Name: Optimierung der Aufzucht keimfreier Wespen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-07-21T14:40:00.000+00:00
Duration: 5 min 39 s
Description: Erfahren Sie die optimierte Aufzucht keimfreier Nasonia-Wespen für Insekten-Mikrobiom-Forschung. Diese Methode verbessert die Überlebensraten von Larven zu Puppen erheblich und ermöglicht kontrollierte Studien zu Wirt-Mikroben-Interaktionen.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Finanzierung: Diese Arbeit wurde von der National Science Foundation of China (32270538), dem National Key R&D Program of China (2022YFF0710603), der Natural Science Foundation of Beijing (6222046) und der strategischen CAS-Finanzierung über das CAS-CSIRO-Förderprogramm (152111KYSB20210011) unterstützt, die an G.H.W. Autorenbeiträge: Alle Autoren entwickelten den Umfang und die Schwerpunkte der Rezension und trugen zum Schreiben des Manuskripts bei.

1. Aufbereitung von keimfreiemNasonia-Aufzuchtmedium 
<ol><li>Legen Sie die handelsüblichen L. sericata-Puppen (siehe Materialtabelle) auf eine Oberfläche, die alle Puppen aufnehmen kann, z. B. ein Tablett oder ein Blatt Papier. Entsorgen Sie unterentwickelte Larven, dunkle alte Puppen, leere Puppenschalen, Sägemehl oder andere Verunreinigungen. Behalten Sie nur junge, bräunlich-rot gefärbte Puppen und geben Sie sie in einen Becher (ca. 3.000-4.000 Puppen). HINWEIS: Nach vielen Experimenten wurde festgestellt, dass das aus den dunklen alten Puppen hergestellte Medium leicht dunkel wurde und die Entwicklung keimfreier Wespen stoppte. Dieses Phänomen trat bei der Verwendung der jungen bräunlich-roten Puppen zur Herstellung von Medium nicht auf. Der Grund dafür ist noch unklar und bedarf weiterer Untersuchungen, um ihn zu überprüfen.</li>
	<li>Geben Sie so viel deionisiertes Wasser in das Becherglas, dass die gesamte Oberfläche der Puppen bedeckt ist. Wickeln Sie die Öffnung des Bechers mit Alufolie oder Gaze ein, schütteln Sie den Becher, um die Verunreinigungen auf der Oberfläche der Puppen zu entfernen, und gießen Sie dann das Wasser aus. Wiederholen Sie dies drei- bis fünfmal.</li>
	<li>Legen Sie die gereinigten L. sericata-Puppen in den Filtertank einer Knoblauchpresse, drücken Sie sie fest aus und sammeln Sie die Gewebeflüssigkeit der L. sericata-Puppen in einem sterilen 50-ml-Zentrifugenröhrchen . Gießen Sie dann den Puppensatz aus und geben Sie neue Puppen in den Filtertank der Knoblauchpresse, bis alle ausgepresst sind. Anmerkungen: Im Vergleich zu dem von Wang et al.14 verwendeten Nadelextrusionsgerät ist die Knoblauchpresse bequemer und kann die interstitielle Flüssigkeit gründlicher trennen. Diese Weiterentwicklung legt den Grundstein für die großtechnische Produktion und Langzeitlagerung von NRM.</li>
	<li>Zentrifugieren Sie die Mischung bei 4 °C (25.000 x g) für 10 min. Nach der Zentrifugation wird das Gemisch von unten nach oben in drei Schichten getrennt: Sedimentschicht, Proteinschicht und Fettschicht (Abbildung 1).</li>
	<li>Um ein Verstopfen während der Filtration zu vermeiden, saugen Sie die Proteinschicht mit einer sterilen 18-G-Nadel ab und übertragen Sie sie in ein neues konisches 50-ml-Zentrifugenröhrchen aus sterilem Polypropylen.</li>
	<li>Fügen Sie dem Proteinextrakt handelsübliches flüssiges Drosophila-Medium (siehe Materialtabelle) im Verhältnis 1:1 hinzu. HINWEIS: Im Vergleich zu NRMv3 wurde zweckmäßiger kommerzialisiertes L. sericata als Wirts- und NRM-Rohstoff verwendet. Daher wurde das Nährstoffverhältnis von 1:2 auf 1:1 basierend auf NRMv3 angepasst, das für das Wachstum und die Entwicklung steriler Nasonia besser geeignet war (Abbildung 2).</li>
	<li>Filtern Sie das Mischmedium (Drosophila-Medium und Proteinextrakt aus L. sericata-Puppe ) mit einem Vakuumfiltrationssystem mit unterschiedlichen Porengrößen (8, 1,2, 0,8 und 0,45 μm; siehe Materialtabelle), um Partikel unterschiedlicher Größe zu entfernen. Um Verstopfungen zu vermeiden, wechseln Sie das Filterpapier, wenn sich der Durchfluss verlangsamt. HINWEIS: Für jede Filtration ist die Verwendung eines neuen sterilen 50-ml-Zentrifugenröhrchens erforderlich.</li>
	<li>Zentrifugieren Sie die Flüssigkeit erneut bei 4 °C (15.000 x g) für 10 min und sterilisieren Sie das überstehende Medium durch einen 0,22 μm Spritzenvorsatzfilter. Wiederholen Sie die obigen Schritte einmal.</li>
	<li>Lagern Sie das Nährmedium nach der Aliquotierung bei -20 °C (Abbildung 3A) zur Langzeitlagerung. Anmerkungen: Um eine Kontamination und wiederholtes Einfrieren und Auftauen zu vermeiden, wird empfohlen, jedes Röhrchen NRM nur einmal zu öffnen, wenn das Nährmedium nach dem Verpacken verwendet wird (Abbildung 3A).</li>
</ol>2. Keimfreie Eizellentnahme
<ol><li>Um ein stabiles Verhältnis von Männchen zu Weibchen bei den Nachkommen zu gewährleisten, werden die Puppen während des Puppenstadiums in einem Verhältnis von 50 Weibchen zu 15 Männchen in ein Drosophila-Fläschchen gegeben, da sie haploide genetische Merkmale aufweisen (Männchen entwickeln sich aus haploiden Zellen, während Weibchen sich aus diploiden Zellen entwickeln, die aus befruchteten Eiern hervorgehen)4,15.<ol><li>Lassen Sie die Männchen und Weibchen nach dem Schlüpfen zu erwachsenen Tieren 1,5 Tage lang paaren und geben Sie dann etwa 40 L. sericata-Puppen in die Durchstechflasche. Innerhalb von 12-24 Stunden nach der Parasitierung wird mit einer sterilen Präpariernadel vorsichtig ein Ende der Puppenschale unter einem Stereomikroskop geöffnet (Abbildung 4).</li>
		<li>Halten Sie das andere Ende mit der Hand und finden Sie die Wespenembryonen. Verwenden Sie eine Präpariernadel, um Embryonen von der Oberfläche des Puppengewebes von L. sericata in ein steriles Zellsieb mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) zu übertragen14. HINWEIS: Ältere L. sericata-Puppen sollten bei Parasitismus verwendet werden, da das trockene Puppengewebe von L. sericata leichter zu übertragen ist. Um einen reibungslosen Transfer der Eier von der Gewebeoberfläche der L. sericata-Puppe zu gewährleisten, achten Sie darauf, das Gewebe nicht zu punktieren, wenn die Präpariernadel die Puppenhülle öffnet, damit die interstitielle Flüssigkeit nicht herausfließt.</li>
	</ol></li>
	<li>Legen Sie 20-30 Embryonen auf ein Zellsieb und waschen Sie sie gleichmäßig mit 1.000 μl 10%iger handelsüblicher Natriumhypochloritlösung (siehe Materialtabelle), gefolgt von einer weiteren Wäsche mit 1.000 μl 1x sterilem PBS. Anschließend einmal mit 1.000 μl 70%iger Ethanollösung waschen und dreimal mit 1.000 μl 1x sterilem PBS waschen.</li>
	<li>Legen Sie zunächst eine mit 1x PBS vorbenetzte Polypropylen-Gitterbahn mit 5 mm Durchmesser (siehe Materialtabelle) in eine 24-Well-Platte. Bürsten Sie dann mit einer sterilisierten kleinen Bürste die Wespenembryonen auf dem Zellsieb vorsichtig auf die Polypropylen-Netzplatte. Dies kann für alle vier Wells in einer vertikalen Spalte der 24-Well-Platte erfolgen.</li>
</ol>3. Keimfreie Wespenaufzucht
<ol><li>Geben Sie 50 μl NRM in jede Vertiefung in einer Laminar-Flow-Haube. Um eine feuchte Umgebung für das Wachstum aufrechtzuerhalten, fügen Sie 1 ml steriles Wasser zwischen jede Vertiefung in der 24-Well-Platte hinzu. Ein kleiner Becher mit 30 ml sterilem Wasser kann auch in die sterile 5-Liter-Kunststoffbox mit der 24-Well-Platte gegeben werden.<ol><li>Bewahren Sie die sterile Kunststoffbox und die 24-Well-Platte während des gesamten Experiments in einer Klimakammer bei einer konstanten Temperatur von 25 ± 2 °C und unter konstantem Licht auf.</li>
	</ol></li>
	<li>Vor dem täglichen Übertragen und Hinzufügen von NRM tauen Sie das gefrorene NRM auf einer Laminar-Flow-Bank auf. Verwenden Sie in einer sterilen Umgebung eine mit Alkohol desinfizierte Pinzette, um das Polypropylennetz mit den Larven von einer Vertiefung in eine andere zu übertragen. Zum Schluss werden 50 μl NRM hinzugefügt, das auf Raumtemperatur ausgeglichen wurde (Abbildung 3B). Wiederholen Sie die oben genannten Vorgänge jeden Tag, bis die Puppen beobachtet werden. HINWEIS: Mit der Entwicklung von Wespen sollte die Menge an NRM entsprechend erhöht werden, um sicherzustellen, dass die keimfreien Wespen ausreichend Nahrung erhalten. So wurden beispielsweise die Larven im vierten Stadium mit 60 bis 70 μL NRM versorgt. Da verschiedene Entwicklungsstadien im selben Brunnen nebeneinander existieren können, verwenden Sie eine sterilisierte Bürste, um die Puppen zu übertragen. Fügen Sie den restlichen Larven eine kleine Menge NRM hinzu. Verwenden Sie aseptische Techniken, um das Eindringen von Mikroorganismen und die Verschmutzung zu vermeiden.</li>
	<li>Nach 9 bis 11 Tagen Fütterung entwickeln sich mehr als 80% der Larven zu weißen oder gelben Puppen. Bewegen Sie den Filter zu diesem Zeitpunkt in eine Clean-Well-Platte und hören Sie auf, Nährmedium hinzuzufügen, um auf die Eklosion zu warten.</li>
</ol>

Aufzucht keimfreier Nasonia-Wespen

<ol><li>Diviccaro, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exploring+the+impact+of+the+microbiome+on+neuroactive+steroid+levels+in+germ-free+animals%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Molecular+Sciences%22%5BJournal%5D)">Exploring the impact of the microbiome on neuroactive steroid levels in germ-free animals.</a> International Journal of Molecular Sciences. 22 (22), 12551(2021).</li>
<li>Pang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inter-species+transplantation+of+gut+microbiota+from+human+to+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22The+ISME+Journal%22%5BJournal%5D)">Inter-species transplantation of gut microbiota from human to pigs.</a> The ISME Journal. 1 (2), 156-162 (2007).</li>
<li>Uzbay, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Germ-free+animal+experiments+in+the+gut+microbiota+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Germ-free animal experiments in the gut microbiota studies.</a> Current Opinion in Pharmacology. 49, 6-10 (2019).</li>
<li>Zhu, Z., Liu, Y., Hu, H., Wang, G. -H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nasonia-microbiome+associations%3A+a+model+for+evolutionary+hologenomics+research%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Parasitology%22%5BJournal%5D)">Nasonia-microbiome associations: a model for evolutionary hologenomics research.</a> Trends in Parasitology. 39 (2), 101-112 (2022).</li>
<li>Li, J., Wei, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishment+of+an+efficient+germ-free+animal+system+to+support+functional+microbiome+research%5BTitle%5D)+AND+%22Science+China+Life+Sciences%22%5BJournal%5D)">Establishment of an efficient germ-free animal system to support functional microbiome research.</a> Science China Life Sciences. 62 (10), 1400-1403 (2019).</li>
<li>Wang, G. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+microbiome+confer+multigenerational+host+resistance+after+sub-toxic+pesticide+exposure%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Host+Microbe%22%5BJournal%5D)">Changes in microbiome confer multigenerational host resistance after sub-toxic pesticide exposure.</a> Cell Host Microbe. 27 (2), 213-224 (2020).</li>
<li>Wang, G. H., Dittmer, J., Douglas, B., Huang, L., Brucker, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coadaptation+between+host+genome+and+microbiome+under+long-term+xenobiotic-induced+selection%5BTitle%5D)+AND+%22Science+Advances%22%5BJournal%5D)">Coadaptation between host genome and microbiome under long-term xenobiotic-induced selection.</a> Science Advances. 7 (19), (2021).</li>
<li>Dittmer, J., Brucker, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((When+your+host+shuts+down%3A+larval+diapause+impacts+host-microbiome+interactions+in+Nasonia+vitripennis%5BTitle%5D)+AND+%22Microbiome%22%5BJournal%5D)">When your host shuts down: larval diapause impacts host-microbiome interactions in Nasonia vitripennis.</a> Microbiome. 9 (1), 85(2021).</li>
<li>Dittmer, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Disentangling+a+holobiont-recent+advances+and+perspectives+in+Nasonia+wasps%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Disentangling a holobiont-recent advances and perspectives in Nasonia wasps.</a> Frontiers in Microbiology. 7, 1478(2016).</li>
<li>Brooks, A. W., Kohl, K. D., Brucker, R. M., van Opstal, E. J., Bordenstein, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phylosymbiosis%3A+relationships+and+functional+effects+of+microbial+communities+across+host+evolutionary+history%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biology%22%5BJournal%5D)">Phylosymbiosis: relationships and functional effects of microbial communities across host evolutionary history.</a> PLoS Biology. 14 (11), e2000225(2016).</li>
<li>Heavner, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Partial+venom+gland+transcriptome+of+a+Drosophila+parasitoid+wasp%2C+Leptopilina+heterotoma%2C+reveals+novel+and+shared+bioactive+profiles+with+stinging+Hymenoptera%5BTitle%5D)+AND+%22Gene%22%5BJournal%5D)">Partial venom gland transcriptome of a Drosophila parasitoid wasp, Leptopilina heterotoma, reveals novel and shared bioactive profiles with stinging Hymenoptera.</a> Gene. 526 (2), 195-204 (2013).</li>
<li>Brucker, R. M., Bordenstein, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+cultivation+of+the+hymenoptera+genetic+model%2C+Nasonia%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">In vitro cultivation of the hymenoptera genetic model, Nasonia.</a> PLoS One. 7 (12), e51269(2012).</li>
<li>Shropshire, J. D., van Opstal, E. J., Bordenstein, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+optimized+approach+to+germ-free+rearing+in+the+jewel+wasp+Nasonia%5BTitle%5D)+AND+%22PeerJ%22%5BJournal%5D)">An optimized approach to germ-free rearing in the jewel wasp Nasonia.</a> PeerJ. 4, e2316(2016).</li>
<li>Wang, G. H., Brucker, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+optimized+method+for+Nasonia+germ-free+rearing%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">An optimized method for Nasonia germ-free rearing.</a> Scientific Reports. 12 (1), 219(2022).</li>
<li>Brucker, R. M., Bordenstein, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+hologenomic+basis+of+speciation%3A+gut+bacteria+cause+hybrid+lethality+in+the+genus+Nasonia%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">The hologenomic basis of speciation: gut bacteria cause hybrid lethality in the genus Nasonia.</a> Science. 341 (6146), 667-669 (2013).</li>
<li>Fontaine, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((How+free+of+germs+is+germ-free%3F+Detection+of+bacterial+contamination+in+a+germ+free+mouse+unit%5BTitle%5D)+AND+%22Gut+Microbes%22%5BJournal%5D)">How free of germs is germ-free? Detection of bacterial contamination in a germ free mouse unit.</a> Gut Microbes. 6 (4), 225-233 (2015).</li>
<li>Mazmanian, S. K., Liu, C. H., Tzianabos, A. O., Kasper, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+immunomodulatory+molecule+of+symbiotic+bacteria+directs+maturation+of+the+host+immune+system%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">An immunomodulatory molecule of symbiotic bacteria directs maturation of the host immune system.</a> Cell. 122 (1), 107-118 (2005).</li>
<li>Weersma, R. K., Zhernakova, A., Fu, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interaction+between+drugs+and+the+gut+microbiome%5BTitle%5D)+AND+%22Gut%22%5BJournal%5D)">Interaction between drugs and the gut microbiome.</a> Gut. 69 (8), 1510-1519 (2020).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Mit der Anwendung von Hochdurchsatz-Nachweistechnologien wie Genomik und Metabolomik haben Forscher allmählich erkannt, dass es in der Darmmikrobiota eine enorme genetische Vielfalt und metabolische Komplexität gibt16. Diese symbiotischen Bakterien stehen in engem Zusammenhang mit verschiedenen physiologischen oder pathologischen Zuständen wie dem Ernährungsstoffwechsel des Wirts, Tumoren, Immunität und Alterung durch komplexe Interaktionen mit dem Wirt17. Die Erforschung d...

Keimfreie Tiere sind Tiere, die keine nachweisbaren lebenden Mikroorganismen und Parasitenaufweisen 1. Keimfreie Embryonen können gewonnen werden, indem die Mutter unter aseptischen Bedingungen präpariert und anschließend in Barrieresystemen aufgezogen wird2. Solche Tiere können verwendet werden, um die Auswirkungen von Mikroorganismen auf Tiere zu untersuchen, z. B. auf die Darmmikrobiota, das Immunsystem und den Stoffwechsel1. Mit bestimmten technischen Mitteln können viele Insekten und sogar Säugetiere unfruchtbar gemacht werden 3,4. Keimfreie Tiere spielen eine einzigartige Rolle und werden in verschiedenen Aspekten der mikrobiologischen Forschung eingesetzt5. So hat beispielsweise der Einsatz von keimfreien Nasonia-Wespen gezeigt, dass Mikroorganismen Wirten helfen können, sich unter langfristigem exogenem Umweltstress an neue Umgebungen anzupassen 6,7.
Nasonia-Parasitoide sind kleine Schlupfwespen, die ihre Eier in die Puppen von Fliegen injizieren4. Es gibt vier bekannte Arten von Nasonia, darunter Nasonia vitripennis, Nasonia longicornis, Nasonia giraulti und Nasonia oneida8. N. vitripennis kommt weltweit vor, während die anderen drei Arten nur begrenzte Verbreitungsgebiete in Nordamerika haben4. Nasonia-Schlupfwespen gelten aufgrund ihrer Eigenschaften wie einfache Kultivierung, kurzer Fortpflanzungszyklus, sequenziertes Genom und Langzeitdiapause als ideale Modellinsekten 8,9. Sie können verwendet werden, um verschiedene Aspekte der Evolution, Genetik, Entwicklung, des Verhaltens und der Symbiose von Insekten zu untersuchen10. Darüber hinaus können Nasonia-Schlupfwespen auch dazu beitragen, schädliche Fliegen in der Landwirtschaft und Krankheiten zu bekämpfen11. Die erfolgreiche Etablierung eines sterilen Insektensystems umfasst zwei Hauptschritte: (1) die Sterilisation der Embryonen und (2) die Versorgung der Larven mit steriler Nahrung in vitro. Um steriles Futter zu erhalten, entwickelten Brucker und Bordenstein 12 im Jahr 2012 das Nasonia-Aufzuchtmedium (NRMv1), indem sie Chemikalien wie Antibiotika, Bleichmittel und fötales Kälberserum einsetzten, um Bakterien abzutöten12. Die chemische Sterilisationsmethode führte jedoch zu niedrigen Überlebens- und Eklosionsraten von N. vitripennis13. Im Jahr 2016 entwickelten Shropshire et al. dann NRMv2, indem sie eine Filtersterilisationsmethode anstelle einer chemischen Sterilisationsmethode verwendeten, um die Gefahren von Antibiotika und anderen Substanzen zu eliminieren, und optimierten den Züchtungsprozess13. Leider hat diese Methode immer noch einige Nachteile, wie z. B. die Herausforderungen, die mit der Vorbereitung und Verwendung des Mediums verbunden sind, sowie die Risiken des Ertrinkens, der Unterernährung oder der Dehydrierung für die Embryonen, Larven und geschlossenen Puppen14. Wang und Brucker14 haben kürzlich die Protokolle Nasonia Aufzuchtmedien Version 3 (NRMv3) und die keimfreie Aufzucht Version 2 (GFRv2) verbessert. Diese Verbesserungen reduzierten die Kosten und den Medienverbrauch. Der NRMv3 hat jedoch eine sehr kurze Lagerzeit und ist sehr anfällig für Verunreinigungen.
Aufbauend auf NRMv3 wurden in dieser Studie die Lagerungsmethode und das Nährstoffverhältnis des NRM-Präparationswerkzeugs optimiert. Diese methodische Verfeinerung ermöglicht es, N. vitripennis als Modell für Mikrobiomstudien zu verwenden. Im Vergleich zu dem von Wang et al.14 entwickelten NRMv3 verbessert das verbesserte Werkzeug zum Auspressen von Sarcophaga bullata-Puppen, einem der NRM-Rohstoffe, die Produktionseffizienz von S. bullata-Puppengewebeflüssigkeit im Vergleich zu der von Wang et al.14 verwendeten 60-ml-Spritze mit einem Bodenloch erheblich. Wir passten das Nährstoffverhältnis von NRM an, was zu einer gewissen Erhöhung der Überlebensrate von keimfreien Nasonia-Wespen führte, ohne ihre Entwicklungszeit zu beeinträchtigen. Darüber hinaus wurde das NRM in Zentrifugenröhrchen mit kleinem Fassungsvermögen (1,5 ml) verpackt und in einem Kühlschrank bei -20 °C eingefroren, um die Lagerzeit zu verlängern. Es ist erwähnenswert, dass wir zwar die Stubenfliege Lucilia sericata als Wirt und Quelle für die NRM-Präparation verwendet haben, dieses Protokoll jedoch wahrscheinlich für andere Nasonia-Wirte, die im Labor verfügbar sind, angepasst werden kann.

<table><tbody><tr><td>0.22 Steriler Vakuumfilter</td><td>NEST</td><td>331011</td><td></td></tr><tr><td>10% NatriumHypochlorit</td><td>LIRCON</td><td>XB-84BS-1</td><td></td></tr><tr><td>1x PBS-Lösung</td><td>Solarbio</td><td>P1020</td><td></td></tr><tr><td>200 Mesh Nylonnetz</td><td>BIOBYING</td><td>BY-378Z</td><td></td></tr><tr><td>24 Well-Platte</td><td>NEST</td><td>702001</td><td></td></tr><tr><td>8, 1.2, 0.8 und 0.45 &#181; m Filter</td><td>Shanghai Xingya Reinigung Material Fabrik</td><td>HN-AA-JT-10079</td><td></td></tr><tr><td>Absoluter Ethylalkohol</td><td>Macklin</td><td>E809057-500ml</td><td></td></tr><tr><td>Zellsieb</td><td>BIOLOGIX</td><td>15-1100</td><td></td></tr><tr><td>Kommerzielle Drosophila Medium</td><td>Boer</td><td>B645446-500ml</td><td></td></tr><tr><td>Präpariernadel</td><td>Bioroyee</td><td>17-9140</td><td></td></tr><tr><td>Knoblauchpresse</td><td>Taobao</td><td>Keine Katalognummern</td><td>Kauf auf Taobao</td></tr><tr><td>Lucillia sericata Puppen</td><td>Hefei Dayuan Biotechnology Co., Ltd.</td><td>Keine Katalognummern</td><td>Kaufen auf Taobao</td></tr><tr><td>Kleine Schreibbürste</td><td>Cestidur</td><td>BL0508</td><td></td></tr><tr><td>Stereoskop</td><td>SOPTOP</td><td>RX50</td><td></td></tr><tr><td>Pinzette</td><td>SALMART</td><td>A109001-56</td><td></td></tr></tbody></table>

optimierung der aufzucht keimfreier wespen

Optimizing the Rearing Procedure of Germ-Free Wasps

Die aseptische Aufzuchttechnologie ist eine Methode zur Kultivierung von Insekten unter sterilen oder nahezu sterilen Bedingungen, die den Einfluss externer Mikroorganismen auf die Insektenmikrobiota effektiv eliminieren und so die schnelle Entwicklung der Insektenmikrobiota-Forschung fördern kann. Nasonia (Wespengattung) ist ein parasitäres Wespeninsekt, das viele Vorteile hat, wie z.B. eine kurze Lebensdauer, hohe genetische Variation, einfache Bedienung usw., und als Insektenmodellsystem weit verbreitet ist. Im Gegensatz zur Antibiotikabehandlung, die nur die Anzahl der Mikroorganismen bei Tieren reduzieren kann, können aseptische Aufzuchttechniken sowohl die Zusammensetzung als auch die Menge der Mikroorganismen in Tieren kontrollieren, was die Untersuchung von Wirt-Mikroben-Interaktionen weiter erleichtert. Frühere Versionen des Nasonia-Aufzuchtmediums (NRM) weisen jedoch einige Mängel und Probleme auf, wie z. B. einen komplexen und zeitaufwändigen Zubereitungsprozess, eine leichte Kontamination durch Bakterien oder Pilze und eine kurze Lagerzeit. Daher löst diese Studie diese Probleme, indem sie die im NRM-Vorbereitungsprozess verwendeten Werkzeuge, die Lagerbedingungen und die Komponentenverhältnisse optimiert. Das optimierte Medium könnte eine Lagerung bei -20 °C für mindestens 3 Monate ermöglichen und die Möglichkeit einer NRM-Kontamination bei der Fütterung steriler Wespen ausschließen. Dies verbessert die Überlebensrate und das Gesundheitsniveau von aseptischem Nasonia weiter, was wichtig ist, um Nasonia als Modell für die mikrobielle Forschung zu nutzen.

Die Präparationseffizienz von NRM wurde durch die Verbesserung der Präparationswerkzeuge erheblich verbessert. Darüber hinaus wurde das Problem der NRM-Verschmutzung im Fütterungsprozess durch die Optimierung der Strategie und der Konservierungsmethode beseitigt. Gleichzeitig hatte die adjustierte NRM ein geeigneteres Nährstoffverhältnis für das Wachstum und die Entwicklung keimfreier Wespen mit L. sericata als Wirt. Die Überlebensrate keimfreier Wespen von der Larve bis zur Puppe war im Vergleich zu keimfreien ...

Nasonia-Wespenembryonen wurden nach 12-24 h Parasitierung von Lucillia sericata-Puppen präpariert und mit Alkohol und 10%iger Natriumhypochloritlösung gewaschen, um keimfreie Embryonen zu erhalten. Nach der Aufzucht der keimfreien Embryonen und der Versorgung mit Nasonia-Aufzuchtmedium zum Wachsen und Entwickeln in vitro wurden keimfreie Nasonia-Imagines erhalten.

Optimierung der Aufzucht keimfreier Wespen

Aseptic rearing technology is a method of culturing insects under sterile or almost sterile conditions, which can effectively eliminate the influence of ...

Unsere Forschung konzentriert sich auf die Untersuchung von Insekten-Mikrobiota-Interaktionen, insbesondere auf die Auswirkungen dieser symbiotischen Bakterien und die Erforschung der Dynamik von Wirt-Mikroben-Beziehungen. Die keimfreie Nasonia ist ein wesentliches Werkzeug für die Durchführung dieser Forschung. Die aktuelle Forschung nutzt Technologien wie Hochdurchsatz-Sequenzierung, keimfreie Insektenaufzucht, Transkriptoptomik, Proteomik und fortschrittliche Mikroskope.Dieses Werkzeug ermöglicht eine umfassende Analyse und Virtualisierung der Insekten-Mikroben-Wirts-Interaktion, um unser Verständnis dieses Feldes zu verbessern. Das optimierte Verfahren zur Aufbereitung des Nasonia-Aufzuchtmediums bietet wirtschaftliche Vorteile und spart Zeit und Aufwand. Darüber hinaus reduziert es effektiv das Risiko einer NRM-Kontamination während des Fütterungsprozesses und verbessert die Effizienz der Herstellung von aseptischem Nasonia erheblich

optimizing-the-rearing-procedure-of-germ-free-wasps

Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Parasitoiden (parasitäre) Wespen stellen eine große Klasse von natürlichen Feinde vieler Insekten...

Eine Einführung in die parasitischen Wespen<em&gt; Drosophila</em&gt; Und die antiparasitäre Immune Response

Aedes Aegypti Moskitos mit Wolbachia infiziert werden in natürlichen Populationen zu unterdrücken, die Übertragung von Arboviren freigesetzt. Wir beschreiben Methoden nach hinten Ae. Aegypti mit Wolbachia Infektionen im Labor für Experimente und Feld Freigabe, Vorsichtsmaßnahmen zum Labor Anpassung und Auswahl zu minimieren.

Pflege, Aedes Aegypti Moskitos mit Wolbachia infizierte

Mikroinjektion von Nasonia Vitripennis Embryonen ist eine wesentliche Methode zur Erzeugung von erblichen Genom Modifikationen. Hier beschrieben, ist eine detaillierte Anleitung für die Mikroinjektion und Transplantation von Nasonia Vitripennis Embryonen, die zukünftige Genom Manipulation in diesem Organismus erheblich erleichtern wird.

Embryo Mikroinjektion und Transplantation Technik für Nasonia Vitripennis Genom Manipulation

Hier präsentieren wir Protokolle für sammeln und microinjecting precellular westlichen Mais Maiswurzelbohrer Embryonen zum Zwecke der Ausführung der funktionellen Genomik Assays wie Keimbahn Transformation und CRISPR/Cas9-Genom-Bearbeitung.

Mikroinjektion der westliche Maiswurzelbohrer Diabrotica Virgifera Virgifera, Embryonen für die Keimbahn Transformation oder CRISPR/Cas9 Genom-Bearbeitung

Das übergeordnete Ziel dieser Verfahren ist aufzubauen, zu pflegen und aktualisieren eine Gefangenschaft Bevölkerung von Eristalis Tenax inmitten der Forschung.

Aufzucht und langfristige Wartung von Schwebfliegen Eristalis Tenax für Forschungsstudien

Fungizid-Sprays auf Blütenpflanzen können solitäre Bienen gegenüber hohen Konzentrationen von Pollen getragen Fungizid Rückstände aussetzen. Mit Labor-basierten Experimente mit in-Vitro-gezüchteten Bienenlarven, diese Studie untersucht die Wechselwirkungen des Verzehrs von Fungizid behandelt Pollen aus Host und nicht-Host Pflanzen gewonnen.

In-vitro- Aufzucht von Solitärbienen: ein Werkzeug für die Beurteilung der Larven Risikofaktoren

Hier beschreiben wir zwei Protokolle: Erstens, um große Mengen von nicht umhüllten Viruspartikeln der Honigbiene zu vermehren, zu extrahieren, zu reinigen und zu quantifizieren, einschließlich einer Methode zur Entfernung von Honigbienenpuppen, und zweitens, um die Auswirkungen einer Virusinfektion mit einem hochgradig wiederholbaren Käfigbioassay mit hohem Durchsatz zu testen.

Herstellung von virusangereichertem Inokulum zur oralen Infektion von Honigbienen (Apis mellifera)

Hier beschreiben wir Methoden für effiziente Puppen- und Erwachseneninjektionen in Nasonia vitripennis als zugängliche Alternativen zur Embryo-Mikroinjektion, die eine funktionelle Analyse von Genen von Interesse entweder mit RNA-Silencing über RNA-Interferenz (RNAi) oder Gen-Knockout durch CRISPR/Cas9-Genom-Editing ermöglichen.

Puppen- und Erwachseneninjektionen zur RNAi- und CRISPR-Genbearbeitung bei Nasonia vitripennis

Ganaspis brasiliensis - ein Larvenparasitoid von Drosophila suzukii (ein globaler invasiver Obstkulturpest) - wurde zur biologischen Bekämpfung dieses Schädlings in Europa und den Vereinigten Staaten zugelassen oder wird für die Einführung in Europa und die Vereinigten Staaten in Betracht gezogen. Dieser Artikel enthält Protokolle für die Aufzucht dieses parasitoiden Parasitoids in kleinem und großem Maßstab.

Methoden zur Aufzucht des parasitoiden Ganaspis brasiliensis, einem vielversprechenden biologischen Bekämpfungsmittel für die invasive Drosophila suzukii

Ziel dieses Protokolls ist es, die funktionelle Analyse der Parasitoid-Wirt-Interaktionen bei Asobara japonica und Drosophila melanogaster zu erleichtern. Durch optimierte Aufzuchtmethoden, einen Infektionstest mit einer einzelnen Eiablage und RNAi-vermittelte Gen-Knockdown.

Protokolle für effiziente Aufzucht und funktionelle Analyse der endoparasitoiden Wespe Asobara japonica und ihres Wirts Drosophila melanogaster

Erfahren Sie die optimierte Aufzucht keimfreier Nasonia-Wespen für Insekten-Mikrobiom-Forschung. Diese Methode verbessert die Überlebensraten von Larven zu Puppen erheblich und ermöglicht kontrollierte Studien zu Wirt-Mikroben-Interaktionen.

Optimierung der Aufzucht keimfreier Wespen

Weitere Videos entdecken