Echtzeit-Analyse der neuronalen Kommunikation zwischen Darm und Gehirn: Kortexweite Kalziumdynamik als Reaktion auf intestinale Glukosestimulation

Unser Forschungsumfang zeigt die neuronale Kommunikation zwischen Darm und Gehirn, insbesondere ihre Rolle bei der Nahrungspräferenz. Experimente mit dem Vagusnerv wurden oft als einzelnes Bündel behandelt, aber neuere Forschungen haben gezeigt, dass er Eigenschaften und Organspezifität auswählt. Ich denke also, dass die Untersuchung, dass seine Statistiken, wissen Sie, in Zukunft Aufmerksamkeit erregen wird.

Diese Methode, den Katheter am Darm anzubringen, ist kostengünstig, weniger invasiv und einfacher als die zuvor vorgeschlagene Methode. Traditionell erfolgte die Katheterbefestigung am Darm durch Nähen. Hier milderten wir die chirurgischen Schäden an Mäusen, indem wir das Nähen durch Cyanacrylat-Kleber ersetzten.

In unserem Labor erforschen wir den Mechanismus, wie sich physischer und psychischer Stress auf die neuronale Darm-Hirn-Kommunikation bei Mäusen auswirken. Schneiden Sie den Silikonschlauch zunächst mit einer Schere auf eine genaue Länge von sieben Zentimetern ab. Fixieren Sie mit Cyanacrylatkleber winzige Kunststoffkügelchen, die etwa drei Millimeter vom Ende des Silikonschlauchs entfernt sind.

Schneiden Sie den Scheitelpunkt einer 23-Gauge-Nadel heraus und schneiden Sie 1,5 Zentimeter von der Nadelspitze ab. Führen Sie den abgeschnittenen Teil der Nadel auf der gegenüberliegenden Seite der Perle in das Silikonrohr ein. Schneiden Sie mit einer Zange einen Zentimeter von der Nadelspitze ab.

Befestigen Sie die modifizierte 23-Gauge-Injektionsnadel an einer 2,5-Milliliter-Spritze. Stecken Sie einen 15 Zentimeter langen Silikonschlauch über die 23-Gauge-Injektionsnadel. Schneiden Sie die Injektionsnadel 1,5 Zentimeter von der Spitze entfernt ab und befestigen Sie sie am Silikonschlauch.

Legen Sie zunächst die anästhesierte Maus in Rückenlage auf den Operationstisch und richten Sie ihren Mund in der Nähe des Inhalationsgeräts aus. Befestigen Sie die Mundhöhle, die Vorderbeine und die Hinterbeine der Maus mit Klebeband auf dem Operationstisch. Tragen Sie Enthaarungscreme auf, um Haare aus dem linken Oberbauch zu entfernen.

Machen Sie einen 1,5 Zentimeter großen Hautschnitt auf der rechten Seite des Bauches und fünf Millimeter unterhalb des Xiphoid-Fortsatzes. Legen Sie dann einen 1,5 Zentimeter großen Schnitt in der Bauchdecke an der gleichen Stelle wie der erste Hautschnitt an. Bewegen Sie den linken Leberlappen vorsichtig mit einer stumpfen Pinzette seitlich, um den Magen freizulegen.

Hebe nun den Bauch an und entferne ihn vorsichtig durch den Schnitt. Erzeugen Sie mit einer Schere eine winzige Perforation im Pylorusantrum. Führen Sie das Ende des Katheters mit einer Perle in die Perforation ein.

Nachdem Sie die feste Befestigung des Katheters am Magen bestätigt haben, positionieren Sie den Magen vorsichtig wieder in seine ursprüngliche Position. Nähen Sie die Bauchdecke, so dass der Katheter nach außen austreten kann. Schließen Sie dann den Hautschnitt analog zum Bauchverschluss.

Reinigen Sie den operierten Bereich mit Chlorhexidingluconatlösung und setzen Sie die Maus in einen desinfizierten Käfig. Befestigen Sie die anästhesierte Maus zunächst mit zusätzlichen Ohrbügeln auf einer stereotaktischen Plattform, um die Auswirkungen von Pulsation und Atmung zu mildern. Entfernen Sie mit einem Elektrorasierer oder einer Haarentfernungscreme vorsichtig die Haare von der Kopfhaut.

Desinfizieren Sie die Oberfläche der Kopfhaut mit 0,1 bis 0,5 % Chlorhexidingluconatlösung. Tragen Sie ein Lokalanästhesiegel auf die Kopfhaut auf und warten Sie fünf bis 10 Minuten. Machen Sie dann mit einer Schere einen geraden Schnitt vom Hinterkopf bis zur Stirn.

Verwenden Sie Clips, um überschüssige Haut zurückzuziehen, die den Schädel freilegt. Entfernen Sie das Bindegewebe der Knochenhaut mit einem Wattestäbchen. Tragen Sie den Acrylzement sofort auf den Schädel auf und warten Sie fünf Minuten, bis der Zement getrocknet ist.

Bewegen Sie die Maus unter ein Fluoreszenz-Stereomikroskop. Verwenden Sie für die Bildgebung ein Breitband-Blaufluoreszenzfilterset in Kombination mit einer Quecksilberlichtquelle. Entfernen Sie anschließend die Katheternadel vom Ende des Katheters.

Reinigen Sie den Restinhalt des mausseitigen Katheters mit etwa 0,03 Millilitern Kochsalzlösung. Entfernen Sie dann den Katheter von der Maus. Aspirieren Sie die entsprechende Dosis von 10%iger Glukoselösung in die Spritze und befestigen Sie sie am Katheter.

Überprüfen Sie in der Imaging-Software die Kameraerkennung und stellen Sie die Bildrate auf 10 Hertz ein. Legen Sie die Auflösung auf 512 x 512 Pixel und die Tiefe auf 16 Bit fest. Klicken Sie auf die Schaltfläche für den Aufnahmevorgang und erfassen Sie spontane Daten für 50 Sekunden.

Zeichnen Sie schließlich mit einer allmählichen Infusion der Glukoselösung die physiologischen Zustandsdaten der Maus auf. Spontane neuronale Aktivität zeigte zufällige Kalziumoszillationen im gesamten Kortex. Zeitliche Änderungen der Fluoreszenzintensität zeigten Kalziumoszillationen, die einem Burst-Suppressionsmuster folgten.

Die Glukoseinjektion zeigte signifikante Veränderungen der kortikalen Kalziumdynamik innerhalb von vier bis acht Sekunden nach Abschluss der Glukoseverabreichung mit sofortiger Aktivierung im sekundären motorischen Kortex. Nach der Wasserverabreichung wurden jedoch keine Veränderungen festgestellt. Im Vergleich zur Wasserverabreichung wurden nach der Glukoseinjektion erhebliche Veränderungen der Fluoreszenzintensitätsverhältnisse in der sekundären motorischen Kortexregion beobachtet.

Die Aktivierungsniveaus in verschiedenen kortikalen Regionen nach der Injektion zeigten signifikante Unterschiede nur in der sekundären motorischen Kortexregion.