Name: Handhabungs- und Markierungstechniken für die Implantation von juvenilem Maifisch mit einem neuen akustischen Mikrotransmitter (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-06-14T12:40:00.000+00:00
Duration: 9 min 1 s
Description: Erfahren Sie die optimale Handhabung und Implantation eines akustischen Mikrotransmitters bei juvenilem Maifisch. Diese Methode minimiert Stress und maximiert die Überlebensrate für Feldstudien.

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Diese Studie wurde vom Water Power Technologies Office des US-Energieministeriums (DOE) finanziert. Die Laborstudien wurden am PNNL durchgeführt, das von Battelle für das DOE unter dem Vertrag DE-AC05-76RL01830 betrieben wird. Die Autoren danken Dana McCoskey und Tim Welch vom DOE, Eric Francavilla, Ryan Harnish, Huidong Li, Stephanie Liss, Brian Mason, Megan Nims, Brett Pflugrath und Ashlynn Tate von PNNL für ihre Unterstützung bei der Studie und dem Manuskript sowie dem U.S. Army Corps of Engineers und der Pacific States Marine Fisheries Commission für ihre Hilfe beim Sammeln des jungen Maifisches.

PNNL ist von der Association for Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care akkreditiert. Amerikanische Maifische wurden in Übereinstimmung mit den Bundesrichtlinien für die Pflege und Verwendung von Labortierenbehandelt 11, und die Protokolle für unsere Studie wurden in Übereinstimmung mit dem Institutional Animal Care and Use Committee von PNNL durchgeführt und von diesem genehmigt.
1. Vorbereitung eines Bergetanks nach der Kennzeichnung
<ol><li>Wenn Brackwasser (7,5 ppt) nicht ohne weiteres verfügbar ist, verwenden Sie ein statisches System zum Halten von Maifischen mit ordnungsgemäßer Belüftung und Zirkulation für 1-2 Tage vor der Freisetzung (Abbildung 1).</li>
	<li>Installieren Sie in einem statischen, runden Tank ein Lufthebesystem, um für Belüftung zu sorgen. Schließen Sie ein PVC-Rohr so an die Seite des Tanks an, dass sich oben ein T-Stück befindet, ein weiteres T-Stück in der Nähe der Mitte und eine abgeschirmte Armatur auf den Boden des Rohrs geschraubt wird.</li>
	<li>Schließen Sie als Nächstes einen Ausströmer an eine Druckluftleitung an und platzieren Sie den Ausströmer am Boden des Rohrs in der Nähe des Siebs. Anmerkungen: Das Sieb verhindert, dass Fische in das Lufthebesystem schwimmen.</li>
	<li>Füllen Sie den Tank mit frischem Wasser, bis die Austrittsöffnung (mittleres PVC-T-Stück) der Luftbrücke etwa zur Hälfte untergetaucht ist. Drehen Sie dann das Wasser ab.<ol><li>Schalten Sie als Nächstes die Luftzufuhr ein und erhöhen Sie sie, bis das belüftete Wasser, das aus dem Anschluss austritt, eine gerichtete Strömung erzeugt, an der sich die Fische orientieren können.</li>
	</ol></li>
	<li>Fügen Sie handelsübliches Meersalz hinzu, um eine 7,5 ppt Brackwasserlösung herzustellen, und rühren Sie, bis sie sich aufgelöst hat.</li>
</ol>2. Herstellung von Salzwasserfisch-Quelleimer und Salzwasser-Anästhesielösung
<ol><li>Messen Sie 7,5 g Meersalz pro 0,5 l Wasser ab und lösen Sie es in einem Eimer auf. HINWEIS: In Schritt 3.5 wird eine gleiche Menge Süßwasser, das den Maifisch enthält, zugegeben, um eine Endkonzentration von 7,5 ppt zu erreichen.</li>
	<li>In einem anderen Eimer 7,5 g Meersalz pro Liter Wasser abmessen und auflösen.<ol><li>Fügen Sie 120 mg Tricain-Methansulfonat (MS-222) hinzu, gepuffert mit 120 mg Natriumbicarbonat pro Liter Salzwasser.</li>
		<li>Fügen Sie den Anästhesieeimern zusätzliche Luft hinzu.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Sammlung von Maifischen mit einem Wasser-Wasser-Transfer in Brackwasser
<ol><li>Füllen Sie einen anderen Eimer teilweise mit frischem Wasser und stellen Sie ihn seitlich in den Quelltank mit Vormarkierung.</li>
	<li>Verwenden Sie ein Netz oder eine Hand, um den Shad vorsichtig zum Schwimmen in den Eimer zu führen.</li>
	<li>Sobald sich eine angemessene Anzahl Fische im Eimer befindet, drehen Sie den Eimer aufrecht und sichern Sie ihn mit einem perforierten Deckel.</li>
	<li>Gießen Sie überschüssiges Wasser durch den Deckel aus und halten Sie den Fisch in der Zielmenge Süßwasser (d. h. die Hälfte des Volumens des letzten 7,5 ppt Salzwasserquelleneimers).</li>
	<li>Gießen Sie den Maifisch und das Süßwasser vorsichtig in den in Schritt 2.1 vorbereiteten Salzwasserquelleneimer. HINWEIS: Der endgültige Salzgehalt beträgt 7,5 ppt.</li>
	<li>Versorgen Sie den Fischquelleimer mit einer Aquarienluftpumpe und einem Ausströmerstein mit zusätzlicher Luft, um den gelösten Sauerstoff auf einem akzeptablen Niveau zu halten (>90 % Sättigung ist ideal).</li>
</ol>4. Implantation eines akustischen Senders in einen Maifisch
<ol><li>Transmitter 20 Minuten lang in 70%igem Ethanol desinfizieren und vor Gebrauch mit sterilem Wasser abspülen.</li>
	<li>Mit einem Tauchnetz mit glatten, extrafeinen Maschen (~0,4 mm) einen Fisch aus dem Quelleimer in den Betäubungseimer einnetzen. Der Shad sollte in ~2-3 min das Gleichgewicht und die Wirbelsäulenreflexe verlieren, abhängig von der Wassertemperatur und anderen Wasserqualitätsparametern.</li>
	<li>Sobald der Fisch vollständig betäubtist, legen Sie ihn mit einer behandschuhten Hand vorsichtig auf ein nasses Messbrett, um seine Länge zu erhalten.</li>
	<li>Bringen Sie den Fisch in ein mit Wasser gefülltes Waagschiff auf einer tarierten Waage, um sein Gewicht zu erhalten.</li>
	<li>Zeichnen Sie Länge und Gewicht, den akustischen Tag-Code und alle Kommentare zum Zustand des Fisches vor dem Markieren auf, wie z. B. Schuppenverlust oder Blutungen.</li>
	<li>Legen Sie den Fisch in einen mit betäubendem Salzwasser gefüllten Transferbehälter und geben Sie ihn zusammen mit dem akustischen Sender an den Fischchirurgen ab.</li>
	<li>Legen Sie den Fisch mit der linken Seite nach unten auf ein nasses, wasserabweisendes Schaumstoffpolster, das mit einer V-Nut vorbereitet ist (Abbildung 2A). HINWEIS: Die V-Nut verhindert, dass der Fisch während des Eingriffs zu stark rutscht, und lässt Wasser um das Maul des Fisches herum sammeln, damit er aktiv Wasser über seine Kiemen ziehen kann.</li>
	<li>Versorgen Sie das Maul des Fisches mit frischem Wasser über Schläuche, die an einem schwerkraftgespeisten Wasserreservoir befestigt sind.</li>
	<li>Machen Sie mit einer desinfizierten oder brandneuen chirurgischen Klinge aus Edelstahl #11 einen 3 mm langen Schnitt vertikal zwischen den Myomeren in der Nähe des distalen Endes der Brustflosse.</li>
	<li>Entfernen Sie bei Bedarf eine Schuppe an der Klingenspitze, wenn sie die Haut des Fisches blockiert.<ol><li>Führen Sie den Sender vorsichtig in den Einschnitt ein und schieben Sie ihn nach hinten, bis der gesamte Tag in der Körperhöhle ruht (Abbildung 2B).</li>
		<li>Verwenden Sie bei Bedarf das stumpfe Ende des Skalpells (oder eine Pinzette mit feiner Spitze), um das Etikett vorsichtig vollständig einzuführen.</li>
	</ol></li>
	<li>Legen Sie den markierten Fisch in einen kleinen Behälter mit 7,5 ppt Salzwasser mit Belüftung, damit sich der Fisch von der Narkose erholen kann.</li>
	<li>Sobald der Fisch das Gleichgewicht wiedererlangt hat, führen Sie einen Wasser-Wasser-Transfer vom Auffangbehälter in den Vorratstank nach der Markierung mit 7,5 ppt Salzwasser durch.</li>
	<li>Lassen Sie den markierten Fisch 1-2 Tage vor der Freilassung im Salzwasser ruhen.</li>
</ol>

<ol><li>Dadswell, M. J., Rulifson, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Macrotidal+estuaries%3A+A+region+of+collision+between+migratory+marine+animals+and+tidal+power+development%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Journal+of+the+Linnean+Society%22%5BJournal%5D)">Macrotidal estuaries: A region of collision between migratory marine animals and tidal power development.</a> Biological Journal of the Linnean Society. 51, 93-113 (1994).</li>
<li>Limburg, K. E., Waldman, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dramatic+declines+in+North+Atlantic+diadromous+fishes%5BTitle%5D)+AND+%22BioScience%22%5BJournal%5D)">Dramatic declines in North Atlantic diadromous fishes.</a> BioScience. 59, 955-965 (2009).</li>
<li>Castro-Santos, T., Mulligan, K. B., Kieffer, M., Haro, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+plunge+pool+configuration+on+downstream+passage+survival+of+juvenile+blueback+herring%5BTitle%5D)+AND+%22Aquaculture+and+Fisheries%22%5BJournal%5D)">Effects of plunge pool configuration on downstream passage survival of juvenile blueback herring.</a> Aquaculture and Fisheries. 6 (2), 135-143 (2021).</li>
<li>Dubois, R. B., Gloss, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mortality+of+juvenile+American+shad+and+striped+bass+passed+through+Ossberger+crossflow+turbines+at+a+small-scale+hydroelectric+site%5BTitle%5D)+AND+%22North+American+Journal+of+Fisheries+Management%22%5BJournal%5D)">Mortality of juvenile American shad and striped bass passed through Ossberger crossflow turbines at a small-scale hydroelectric site.</a> North American Journal of Fisheries Management. 13 (1), 178-185 (1993).</li>
<li>Pflugrath, B. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+susceptibility+of+Juvenile+American+shad+to+rapid+decompression+and+fluid+shear+exposure+associated+with+simulated+hydroturbine+passage%5BTitle%5D)+AND+%22Water%22%5BJournal%5D)">The susceptibility of Juvenile American shad to rapid decompression and fluid shear exposure associated with simulated hydroturbine passage.</a> Water. 12 (2), 586(2020).</li>
<li>Brown, R. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+evaluation+of+the+maximum+tag+burden+for+implantation+of+acoustic+transmitters+in+juvenile+Chinook+salmon%5BTitle%5D)+AND+%22North+American+Journal+of+Fisheries+Management%22%5BJournal%5D)">An evaluation of the maximum tag burden for implantation of acoustic transmitters in juvenile Chinook salmon.</a> North American Journal of Fisheries Management. 30 (2), 499-505 (2010).</li>
<li>Skalski, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Status+after+5+years+of+survival+compliance+testing+in+the+Federal+Columbia+River+Power+System+%28FCRPS%29%5BTitle%5D)+AND+%22North+American+Journal+of+Fisheries+Management%22%5BJournal%5D)">Status after 5 years of survival compliance testing in the Federal Columbia River Power System (FCRPS).</a> North American Journal of Fisheries Management. 36 (4), 720-730 (2016).</li>
<li>Raquel, P. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+handling+and+trucking+on+chinook+salmon%2C+striped+bass%2C+American+shad%2C+steelhead+trout%2C+threadfin+shad%2C+and+white+catfish+salvaged+at+the+John+E.+Skinner+delta+fish+protective+facility+%28Vol.+19%29%5BTitle%5D)+AND+%22Interagency+Ecological+Study+Program+for+the+Sacramento-San+Joaquin+Estuary%22%5BJournal%5D)">Effects of handling and trucking on chinook salmon, striped bass, American shad, steelhead trout, threadfin shad, and white catfish salvaged at the John E. Skinner delta fish protective facility (Vol. 19).</a> Interagency Ecological Study Program for the Sacramento-San Joaquin Estuary. , (1989).</li>
<li>Kleinschmidt, G., Sullivan, E. Aquacoustics. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relicensing+Study+3.3.3.+Evaluate+downstream+passage+of+juvenile+American+Shad.+Interim+Study+Report%3A+Northfield+Mountain+Pumped+Storage+Project+%28No.+2485%29+and+Turners+Falls+Hydroelectric+Project+%28No.+2485%29+and+Turners+Falls+Hydroelectric+Project+%28No.+1889%29%5BTitle%5D)+AND+%22FirstLight%22%5BJournal%5D)">Relicensing Study 3.3.3. Evaluate downstream passage of juvenile American Shad. Interim Study Report: Northfield Mountain Pumped Storage Project (No. 2485) and Turners Falls Hydroelectric Project (No. 2485) and Turners Falls Hydroelectric Project (No. 1889).</a> FirstLight. , (2016).</li>
<li>Heisey, P. G., Mathur, D., Rineer, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+reliable+tag-recapture+technique+for+estimating+turbine+passage+survival%3A+application+to+young-of-the-year+American+shad+%28Alosa+sapidissima%29%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+Journal+of+Fisheries+and+Aquatic+Sciences%22%5BJournal%5D)">A reliable tag-recapture technique for estimating turbine passage survival: application to young-of-the-year American shad (Alosa sapidissima).</a> Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 49, 1826-1834 (1992).</li>
<li>National Research Council. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Guide+for+the+Care+and+Use+of+Laboratory+Animals.%3A+Eighth+Edition%22">Guide for the Care and Use of Laboratory Animals.: Eighth Edition</a>. , The National Academies Press. Washington, DC. (2011).</li>
<li>Summerfelt, R. C., Smith, L. C. Anesthesia, surgery, and related techniques. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSummerfelt%2C+RC+%22Methods+for+Fish+Biology%22">Methods for Fish Biology</a>. Schreck, C. B., Moyle, P. B. , 213-263 (1990).</li>
<li>Bailey, M. M., Isely, J. J., Bridges, W. C. Jr <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Movement+and+population+size+of+American+shad+near+a+low-head+lock+and+dam%5BTitle%5D)+AND+%22Transactions+of+the+American+Fisheries+Society%22%5BJournal%5D)">Movement and population size of American shad near a low-head lock and dam.</a> Transactions of the American Fisheries Society. 133 (2), 300-308 (2004).</li>
<li>Grote, A. B., Bailey, M. M., Zydlewski, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Movements+and+demography+of+spawning+American+Shad+in+the+Penobscot+River%2C+Maine%2C+prior+to+dam+removal%5BTitle%5D)+AND+%22Transactions+of+the+American+Fisheries+Society%22%5BJournal%5D)">Movements and demography of spawning American Shad in the Penobscot River, Maine, prior to dam removal.</a> Transactions of the American Fisheries Society. 143 (2), 552-563 (2014).</li>
<li>Harris, J. E., Hightower, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Movement+patterns+of+American+shad+transported+upstream+of+dams+on+the+Roanoke+River%2C+North+Carolina+and+Virginia%5BTitle%5D)+AND+%22North+American+Journal+of+Fisheries+Management%22%5BJournal%5D)">Movement patterns of American shad transported upstream of dams on the Roanoke River, North Carolina and Virginia.</a> North American Journal of Fisheries Management. 31 (2), 240-256 (2011).</li>
<li>Bolland, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Refinement+of+acoustic-tagging+protocol+for+twaite+shad+Alosa+fallax+%28Lac%C3%A9p%C3%A8de%29%2C+a+species+sensitive+to+handling+and+sedation%5BTitle%5D)+AND+%22Fisheries+Research%22%5BJournal%5D)">Refinement of acoustic-tagging protocol for twaite shad Alosa fallax (Lacépède), a species sensitive to handling and sedation.</a> Fisheries Research. 212, 183-187 (2019).</li>
<li>Gahagan, B. I., Bailey, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+implantation+of+acoustic+tags+in+American+Shad+to+resolve+riverine+and+marine+restoration+challenges%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+and+Coastal+Fisheries%22%5BJournal%5D)">Surgical implantation of acoustic tags in American Shad to resolve riverine and marine restoration challenges.</a> Marine and Coastal Fisheries. 12 (5), 272-289 (2020).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Die Notwendigkeit, die Bewegungen junger amerikanischer Maifische in der Nähe von Wasserkraftwerken zu untersuchen, hat zur Entwicklung eines Handhabungs- und Markierungsprotokolls geführt, um das Überleben von markierten Maifischen zu verbessern. Am PNNL führten erste Versuche, junge Maifische mit einem neuartigen akustischen Sender ohne den Einsatz von Salzwasser zu implantieren, innerhalb von 24 Stunden zu einer 100%igen Mortalität. Das anschließende, sorgfältig entwickelte Handhabungs- und Markierungsprotokoll zeigte, dass Amerikanischer Maifisch mit einem akustischen Mikrotransmitter implantiert und langfristig in einer Laborumgebung mit einer hohen Überlebensrate (81,5%) gehalten werden kann. Die Minimierung des Umgangs mit dem Wasser außerhalb des Wassers und die Verwendung von Brackwasser vor und nach der Markierung war entscheidend für den Erfolg der Markierung junger amerikanischer Maifische.
In der vorläufigen Bewertung wurden Maifische mit einer Größe von nur 50 mm mit einem Dummy-Sender mit vier Implantationsmethoden markiert. Die Magenmarkierung, eine der häufigsten Methoden zur Markierung von erwachsenen Maifischen 13,14,15, zeigte vielversprechende Ergebnisse während des Pilotversuchs, wies jedoch bei der vorläufigen Bewertung eine hohe Inzidenz von Tag-Verlust auf. Die Implantation durch einen Beckenschnitt wurde erfolgreich zur Untersuchung erwachsener Twaite-Maifischbewegungen16 eingesetzt, und dorsale Ansätze wurden zur Kurzzeitüberwachung von juvenilen amerikanischen Maifischenverwendet 10. In jüngerer Zeit wurde die Tag-Implantation durch einen Brustschnitt verwendet, um längerfristige Bewegungen erwachsener Maifische sowohl in Fluss- als auch in Meeresumgebungen zu untersuchen17. In der vorläufigen Bewertung am PNNL schnitt die Brustschnittstelle besser ab als die drei anderen bewerteten Stellen, und das 7-Tage-Überleben nach dem Tagging betrug über 90 %.
Insgesamt zeigten die Ergebnisse dieser Auswertungen, dass das Überleben von markierten Maifischen mit dem Überleben von nicht markierten Maifischen über die Batterielebensdauer des akustischen Senders hinaus vergleichbar war, die voraussichtlich ~30 Tage betragen wird, wenn alle 5 Sekunden ein akustisches Signal gesendet wird.
Dieses Senderdesign und das Markierungsprotokoll sind vielversprechend für die Untersuchung kleiner, empfindlicher und bedrohter Fischarten wie des Amerikanischen Maifisches in Feldanwendungen und ermöglichen es Forschern, wertvolle Informationen über Fischbewegungen in der Nähe von Wasserkraftwerken zu gewinnen. Zum Beispiel wird diese Markierungstechnik in einer bevorstehenden Feldanwendung verwendet, um das Verhalten von akustisch markierten Jungfischen zu untersuchen, wenn sie sich dem Überlauf und dem Kraftwerk eines Wasserkraftwerks nähern. Die Ergebnisse aus Studien im Fluss können Managemententscheidungen in diesen Einrichtungen besser treffen und dazu beitragen, die Art während ihrer gesamten jugendlichen Lebensphase zu erhalten. Zukünftige Studien sollten die Wirksamkeit dieses Verfahrens für die Markierung und Verfolgung von Laufwasserfischen unter Feldbedingungen bewerten. Darüber hinaus sind diese Techniken leicht auf die Implantation von Maifischen oder anderen empfindlichen Arten mit passiven integrierten Transpondern (PIT) übertragbar, die eine langfristige Überwachung während ihrer gesamten Lebensgeschichte ermöglichen können.

Der Amerikanische Maifisch (Alosa sapidissima) ist eine anadrome Fischart, die an der Ostküste der Vereinigten Staaten beheimatet ist. Die geringere Verfügbarkeit von Lebensräumen und die zunehmende Entwicklung von Wasserkraftwerken haben zu einem Rückgang der Population von Maifischen in ihrem ursprünglichen Verbreitungsgebiet geführt 1,2. Jungfische Maifische und andere Alosine können bei ihrer Wanderung in den Ozean besonders anfällig für Verletzungen und Mortalität sein, wenn sie durch Wasserkraftwerke wandern 3,4,5. Das Verständnis der Passage- und Überlebensraten von jungen Maifischen an Wasserkraftwerken ist entscheidend für die Wiederzulassung dieser Anlagen sowie für die Wiederherstellungsbemühungen für die Art. Es fehlen jedoch erfolgreiche Markierungstechniken, um die Passage- und Überlebensraten von Maifischen auf ihrem Weg in den Ozean zu bewerten. Mit Sendern für Telemetriestudien markierte Shad sollten repräsentativ für die nicht markierte Inferenzpopulation sein und durch die Markierung oder den Markierungsprozess nicht negativ beeinflusst werden 6,7.
Um die Fähigkeit zur Verfolgung junger Maifische zu verbessern, hat das Pacific Northwest National Laboratory (PNNL) einen neuen akustischen Mikrosender für die Untersuchung von Amerikanischen Maifischen und anderen Fischarten mit ähnlichen kompressionsformen Körpertypen entwickelt. Eine der häufigsten Herausforderungen bei der Untersuchung des Amerikanischen Maifisches und anderer Alosine ist ihre Empfindlichkeit gegenüber Handhabung, Transport und Markierung im Vergleich zu anderen Arten. Zum Beispiel fanden Raquel et al.8 heraus, dass die Sterblichkeit bei der Handhabung und beim LKW-Transport bei jungen Maifischen durchweg höher war als bei den anderen fünf Arten von Jungfischen in ihrer Studie. Von den wenigen veröffentlichten Studien, die die Bemühungen zur Markierung von juvenilen Maifischen untersucht haben, wurde über ein breites Überlebensspektrum berichtet, von nur 2 % nach 7 Tagen9 und bis zu 100 % nach 48 Stunden nach der Markierung10 , und es sind nur sehr wenige Informationen über das längerfristige Überleben und die Senderretention für besenderte junge Maifische verfügbar.
Die Herausforderungen beim erfolgreichen Umgang und der Kennzeichnung empfindlicher Arten wie des Maifisches haben die Wissenslücken über ihre Migration, ihr Verhalten und ihre Lebensraumnutzung aufgezeigt. Die Fähigkeit, die Bewegung durch Wasserkraftwerke zu verfolgen, würde das Verständnis der Durchgangs- und Überlebensraten des amerikanischen Maifisches erheblich verbessern. Es würde dazu beitragen, Managemententscheidungen für bestehende Wasserkraftwerke und neuartige Designs für Systeme zu treffen, die die Auswirkungen auf Fischarten und Lebensstadien minimieren, die bisher nicht untersucht wurden. Bei der Entwicklung neuer Sendertechnologien ist es unerlässlich, die Auswirkungen des Senders und des Markierungsprozesses zu verstehen, um Verzerrungen zu minimieren und die Passage und das Überleben genau zu beurteilen. Ziel dieser Studie war es, das 60-Tage-Überleben von juvenilen Maifischen zu bewerten, die mit einem neuen akustischen Mikrosender markiert wurden, und ein Handhabungs- und Markierungsprotokoll bereitzustellen, das die negativen Auswirkungen der Markierung auf Maifische reduziert und sie dadurch besser mit ihren unbesenderten Artgenossen vergleichbar macht.

<table><tbody><tr><td>#11 Edelstahl-OP-Klinge</td><td>Exel</td><td>29502</td><td>gekauft von Med-Vet International; keine wirkliche Präferenz beim Klingenanbieter</td></tr><tr><td>#11 Edelstahl-OP-Klinge</td><td>Miltex</td><td>MIL4-311</td><td>gekauft von Med-Vet International; keine wirkliche Präferenz bei Klingenverkäufer</td></tr><tr><td>2-Gallonen-Eimer</td><td>Leaktite</td><td>#2GL Weißer Eimer</td><td></td></tr><tr><td>akustischer Sender für amerikanischen Maifisch</td><td>Pacific Northest National</td><td>Laboratory Patent Pending</td><td>BattelleIPID: 32500</td></tr><tr><td>Ausströmer</td><td>Pentair</td><td>AS3</td><td></td></tr><tr><td>Aquarienluftpumpe</td><td>Tetra</td><td>Whisper</td><td></td></tr><tr><td>Messgerät für gelösten Sauerstoff</td><td>YSI</td><td>ProODO oder ProSolo</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Decon Laboratories</td><td>2805HC</td><td></td></tr><tr><td>feinmaschiges Netz</td><td>Blue Ribbon</td><td>ABLEC8</td><td></td></tr><tr><td>Fischfäkalientank</td><td>Reiff Manufacturing</td><td>NA</td><td>runder Aquakulturtank</td></tr><tr><td>Schaumstoff Gartenknieer</td><td>Tommyco</td><td>12003</td><td></td></tr><tr><td>Kunststoff-Aufbewahrungsbehälter</td><td>Ziploc</td><td>eingestellt; 8oz Behälter mit Deckel</td><td></td></tr><tr><td>PVC-Zement</td><td>Oatey</td><td>30821</td><td></td></tr><tr><td>PVC-Rohr</td><td>Charlotte Pipe</td><td>NA</td><td>PVC Schedule 40 2" Durchmesser</td></tr><tr><td>PVC-Grundierung</td><td>Oatey</td><td>30757</td><td></td></tr><tr><td>PVC-T-Stück</td><td>Charlotte Pipe</td><td>NA</td><td>2" PVC Schedule 40 S x S x S T-Stück</td></tr><tr><td>Meersalz</td><td>InstantOcean</td><td>SS15-10</td><td></td></tr><tr><td>Silikonschlauch 3/16"</td> <td>Pentair</td><td>tp30s</td><td>Schlauch zur Wasserzufuhr während des Markierens</td></tr><tr><td>Natriumbicarbonat</td><td>Fisher Chemical</td><td>S233-500</td><td></td></tr><tr><td>steriles Wasser</td><td>NA</td><td></td><td>NA-Wasser wird mit einem</td>Autoklav-Tricain-Methansulfonat-Schlauch</tr><tr><td></td><td>Syndel USA</td><td>15650</td><td></td></tr><tr><td>für die Fluggesellschaft</td><td>Hydromaxx</td> sterilisiert <td>1403038050</td><td></td></tr></tbody></table>

handhabungs- und markierungstechniken für die implantation von juvenilem maifisch mit einem neuen akustischen mikrotransmitter

Handling and Tagging Techniques for Implanting Juvenile American Shad with a New Acoustic Microtransmitter

Der Einsatz von Telemetrietechniken, um das Verhalten und Überleben junger Maifische (Alosa sapidissima) besser zu verstehen, wenn sie durch Wasserkraftwerke wandern, war eine Herausforderung, da Maifische weithin dafür bekannt sind, besonders empfindlich zu handhaben. Das Ziel dieser Studie war es, ein Markierungsprotokoll mit einem neuen, akustischen Mikrotransmitter zu entwickeln, das die nachteiligen Auswirkungen des Markierungsprozesses minimiert und das Überleben von jungen Maifischen nach der Markierung maximiert. Die Begrenzung des Umgangs mit dem Wasser außerhalb des Wassers und die Verwendung von Bracksalzwasser (7,5 Promille) vor und nach dem Markieren verbesserte das Überleben von Maifischen, die mit einer einfachen Brustimplantationsmethode markiert wurden. Dieses Protokoll bietet ein detailliertes, schrittweises Verfahren zur Markierung von Jungfischen mit akustischen Sendern. Fische, die mit diesem Verfahren markiert und 60 Tage lang im Labor gehalten wurden, hatten eine Überlebensrate von 81,5 %, verglichen mit 70 % bei ihren nicht markierten Artgenossen. Die in dieser Studie entwickelten erfolgreichen Markierungs- und Handhabungspraktiken könnten auf Telemetriestudien von jungen Maifischen und anderen empfindlichen Arten angewendet werden.

Es wurden zwei Reihen von Markierungsbewertungen durchgeführt, um die Wirksamkeit der Markierung von Jungfischen zu untersuchen - Vorversuche im Jahr 2020 und eine Langzeitstudie im Jahr 2021. Im November 2020 wurden am PNNL vorläufige Laboruntersuchungen durchgeführt, um eine bevorzugte Methode zur Implantation von Amerikanischem Maifisch mit einem neuartigen akustischen Mikrotransmitter zu bestimmen. Prototyp-Senderdesigns (n = 4, P1-P4) wurden mit verschiedenen Markierungspositionen (Magen, Brust, Becken und Rücken) gepaart, um insgesamt 4 einzigartige akustische Sender-Markierungsortbehandlungen zu erhalten (n = 40 Fische pro Behandlung, Tabelle 1). Alle Testfische wurden nach dem Zufallsprinzip einem Behandlungs- und Auffangbecken zugewiesen. Die Testfische wurden 14 Tage lang in 2 Auffangbecken mit der gleichen Anzahl von Fischen aus jeder Behandlung (d. h. 20 Fische pro Behandlung) pro Tank gehalten. In den ersten 2 Tagen der Auswertung wurden die Maifische in Brackwasser (7,5 ppt) gehalten und durften sich von der Markierung und Handhabung erholen. Dann wurden die Tanks für den Rest des Bewertungszeitraums auf Durchfluss-Frischwasser umgestellt.
Für die vorläufige Bewertung reichten markierte Fisch- und Flossenclip-Kontrollen mit einer Gabellänge von 50 bis 80 mm. Das Überleben und die Retention von juvenilen Maifischen waren bei Fischen, die über einen Brustschnitt implantiert wurden, im Vergleich zu den anderen Markierungstechniken am höchsten (Abbildung 3). Zusätzliche Pilotauswertungen zeigten auch, dass Handhabungstechniken wie Wasser-zu-Wasser-Transfers und das Halten von Fischen im Brackwasser vor und nach stressigen Ereignissen wie dem Markieren entscheidend für die Erhöhung der Überlebensraten waren.
Unter Verwendung der erfolgreichen Markierungs- und Handhabungsprotokolle aus der vorläufigen Bewertung wurde 2021 am PNNL eine Laborstudie durchgeführt, um das langfristige 60-Tage-Überleben und die Tag-Retention von juvenilen amerikanischen Maifischen zu bewerten, denen ein akustischer Sender unter Verwendung der Brustschnitt-Markierungsmethode implantiert wurde. Bei der Langzeitbewertung wurde der Dummy-Sender P5 (Abbildung 4) verwendet, ein verbessertes Prototypdesign, das in Form und Größe dem in der Vorbewertung verwendeten P1-Design ähnelt. Die durchschnittlichen Abmessungen und das Gewicht des Dummy-P5-Tags betrugen 7,6 mm Länge × 2,3 mm Durchmesser und ein Luftgewicht von 0,058 g (Standardabweichung 0,002 g), was zu einer Tag-Belastung von &lt;1 % führte. Der Prototyp des akustischen Senders mit Funktionskomponenten (Abbildung 4) hat Abmessungen von 7,6 mm Länge x 2,0 mm Durchmesser und ein Luftgewicht von 0,050 g.
Junge amerikanische Maifische, die in der Langzeitbewertung verwendet wurden, waren zum Zeitpunkt der Tests 4 Monate lang in Gefangenschaft gehalten worden. Während das Experiment so konzipiert war, dass die gleiche Anzahl von Behandlungs- und Kontrollfischen über einen Zeitraum von 60 Tagen in zwei Tanks gehalten wurde, war die verbleibende Anzahl von Maifischen zum Zeitpunkt der Markierung gering. Daher wurden der markierten Behandlungsgruppe nach dem Zufallsprinzip mehr Maifische zugewiesen als der Kontrollgruppe, um ein besseres Verständnis für die langfristige Wirksamkeit der Markierungstechnik bei Maifischen zu erhalten. In jedem der beiden Becken befanden sich 27 Behandlungsfische und 9 oder 10 Kontrollfische. Da das Überleben von Tank A (13,8 %) jedoch signifikant schlechter war als das von Tank B (78,4 %; Fishers exakter Test, p &lt; 0,001) und es gab keinen Unterschied im Überleben zwischen der markierten und der Kontrollgruppe innerhalb jedes Tanks, nur die Ergebnisse für Tank B sind hier enthalten.
Maifische (Gabellänge 69-105 mm; Gewicht 3,9-11,7 g) wurden entweder mit dem P5-Sender über den Brustschnitt markiert (n = 27) oder der Kontrollgruppe zugeordnet (n = 10). Kontrollfische wurden mit den gleichen Verfahren behandelt, einschließlich der Platzierung auf der Operationsunterlage für ~20 s, aber sie erhielten weder einen Flossenclip oder einen Schnitt noch wurden ihnen ein Sender implantiert. Nach der Markierung wurden beide Behandlungsgruppen 1 Tag lang in Brackwasser (7,5 ppt) gehalten und dann für den Rest der Studie auf Flusswasser umgestellt. Das Überleben nach 60 Tagen betrug 81,5 % für die markierte Gruppe und 70 % für die nicht markierten Kontrollen (Abbildung 5). Das Überleben von markierten Fischen in dieser Bewertung wurde sowohl als Überleben als auch als Markierungsretention definiert, da die Austreibung von Tags in einer Telemetriestudie nicht von einem Mortalitätsereignis unterschieden werden kann. Es gab keinen signifikanten Unterschied im Überleben zwischen den beiden Gruppen (exakter Fisher-Test, P = 0,884); Die Trennschärfe, einen Unterschied zu erkennen, betrug jedoch aufgrund der kleinen Stichprobengrößen 38,4 %. Obwohl die Aussagekraft, einen Unterschied zwischen den Behandlungen zu erkennen, gering war, zeigen die Ergebnisse der Langzeitbewertung, dass dieses Handhabungs- und Markierungsprotokoll mit mäßigem Erfolg verwendet werden kann, um Amerikanischen Maifisch mit akustischen Sendern zu implantieren.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65694/65694fig1v2.jpg"> Abbildung 1: Mit Brackwasser gefüllter Bergungstank nach dem Tagging. Ein Lufthebesystem versorgt den statischen Tank mit Sauerstoff. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65694/65694fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65694/65694fig2v2.jpg"> Abbildung 2: Akustische Senderimplantation eines juvenilen amerikanischen Maifisches. Junger amerikanischer Maifisch (A) mit einem Brustschnitt und (B) mit dem Dummy-P5-Sender, der in den Schnitt eingeführt wurde. Beachten Sie, dass das Maul des Maifisches teilweise in Wasser getaucht ist, das aus dem blauen Schlauch fließt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65694/65694fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a> 
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65694/65694fig3v2.jpg"> Abbildung 3: Überlebensprozentsatz über eine vorläufige 14-Tage-Bewertung mit einer Gruppe von nicht markierten Kontrollen und vier markierten Gruppen von juvenilen Maifischen. Die markierten Behandlungen bestanden aus vier Markierungsstellen (Magen, Brust, Becken und dorsal), die jeweils mit einem einzigartigen Transmitter-Prototyp (P1-P4) gepaart waren. Das Überleben der markierten Fische wurde sowohl als Überleben als auch als Markierungsretention definiert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65694/65694fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a> 
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65694/65694fig4v2.jpg"> Abbildung 4: Akustische und Dummy-Sender zur Markierung von juvenilen Amerikanischen Maifischen. (A) Funktioneller akustischer Mikrotransmitter und (B) der Dummy-P5-Prototyp-Sender, der in der 60-Tage-Laborüberlebensstudie verwendet wurde. Beachten Sie, dass die Zahlen 4-7 auf dem Lineal Zentimeter darstellen. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65694/65694fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a> 
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65694/65694fig5v2.jpg"> Abbildung 5: Überlebensprozentsatz des Amerikanischen Maifisches über eine Langzeitstudie mit 60 Tagen. Jungfische wurden entweder nicht markiert (Untagged Controls; durchgezogene Linie) oder markiert (Tagged [Brust P5]; gestrichelte Linie) mit einem Dummy-Sender. Das Überleben der markierten Gruppe wurde sowohl als Überleben als auch als Tag-Retention definiert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65694/65694fig5large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a> 
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always" style="font-size: 12px;"><tbody><tr><td rowspan="2">Tag-Typ</td>
			<td rowspan="2">Tag-Position</td>
			<td rowspan="2">N</td>
			<td colspan="2">Gabellänge (mm)</td>
			<td rowspan="2">Mittleres Tag-Gewicht (SD; g)</td>
			<td rowspan="2">Tag-Belastung (%)</td>
			<td rowspan="2">Überleben (%)</td>
			<td rowspan="2">Mittlere Zeit zum Taggen/Clip(s)</td>
		</tr><tr><td>Bereich</td>
			<td>Mittelwert (SD)</td>
		</tr><tr><td>P1</td>
			<td>Magen</td>
			<td>40</td>
			<td>50 - 76</td>
			<td>60 (6.0)</td>
			<td>0.058 (0.003)</td>
			<td>1.5 - 5.2</td>
			<td>45</td>
			<td>12</td>
		</tr><tr><td>P2</td>
			<td>Brust</td>
			<td>40</td>
			<td>50 - 78</td>
			<td>60 (7.3)</td>
			<td>0.039 (0.001)</td>
			<td>1.0 - 3.2</td>
			<td>80</td>
			<td>23</td>
		</tr><tr><td>P3</td>
			<td>Becken</td>
			<td>40</td>
			<td>50 - 70</td>
			<td>58 (5.3)</td>
			<td>0.039 (0.001)</td>
			<td>1.0 - 4.1</td>
			<td>55</td>
			<td>26</td>
		</tr><tr><td>P4</td>
			<td>Dorsal</td>
			<td>40</td>
			<td>50 - 80</td>
			<td>61 (6.8)</td>
			<td>0.088 (0.004)</td>
			<td>0</td>
			<td>60</td>
			<td>57</td>
		</tr><tr><td>Steuerung</td>
			<td>NA (Clip)</td>
			<td>40</td>
			<td>50 - 80</td>
			<td>59 (5.7)</td>
			<td>NA</td>
			<td>0</td>
			<td>92.5</td>
			<td>14</td>
		</tr></tbody></table>Tabelle 1: Markierungs- und Überlebensinformationen für Amerikanische Maifische, die im Rahmen der vorläufigen Bewertung mit Prototypsendern (P1-P4) implantiert oder mit oberen Schwanzflossenclips und unteren Schwanzflossenclips markiert wurden (Kontrolle). Die Markierungsposition für die Kontrollgruppe ist Nicht zutreffend (NA), da diese Fische nur Flossenclips (Clip) erhalten haben. Beachten Sie, dass der Tag-Typ P4 ein neutral schwimmfähiges Design war. Die Standardabweichung (SD) des Mittelwerts ist in Klammern angegeben.

Dieser Artikel enthält ein detailliertes Verfahren für optimale Handhabungspraktiken und die Implantation eines akustischen Mikrosenders in juvenile amerikanische Maifische. Die Ergebnisse unserer Laborstudie deuten darauf hin, dass diese Markierungstechniken in Feldstudien an juvenilen Maifischen mit hoher Überlebenswahrscheinlichkeit eingesetzt werden könnten.

Handhabungs- und Markierungstechniken für die Implantation von juvenilem Maifisch mit einem neuen akustischen Mikrotransmitter

The use of telemetry techniques to better understand the behavior and survival of juvenile American shad (Alosa sapidissima), as they migrate through ...

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Research

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Retrograde Fluoreszenzmarkierung Ermöglicht Gezielte Extracellular Einzel-Einheit Aufnahme von identifizierten Neuronen<em&gt; In vivo</em

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