben beschrieben, mit einem Mikroantrieb implantiert. Nach dem letzten Aufnahmetag auf p60 wurden an den Abtaststellen elektrolytische Läsionen erzeugt und das Gehirn mit 4%igem Paraformaldehyd perfundiert. Zur Identifizierung der Aufnahmestellen wurden 50 μm-Schnitte angefertigt. (A) Läsionen in CA1 und CA3 des Hippocampus. Die Pfeilspitze bezeichnet den CA3-Aufnahmeort; die Doppelpfeilspitze kennzeichnet die CA1-Aufnahmestelle. Maßstab: 0,5 mm. (B) Läsionen im bilateralen ACC. Die Pfeilspitzen bezeichnen die ACC-Aufnahmestellen. Maßstabsbalken: 0,5 mm. (C) Schädelgröße und Hirnmasse von p62-Mäusen, denen ein Mikroantrieb bei p20 (grau) und nicht implantierten Wurfgeschwistern (weiß) implantiert wurde. Der p-Wert des Wilcoxon-Rangsummentests wird für jede Messung angegeben. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65228/65228fig05large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>

In dieser Arbeit beschreiben wir ein Mikroantriebsdesign, ein chirurgisches Implantationsverfahren und eine postoperative Erholungsstrategie, die chronische Feld- und Einzelableitungen von mehreren Hirnregionen gleichzeitig bei juvenilen und heranwachsenden Mäusen über ein kritisches Entwicklungsfenster vom 20. postnatalen Tag (p20) bis zum 60. postnatalen Tag (p60) und darüber hinaus ermöglichen.

Ein leichtes Antriebsimplantat für chronische Tetrodenableitungen bei juvenilen Mäusen

In vivo electrophysiology provides unparalleled insight into the sub-second-level circuit dynamics of the intact brain and represents a method of ...

Wir sind daran interessiert zu verstehen, wie das Gehirn auf Netzwerkebene funktioniert. Diese Methode ist unser Versuch, die Entwicklung von Gehirnnetzwerken zu erforschen, um Entwicklungsveränderungen bei altersabhängigen Krankheiten wie Autismus, Schizophrenie oder bipolaren Störungen zu identifizieren. Die Siliziumsondentechnologie bietet eine einfachere und konsistentere Methode zur Aufzeichnung der Netzwerkaktivität in vivo.Trotzdem bieten chronische Tetra-Ableitungen einige Vorteile gegenüber Siliziumsonden, wie z.B. die gleichzeitige Aufzeichnung über eine breitere räumliche Verteilung von Hirnregionen. Chronische Ableitungen stellen aufgrund mehrerer Faktoren eine besondere Herausforderung für die In-vivo-Elektrophysiologie dar, darunter Gliose an den Ableitungsstellen, Bewegung der Ableitungsstelle im Laufe der Zeit oder Versagen der Anheftungsmethode. Unsere jüngste Arbeit zeigte, dass die Sweeps, die durch die Theta-Oszillation des Hippocampus während der aktiven Bewegung des Tieres etwa alle hundert Millisekunden kodiert werden, iterativ vorwärts gehen, wobei mögliche zukünftige Zustände prospektiv bewertet werden, und rückwärts, indem frühere Aktionen rückwärts bewertet werden.Die Durchführung dieser In-vivo-Ableitungen an juvenilen Mäusen stellt aufgrund der geringen Größe der Mäuse, ihrer relativen Schwäche und der mangelnden Entwicklung ihres Schädels mehrere technische Herausforderungen dar. Unsere Methodik überwindet diese Einschränkungen und ermöglicht es uns, die tägliche Aktivität auf Netzwerkebene im sich entwickelnden Mäusegehirn chronisch aufzuzeichnen. Neben der chronischen Aufzeichnung in juvenilen Mäusen ermöglicht uns unsere Methode die Aufzeichnung von bis zu 16 verschiedenen bilateralen Hirnregionen, unabhängig von der räumlichen Beziehung dieser Regionen.Diese Entwicklungen werden es uns ermöglichen, herauszufinden, wie Netzwerke eine funktionelle Kommunikation über Entwicklungen hinweg herstellen, sowohl im gesunden Gehirn als auch in Mausmodellen von neurologischen Entwicklungsstörungen wie Autismus-Spektrum-Störungen.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

In diesem Protokoll haben wir demonstrieren, wie man ein Mikro-Laufwerk-Array für chronische elektrophysiologischen Ableitungen in Ratten zu fabrizieren.

Micro-Drive-Array für chronische In vivo Recording: Drive Fabrication

In diesem Protokoll zeigen wir, wie in der Herstellung und dem Zustand Tetroden für die Verwendung mit einem Mikro-Laufwerk-Array, das für die chronische elektrophysiologischen Ableitungen in Ratten entworfen wurde. Darüber hinaus zeigen wir die Endphase der Mikro-Laufwerk-Array Konstruktion, die Installation Erdungskabel und eine schützende Membran enthält.

Micro-Drive-Array für chronische In vivo Recording: Tetrode Assembly

Das Design, die Fertigung und Montage von einer ultra-light motorisierten Microdrive beschrieben. Das Gerät bietet eine kostengünstige und einfach zu bedienende Lösung für chronische Aufnahmen von einzelnen Einheiten in kleinen verhaltenden Tier.

Konstruktion und Montage eines Ultra-light Motorisierte Microdrive für chronische Neural Recordings in Kleintiere

Die Konstruktion und Montage von Mikroantriebe für in vivo elektrophysiologischen Aufnahmen von Gehirn Signale von der Maus beschrieben. Durch das Anbringen Mikroelektroden Bundles robust fahrbare Träger erlauben diese Techniken für die langfristige und stabile neuronale Aufnahmen. Das leichte Design ermöglicht uneingeschränkte Verhaltensleistung durch das Tier folgende Laufwerk Implantation.

Bau Microdrive Arrays für chronische Neural Recordings in Awake benimmt Mäuse

Wir präsentieren den Bau einer 3D-druckbare Hyperdrive mit achtzehn unabhängig voneinander einstellbare Tetroden. Der Hyperdrive soll Hirnaktivität in frei Verhalten Ratten über einen Zeitraum von mehreren Wochen aufnehmen.

Bau eine verbesserte Multi-Tuberkuloseinfektion Hyperdrive für groß angelegte neuronalen Aufnahme in Ratten Verhalten

Dieses Protokoll beschreibt die Konstruktion eines Hybrid-Mikroantriebs-Arrays, das die Implantation von neun unabhängig einstellbaren Tetroden und einer einstellbaren Opto-Silizium-Sonde in zwei Hirnregionen in frei beweglichen Mäusen ermöglicht. Ebenfalls demonstriert ist eine Methode zur sicheren Wiederherstellung und Wiederverwendung der Opto-Silizium-Sonde für mehrere Zwecke.

Hybrid Microdrive System mit wiederherstellbarer Opto-Silikon-Sonde und Tetrode für Dual-Site High Density Recording in frei beweglichen Mäusen

Hier präsentieren wir ein einzigartiges, 3D-druckbares Implantat für Ratten namens TD Drive, das in der Lage ist, symmetrische, bilaterale Drahtelektrodenaufzeichnungen durchzuführen, derzeit in bis zu zehn verteilten Hirnbereichen gleichzeitig.

Der TD Drive: ein parametrisches Open-Source-Implantat für mehrflächige elektrophysiologische Aufzeichnungen bei sich verhaltenden und schlafenden Ratten

Hier stellen wir ein leichtes, kostengünstiges Sondenimplantatsystem für die chronische Elektrophysiologie bei Nagetieren vor, das für Benutzerfreundlichkeit, Sondenwiederherstellung, experimentelle Vielseitigkeit und Kompatibilität mit dem Verhalten optimiert ist.

Das DREAM-Implantat: ein leichtes, modulares und kostengünstiges Implantatsystem für die chronische Elektrophysiologie bei kopffesten und sich frei verhaltenden Mäusen

Die Herstellung von akuten Hirnschnitten aus isolierten hippocampi, sowie die gleichzeitige elektrophysiologischen Ableitungen von Astrozyten und Neuronen...

Dual-Elektrophysiologische Recordings synaptisch-evozierte astrogliale und neuronale Antworten in Acute Hippocampusschnitte

Wir beschreiben die Konstruktion und Montage von miniaturisierten Kopfhörer für den Ersatz ein Singvogel natürliche akustische Rückmeldung mit einem manipulierten akustisches Signal. Online Sound-Hardware wird verwendet, um Song-Ausgang zu manipulieren, stellen Echtzeit-Fehler in akustische Rückmeldung über den Kopfhörer, und fahren vocal motorisches Lernen.

Ein Leichtes, Kopfhörer-basierte System zur Manipulation Auditory Feedback in Songbirds

Erfahren Sie eine Methode zur chronischen Tetrodenableitung bei juvenilen Mäusen für Netzwerkstudien in der Entwicklungsneurobiologie. Diese Technik ermöglicht simultane Aufzeichnungen aus bis zu 16 bilateralen Hirnregionen.

Ein leichtes Antriebsimplantat für chronische Tetrodenableitungen bei juvenilen Mäusen

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