Name: Echtzeit-Analyse der neuronalen Kommunikation zwischen Darm und Gehirn: Kortexweite Kalziumdynamik als Reaktion auf intestinale Glukosestimulation (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-12-29T13:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 29 s
Description: Erfahren Sie eine minimal-invasive Katheteranlage am Darm mit Cyanoacrylatkleber zur Untersuchung der Darm-Gehirn-Kommunikation. Diese Methode ermöglicht die Analyse kortikaler Kalziumdynamik nach Glukosestimulation bei Mäusen.

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Alle Versuchsprotokolle wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee der Ochanomizu University, Japan, genehmigt (Tierstudienprotokolle 22017). Alle Tierversuche wurden gemäß den Richtlinien für Tierversuche der Universität Ochanomizu durchgeführt, die den grundlegenden Richtlinien für die ordnungsgemäße Durchführung von Tierversuchen und damit verbundenen Aktivitäten in akademischen Forschungseinrichtungen (Ministerium für Bildung, Kultur, Sport, Wissenschaft und Technologie, Japan) entsprechen. Es wurden Anstrengungen unternommen, um die Anzahl der verwendeten Tiere zu minimieren. Diese Studie wurde in Übereinstimmung mit den ARRIVE-Richtlinien durchgeführt.
1. Aufbereitung transgener Mäuse
<ol>
	<li>Um diesem Experiment zu folgen, verwenden Sie adulte männliche und weibliche BAC GLT-1-G-CaMP7 #817 transgene Mauslinie, nämlich G7NG817 Mäusen24,25 (älter als 8 Wochen). Der Hintergrundstamm von G7NG817 Mäusen25 ist C57BL/6J.</li>
	<li>Halten Sie die Mäuse unter einem 12 h /12 h Hell-Dunkel-Zyklus und ziehen Sie sie in Gruppen von bis zu fünf Mäusen auf.</li>
</ol>
2. Erstellung des Katheters
<ol>
	<li>Stellen Sie den Silikonschlauch (Innendurchmesser 0,5 mm, Außendurchmesser 1,0 mm) mit einer Schere auf eine genaue Länge von 7 cm ein (Abbildung 1A-a). HINWEIS: Vor den Eingriffen wurden die Schere und der Silikonschlauch sterilisiert.</li>
	<li>Kleben Sie winzige Kunststoffperlen (Innendurchmesser 3 mm, Außendurchmesser 5 mm) auf das maßgeschneiderte Rohr und stellen Sie sicher, dass sie 3 mm von seinem Ende entfernt sind (Abbildung 1A-b). Befestigen Sie die Raupen sicher mit Cyanacrylatkleber (medizinische oder Standardvarianten sind akzeptabel).</li>
	<li>Die Spitze einer 23-g-Nadel herausschneiden und anschließend 1,5 cm von der Nadelspitze abschneiden (Abbildung 1A-c).</li>
	<li>Führen Sie die geschnittene 23-G-Nadel aus Schritt 2.3 in das Ende des Silikonschlauchs ein, entgegengesetzt von der Stelle, an der die Kügelchen angebracht wurden (Abbildung 1A-d).</li>
</ol>
3. Entwicklung des Injektors
<ol>
	<li>Verwenden Sie eine sterile Zange, um 1 cm von der Nadelspitze entfernt zu schneiden (Abbildung 1B-a). HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die Blende am abgetrennten Ende ihre Integrität behält und sich nicht verformt, da jede Verformung den Fluss der Injektionslösung behindern könnte.</li>
	<li>Koppeln Sie die angepasste 23-G-Injektionsnadel aus Schritt 3.1.1 mit einer 2,5-mL-Spritze (Abbildung 1B-b).</li>
	<li>Segmentieren Sie ein Silikonröhrchen auf die erforderliche Länge (in diesem Versuch ein 15 cm langes Silikonröhrchen) und ummanteln Sie es mit der 23-G-Injektionsnadel (Abbildung 1B-c). HINWEIS: Die Menge der abgegebenen Lösung schwankt je nach Länge des Schlauchs. Bei einem 15-cm-Röhrchen verbleiben beispielsweise etwa 50 μl der Lösung nach dem Experiment.</li>
	<li>Trennen Sie die 23 G Injektionsnadel 1,5 cm von der Nadelspitze ab.</li>
	<li>Verbinden Sie den geschnittenen Teil aus Schritt 3.4 mit dem Silikonkatheter aus Schritt 3.3 (Abbildung 1B-d). HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die in den Schritten 3.1 und 3.4 erstellten Öffnungen nach dem Schnitt unverzerrt bleiben. Wenn eine Korrektur erforderlich ist, verwenden Sie eine Zange, um die kreisförmige Konfiguration wiederherzustellen.</li>
</ol>
4. Lokalisation des Magens
<ol>
	<li>Verabreichen Sie der Maus eine Anästhesie durch Inhalation von 3,0 % Isofluran in einer bestimmten Kammer. Tragen Sie eine Augensalbe auf, um Augentrockenheit zu verhindern.</li>
	<li>Übertragen Sie die anästhesierte Maus vorsichtig aus der Inhalationskammer auf den Operationstisch, nachdem der anästhesierte Zustand der Maus überprüft wurde. Bieten Sie während des gesamten Eingriffs thermische Unterstützung.</li>
	<li>Legen Sie die Maus in Rückenlage, richten Sie ihren Mund in der Nähe des Inhalationsgeräts aus und modulieren Sie die Isoflurankonzentration von 3,0 % auf 2,0 %. HINWEIS: Trennen Sie das untere Segment der Isofluranmaske von seinem oberen Gegenstück und verankern Sie die abgetrennte Maske (oberes Segment) mit Klebeband auf dem Operationstisch.</li>
	<li>Ergänzen Sie die Mundhöhle, die Vorder- und Hintergliedmaßen der Maus mit Klebeband auf dem Operationstisch. HINWEIS: Durch die Fixierung der Maus auf dem Tisch können auch bei Betäubung der Maus chirurgische Fehler durch Bewegung verhindert werden.</li>
	<li>Entfernen Sie die Haare der Maus vom linken Oberbauch (150 % des Bereichs um die Operationsstelle) mit Enthaarungscreme. Tragen Sie ein lokales Analgetikum topisch auf die Operationsstelle auf und warten Sie 5 Minuten, bevor Sie fortfahren.</li>
	<li>Tragen Sie ein Lokalanästhetikum auf die Bauchhaut auf und warten Sie 5 bis 10 Minuten. Desinfizieren Sie dann den Operationsbereich 3 Mal abwechselnd mit Iodophor und 70% Ethanol. Bestätigen Sie die Narkosetiefe mit einer Zehenklemme und decken Sie das Tier mit sterilen OP-Tüchern ab. Machen Sie einen etwa 1,5 cm langen Hautschnitt (Abbildung 1C-b), der sich 1 cm rechts vom Bauchmedian und 5 mm unterhalb des Processus xiphoideus befindet (Abbildung 1C-c). Erstellen Sie dann einen 1,5 cm langen Schnitt in der Bauchdecke an der gleichen Stelle wie der ursprüngliche Hautschnitt. HINWEIS: Seien Sie vorsichtig, um die darunter liegende Leber nicht zu schädigen.</li>
	<li>Positionieren Sie den linken Leberlappen vorsichtig seitlich mit einer stumpfen Pinzette, so dass der Magen darunter zum Vorschein kommt.</li>
</ol>
5. Einführen des Katheters
<ol>
	<li>Heben Sie den Magen an und ziehen Sie ihn vorsichtig durch den Schnitt heraus. HINWEIS: Seien Sie äußerst vorsichtig, um die Unversehrtheit der angrenzenden Organe, insbesondere der Leber, zu erhalten, und unterlassen Sie es, übermäßige Gewalt auf den Magen auszuüben.</li>
	<li>Verwende eine Schere, um eine winzige Perforation (ca. 1,5 mm Durchmesser) im Pylorusantrum zu erzeugen.</li>
	<li>Führen Sie das Ende des Katheters in die Perforation ein und stellen Sie sicher, dass die Perle in direktem Kontakt mit dem Pylorusantrum steht. HINWEIS: Der Katheter wird vor dem Einführen mit einer 0,1 bis 0,5%igen Chlorhexidingluconatlösung desinfiziert.</li>
	<li>Kleben Sie die Raupe des Katheters mit medizinischem Cyanacrylatkleber auf den Magen. HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass der Magen nicht mit den umgebenden Organen verbunden ist.</li>
	<li>Überprüfen Sie, ob der Katheter fest am Magen befestigt ist, und positionieren Sie den Magen dann vorsichtig wieder an seine angestammte Stelle unter dem linken Leberlappen.</li>
	<li>Nähen Sie die Bauchdecke, so dass sich der Katheter nach außen ausdehnen kann, mit einer Naht aus Polydioxanon (PDS). Danach schließen Sie den Hautschnitt analog zum Bauchverschluss.</li>
	<li>Positionieren Sie die Maus vorsichtig in einem desinfizierten Käfig. HINWEIS: Postoperative Mäuse sollten einzeln untergebracht werden. Tragen Sie ein lokales Analgetikum topisch auf den Wundverschluss auf und befolgen Sie die analgetischen Pläne, wie sie in den lokalen institutionellen Richtlinien empfohlen werden.</li>
	<li>Erlauben Sie einen Wiederherstellungszeitraum von mindestens 48 Stunden in einer Standardumgebung. HINWEIS: Ein Ende des Katheters, der in den Magen der Maus eingeführt wird, wird mit einer 23G-Nadel mit versiegelter Spitze verschlossen, um das Eindringen von Fremdsubstanzen und ein Beißen zu verhindern. Da der Katheter, der aus dem Bauch herausragt, kurz ist, verhindert er, dass die Maus ihn durch das Bettzeug zieht, was dazu führen könnte, dass er sich öffnet oder sich verfängt.</li>
</ol>
6. Vorbereitung für die transkranielle Ca2+-Bildgebung in vivo
<ol>
	<li>Verabreichen Sie der Maus eine Anästhesie mit Isofluran (Induktion bei 2 %; Erhaltungstherapie zwischen 0,8 % und 1,0 %).</li>
	<li>Befestigen Sie die Maus mit zusätzlichen Ohrbügeln auf einer stereotaktischen Plattform, um die Auswirkungen von Pulsation und Atmung zu mildern. Positionieren Sie anschließend die Maus unter einem Fluoreszenz-Stereomikroskop.</li>
	<li>Verwenden Sie ein breitbandiges blaues Fluoreszenzfilterset (mit Anregung bei 460-490 nm und Emission bei 520 nm) in Verbindung mit einer Quecksilberlichtquelle.</li>
	<li>Nehmen Sie die Bilder mit einer Kamera auf und bearbeiten Sie sie mit der entsprechenden Bildbearbeitungssoftware.</li>
	<li>Entfernen Sie die Haare vorsichtig mit einem Elektrorasierer oder einer Haarentfernungscreme von der Kopfhaut. HINWEIS: Wenn Sie einen Rasierer verwenden, stellen Sie sicher, dass er gründlich desinfiziert ist, und achten Sie darauf, die Haut nicht zu schneiden.</li>
	<li>Desinfizieren Sie die Oberfläche der Kopfhaut mit einem Wattestäbchen oder einem ähnlichen Werkzeug mit einer auf 0,1-0,5% verdünnten Lösung von Chlorhexidingluconat. Anschließend mit Alkohol desinfizieren und diese abwechselnd 3x wiederholen.</li>
	<li>Tragen Sie ein Lokalanästhesiegel auf und warten Sie 5-10 Minuten.</li>
	<li>Bereiten Sie sich auf das Auftragen von Zahnacrylkleber vor.<ol>
		<li>Verwenden Sie eine sterile Skalpellklinge, um die Kopfhaut zu schneiden. Entfernen Sie entweder die Kopfhaut komplett oder machen Sie einen geraden Schnitt vom Hinterkopf bis zur Stirn.</li>
		<li>Verwenden Sie Clips, um den Schädel freizulegen, indem Sie überschüssige Haut verlängern.</li>
		<li>Verwenden Sie ein Wattestäbchen, um das Bindegewebe der Knochenhaut zu entfernen.</li>
		<li>Tragen Sie den Acrylzement sofort nach dem Entfernen des Periosts auf. Handeln Sie schnell, um zu verhindern, dass die Schädeloberfläche durch Verdunstung aus dem freiliegenden Knochen undurchsichtig wird.</li>
		<li>Warten Sie ca. 5 Minuten, bis der Zement getrocknet ist.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
7. Transkranielle Ca2+ -Bildgebung mit intraduodenaler Glukosegabe
<ol>
	<li>Sowohl die experimentelle Lösung als auch die Kochsalzlösung werden auf Umgebungstemperatur äquilibriert. Setzen Sie die Mäuse für eine bestimmte Dauer (z. B. 2 Stunden) einer diätetischen Einschränkung aus.</li>
	<li>Entfernen Sie den Restinhalt des mausseitigen Katheters mit ~0,03 ml Kochsalzlösung, bevor Sie die Injektion einleiten.</li>
	<li>Aspirieren Sie die experimentelle Lösung (z. B. eine 10%ige Glukoselösung, die in 300 μl Wasser hergestellt wurde, ergänzt durch weitere 300 μl Wasser) in die Spritze und geben Sie sie dann an den Katheter an. Ermitteln Sie die optimale Dosierung der Lösung, die auf das spezifische Versuchsziel abgestimmt ist. HINWEIS: Seien Sie während dieser Phase vorsichtig, um eine übermäßige Belastung des Katheters zu vermeiden, die die innere Anatomie der Maus gefährden könnte. Bemühen Sie sich, die Schläuche auf der Mausseite mit äußerster Sanftheit zu manipulieren. Stellen Sie außerdem sicher, dass die Spritze frei von Luft nach der Lösungsaspiration bleibt, da eingeschlossene Luft und Blasen eine gastrointestinale Blähung auslösen können.</li>
	<li>Beurteilen Sie den physiologischen Zustand der Maus und aktivieren Sie die Aufzeichnungsfunktion der Bildgebungssoftware, indem Sie auf die Schaltfläche für den Aufnahmevorgang in der Softwareanwendung klicken.</li>
	<li>Nehmen Sie Bilder mit einer Auflösung von 512 x 512 Pixeln, einer Tiefe von 16 Bit und einer Bildrate von 10 Hz auf. HINWEIS: Die Aufnahmeparameter können angepasst werden, um sie an spezifische experimentelle Anforderungen anzupassen.</li>
	<li>Erfassen Sie spontane Daten (z. B. über 50 s), gefolgt von der allmählichen Infusion der experimentellen Lösung mit einer auf das Experiment abgestimmten Geschwindigkeit (hier 0,035 ml/s). HINWEIS: Am Ende des Experiments wird die Maus umgehend durch Zervixluxation unter Isofluran-Anästhesie eingeschläfert.</li>
</ol>
8. Bilddatenverarbeitung und -analyse
<ol>
	<li>Binden Sie Bilddaten in eine Größe von 64 x 64 Pixeln.</li>
	<li>Bestimmen Sie handgezeichnete Regions of Interest (ROIs) mit ImageJ. Beziehen Sie sich auf den Atlas des Mausgehirns, um ROIs als den frontalen Bereich (M2), den somatosensorischen Bereich einschließlich des Fasses (Somato), den okzipitalen Bereich (visuell) und die retrospleniale Region (RSC) zu bezeichnen.</li>
	<li>Verwenden Sie die MATLAB-Funktion ReadImageJROI , um die Koordinaten zu extrahieren, die den ROIs entsprechen. Greifen Sie über den bereitgestellten Link auf die MATLAB-Funktion zu: https://jp.mathworks.com/matlabcentral/fileexchange/32479-readimagejroi</li>
	<li>Berechnen Sie die durchschnittliche Änderungsrate der Fluoreszenzintensität innerhalb des ROI mit MATLAB.<ol>
		<li>Definieren Sie die Änderungsrate der Fluoreszenzintensität (ΔF/F) mit Gleichung (1): 
		<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/65902/65902eq01.jpg" style="margin: auto;">(1) Dabei steht F t für den Wert der Fluoreszenzintensität zu einem bestimmten Zeitpunkt, und der durchschnittliche Intensitätswert vom Beginn der Aufzeichnung bis 50 s nach Beginn der Injektion wird als F0 bezeichnet.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Berücksichtigen Sie die Verzögerung, mit der die Injektionslösung das Organ erreicht. Verwenden Sie den durchschnittlichen Intensitätswert für die drei Sekunden nach der Injektion als Ausgangswert. Zielsignale, die den Ausgangsintensitätswert + 1 SD für die Analyse überschreiten, wenn sie 3 s oder später nach der Injektion auftreten.</li>
</ol>

<meta charset="utf8"></head><body>Untersuchung der Darm-Hirn-Interaktion mittels transkranieller Kalzium-Bildgebung bei Mäusen

<ol><li>Buchanan, K. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+preference+for+sugar+over+sweetener+depends+on+a+gut+sensor+cell%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">The preference for sugar over sweetener depends on a gut sensor cell.</a> Nature Neuroscience. 25 (2), 191-200 (2022).</li>
<li>Reimann, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+mechanisms+underlying+nutrient+detection+by+incretin-secreting+cells%5BTitle%5D)+AND+%22International+Dairy+Journal%22%5BJournal%5D)">Molecular mechanisms underlying nutrient detection by incretin-secreting cells.</a> International Dairy Journal. 20 (4), 236-242 (2010).</li>
<li>Kreuch, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gut+mechanisms+linking+intestinal+sweet+sensing+to+glycemic+control%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Endocrinology%22%5BJournal%5D)">Gut mechanisms linking intestinal sweet sensing to glycemic control.</a> Frontiers in Endocrinology. 9, 741(2018).</li>
<li>Gorboulev, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Na%28%2B%29-D-glucose+cotransporter+SGLT1+is+pivotal+for+intestinal+glucose+absorption+and+glucose-dependent+incretin+secretion%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Na(+)-D-glucose cotransporter SGLT1 is pivotal for intestinal glucose absorption and glucose-dependent incretin secretion.</a> Diabetes. 61 (1), 187-196 (2012).</li>
<li>Harada, N., Inagaki, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+sodium-glucose+transporters+in+glucose+uptake+of+the+intestine+and+kidney%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Diabetes+Investigation%22%5BJournal%5D)">Role of sodium-glucose transporters in glucose uptake of the intestine and kidney.</a> Journal of Diabetes Investigation. 3 (4), 352-353 (2012).</li>
<li>Kaelberer, M. M., Rupprecht, L. E., Liu, W. W., Weng, P., Bohórquez, D. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuropod+cells%3A+The+emerging+biology+of+gut-brain+sensory+transduction%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Neuropod cells: The emerging biology of gut-brain sensory transduction.</a> Annual Review of Neuroscience. 43, 337-353 (2020).</li>
<li>Stanley, S., Wynne, K., McGowan, B., Bloom, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hormonal+regulation+of+food+intake%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Reviews%22%5BJournal%5D)">Hormonal regulation of food intake.</a> Physiological Reviews. 85 (4), 1131-1158 (2005).</li>
<li>Larsen, P. J., Tang-Christensen, M., Jessop, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Central+administration+of+glucagon-like+peptide-1+activates+hypothalamic+neuroendocrine+neurons+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Endocrinology%22%5BJournal%5D)">Central administration of glucagon-like peptide-1 activates hypothalamic neuroendocrine neurons in the rat.</a> Endocrinology. 138 (10), 4445-4455 (1997).</li>
<li>Alhadeff, A. L., Rupprecht, L. E., Hayes, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((GLP-1+neurons+in+the+nucleus+of+the+solitary+tract+project+directly+to+the+ventral+tegmental+area+and+nucleus+accumbens+to+control+for+food+intake%5BTitle%5D)+AND+%22Endocrinology%22%5BJournal%5D)">GLP-1 neurons in the nucleus of the solitary tract project directly to the ventral tegmental area and nucleus accumbens to control for food intake.</a> Endocrinology. 153 (2), 647-658 (2012).</li>
<li>Raybould, H. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gut+chemosensing%3A+interactions+between+gut+endocrine+cells+and+visceral+afferents%5BTitle%5D)+AND+%22Autonomic+Neuroscience%3A+Basic+%26+Clinical%22%5BJournal%5D)">Gut chemosensing: interactions between gut endocrine cells and visceral afferents.</a> Autonomic Neuroscience: Basic & Clinical. 153 (1-2), 41-46 (2010).</li>
<li>Routh, V. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glucose-sensing+neurons%3A+are+they+physiologically+relevant%5BTitle%5D)+AND+%22Physiology+%26+Behavior%22%5BJournal%5D)">Glucose-sensing neurons: are they physiologically relevant.</a> Physiology & Behavior. 76 (3), 403-413 (2002).</li>
<li>Secher, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+arcuate+nucleus+mediates+GLP-1+receptor+agonist+liraglutide-dependent+weight+loss%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">The arcuate nucleus mediates GLP-1 receptor agonist liraglutide-dependent weight loss.</a> The Journal of Clinical Investigation. 124 (10), 4473-4488 (2014).</li>
<li>Williams, E. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensory+neurons+that+detect+stretch+and+nutrients+in+the+digestive+system%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Sensory neurons that detect stretch and nutrients in the digestive system.</a> Cell. 166 (1), 209-221 (2016).</li>
<li>Borgmann, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gut-brain+communication+by+distinct+sensory+neurons+differently+controls+feeding+and+glucose+metabolism%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Gut-brain communication by distinct sensory neurons differently controls feeding and glucose metabolism.</a> Cell Metabolism. 33 (7), 1466-1482.e7 (2021).</li>
<li>Krashes, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid%2C+reversible+activation+of+AgRP+neurons+drives+feeding+behavior+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">Rapid, reversible activation of AgRP neurons drives feeding behavior in mice.</a> The Journal of Clinical Investigation. 121 (4), 1424-1428 (2011).</li>
<li>Aponte, Y., Atasoy, D., Sternson, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((AGRP+neurons+are+sufficient+to+orchestrate+feeding+behavior+rapidly+and+without+training%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">AGRP neurons are sufficient to orchestrate feeding behavior rapidly and without training.</a> Nature Neuroscience. 14 (3), 351-355 (2011).</li>
<li>Zhang, L., Han, W., Lin, C., Li, F., de Araujo, I. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sugar+metabolism+regulates+flavor+preferences+and+portal+glucose+sensing%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Integrative+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Sugar metabolism regulates flavor preferences and portal glucose sensing.</a> Frontiers in Integrative Neuroscience. 12, 57(2018).</li>
<li>Goldstein,, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypothalamic+detection+of+macronutrients+via+multiple+gut-brain+pathways%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Hypothalamic detection of macronutrients via multiple gut-brain pathways.</a> Cell Metabolism. 33 (3), 676-687.e5 (2021).</li>
<li>Fernandes, A. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postingestive+modulation+of+food+seeking+depends+on+vagus-mediated+dopamine+neuron+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Postingestive modulation of food seeking depends on vagus-mediated dopamine neuron activity.</a> Neuron. 106 (5), 778-788.e6 (2020).</li>
<li>Kaelberer, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKaelberer%2C+MM+%22A+gut-brain+neural+circuit+for+nutrient+sensory+transduction%22">A gut-brain neural circuit for nutrient sensory transduction</a>. 361 (6408), Science. New York, N.Y. eaat5236(2018).</li>
<li>Bohórquez, D. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuroepithelial+circuit+formed+by+innervation+of+sensory+enteroendocrine+cells%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">Neuroepithelial circuit formed by innervation of sensory enteroendocrine cells.</a> The Journal of Clinical Investigation. 125 (2), 782-786 (2015).</li>
<li>Tan, H. -E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+gut-brain+axis+mediates+sugar+preference%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">The gut-brain axis mediates sugar preference.</a> Nature. 580 (7804), 511-516 (2020).</li>
<li>Wang, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole-brain+mapping+of+the+direct+inputs+and+axonal+projections+of+POMC+and+AgRP+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neuroanatomy%22%5BJournal%5D)">Whole-brain mapping of the direct inputs and axonal projections of POMC and AgRP neurons.</a> Frontiers in Neuroanatomy. 9, 40(2015).</li>
<li>Yamada, S., Wang, Y., Monai, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcranial+cortex-wide+Ca2%2B+imaging+for+the+functional+mapping+of+cortical+dynamics%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Transcranial cortex-wide Ca2+ imaging for the functional mapping of cortical dynamics.</a> Frontiers in Neuroscience. 17, 1119793(2023).</li>
<li>Monai, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcium+imaging+reveals+glial+involvement+in+transcranial+direct+current+stimulation-induced+plasticity+in+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain.</a> Nature Communications. 7 (1), 11100(2016).</li>
<li>Ferron, J. -F., Kroeger, D., Chever, O., Amzica, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical+Inhibition+during+Burst+Suppression+Induced+with+Isoflurane+Anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Cortical Inhibition during Burst Suppression Induced with Isoflurane Anesthesia.</a> The Journal of Neuroscience. 29 (31), 9850-9860 (2009).</li>
<li>Ming, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isoflurane-induced+burst+suppression+is+a+thalamus-modulated%2C+focal-Onset+rhythm+with+persistent+local+asynchrony+and+variable+propagation+patterns+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Systems+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Isoflurane-induced burst suppression is a thalamus-modulated, focal-Onset rhythm with persistent local asynchrony and variable propagation patterns in rats.</a> Frontiers in Systems Neuroscience. 14, 599781(2021).</li>
<li>Schwalm, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+states+shape+the+spatiotemporal+representation+of+local+and+cortex-wide+neural+activity+in+mouse+sensory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Functional states shape the spatiotemporal representation of local and cortex-wide neural activity in mouse sensory cortex.</a> Journal of Neurophysiology. 128 (4), 763-777 (2022).</li>
<li>Ueno, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+intragastric+infusion+%28iG%29+model%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Mouse intragastric infusion (iG) model.</a> Nature Protocols. 7 (4), 771-781 (2012).</li>
<li>Zukerman, S., Ackroff, K., Sclafani, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Post-oral+glucose+stimulation+of+intake+and+conditioned+flavor+preference+in+C57BL%2F6J+mice%3A+A+concentration-response+study%5BTitle%5D)+AND+%22Physiology+%26+Behavior%22%5BJournal%5D)">Post-oral glucose stimulation of intake and conditioned flavor preference in C57BL/6J mice: A concentration-response study.</a> Physiology & Behavior. 109, 33-41 (2013).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>2,5 mL TERUMO Spritze</td><td>TERUMO</td><td>ss-02Sz</td><td></td></tr><tr><td>23 G Injektionsnadel</td><td>TERUMO</td><td>4987350390691</td><td></td></tr><tr><td>Anästhetikum (ISOFLURANE Inhalationslösung)</td><td>viatris</td><td>871119</td><td></td></tr><tr><td>Wattestäbchen</td><td></td><td></td><td>lokale Firma</td></tr><tr><td>Cyanoacrylat-Kleber (AronArufa A)</td><td>TOAGOSEI</td><td>7990700Q1022</td><td></td></tr><tr><td>Zahnmedizin Acryl-Zement C& B&nbsp;</td><td>Sun Medical&nbsp;</td><td>221AABZX00115000</td><td></td></tr><tr><td>Enthaarungscreme</td><td>Kracie</td><td></td><td>lokales Unternehmen</td></tr><tr><td>Digitale CMOS-Kamera</td><td>Hamamatsu Photonik&nbsp;</td><td>ORCA-Spark</td><td></td></tr><tr><td>Ohrbügel</td><td>NARISHIGE</td><td>EB-5N</td><td></td></tr><tr><td>Filterset (U-MWB2)</td><td>Evident</td><td>U-MWB2&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Feine Schere</td><td>Fine Dcience Tools</td><td>14040-10</td><td></td></tr><tr><td>G7NG817 Mäuse</td><td>RIKEN BRC</td><td>RBRC09650</td><td></td></tr><tr><td>Bildsoftware</td><td>Hamamatsu Photonics&nbsp;</td><td>HC Bildsoftware</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran vapolizer</td><td>shinanoseisakusyo</td><td>SN-487-0T</td><td></td></tr><tr><td>Lichtquelle (U-HGLGPS)</td><td>Evident</td><td>U-HGLGPS</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskopie (MVX10)</td><td>Evident</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kunststoffkügelchen (Innendurchmesser 3 mm, Außendurchmesser 5 mm)</td><td></td><td></td><td>lokale</td></tr><tr><td>Firma Zange</td><td></td><td></td><td>lokale Firma</td></tr><tr><td>Polydioxanon-Nahtmaterial, Monodiox</td><td>Alfresa Pharma</td><td>HR1305MV45-KF2R</td><td>Dieses resorbierbare, monofile PDS-Nahtmaterial wird zum Verschluss des chirurgischen Schnitts verwendet</td></tr> Rundende <tr><td>Pinzette</td><td>F.S.T.&nbsp;</td><td>11617-12</td><td></td></tr><tr><td>Kochsalzlösung</td><td>Otsuka Pharmaceutical Factory</td><td>35061311</td><td></td></tr><tr><td>Silikonschlauch (Innendurchmesser 0,5 mm, Außendurchmesser 1,0 mm)</td><td>AS ONE&nbsp; CORPORATIO</td><td>33151413</td><td>lokales Unternehmen</td></tr><tr><td>für kleine chirurgische Nadel</td><td>Natsume Seisakusho Co., Ltd.</td><td></td><td></td>AC03DNT</tr><tr><td>Stereotaktische Stufe</td><td>NARISHIGE</td><td>MA-6N</td><td></td></tr><tr><td>Xylocain Gelee 2%</td><td>Sandoz K.K.</td><td>614429303</td><td>Dieses Gelee wird als lokales Analgetikum zur Linderung von Operationsschmerzen verwendet</td></tr></tbody></table>

echtzeit-analyse der neuronalen kommunikation zwischen darm und gehirn: kortexweite kalziumdynamik als reaktion auf intestinale glukosestimulation

Real-time Analysis of Gut-brain Neural Communication: Cortex wide Calcium Dynamics in Response to Intestinal Glucose Stimulation

Transkranielle Kortex weite Ca2+ -Bildgebung mit einem Isofluran-anästhesierten G7NG817 Maus Wir haben den Katheter nach dem in Abbildung 1 dargestellten Verfahren hergestellt. Nachdem wir die Position des Magens sorgfältig identifiziert hatten, befestigten wir den Katheter an dieser Stelle (Abbildung 1). Nachdem wir eine ausreichende Erholungszeit nach dem Einführen des Katheters (ca. 48 Stunden) eingeräumt hatten, maßen wir die spontane neuronale Aktivität unter milder Isofluran-Anästhesie (0,8-1,0%), um die Änderungen der Fluoreszenzintensität zu Studienbeginn für nachfolgende Beobachtungen der Darmstimulation zu ermitteln. Als Ergebnis bestätigten wir die zufälligen Ca2+ -Oszillationsmuster, die sich über den gesamten Kortex erstreckten (Abbildung 2A). Abbildung 2 zeigt repräsentative Beispiele für spontane Hirnaktivität, bei der die Katheter zuvor eingeführt wurden. Wir definierten die Zeit des ersten beobachtbaren transienten Ca2+ -Peaks in der M2-Region nach der Injektion auf 0,0 s. Die Pseudofarbdarstellung zeigte den Peak dieses Ca2+ -Transienten als Maximalwert an, mit dem Mittelwert plus einer Standardabweichung (1 SD) als Minimalwert. Es zeigte sich, dass die linke und die rechte Hemisphäre in allen Regionen synchrone Aktivität zeigten.
Als nächstes haben wir ROIs ermittelt, um die Wellen innerhalb jedes Funktionsbereichs zu charakterisieren. Wie in Abbildung 2B gezeigt, haben wir die zeitlichen Änderungen der Fluoreszenzintensitätsrate für jeden ROI dargestellt (Abbildung 2B). Diese beobachteten Oberflächen-Ca2+ -Oszillationen folgten einem Burst-Suppressionsmuster, das zwischen Perioden geringer Aktivität und Fluoreszenzänderungen mit hoher Amplitude wechselte. Dieses Aktivitätsmuster stimmt mit früheren Ergebnissen überein, die gleichzeitig das kortikale Oberflächen-EEG und die Ca2+ -Dynamik gemessenhaben 26.
Trotz globaler oder regionaler Ca2+-Fluktuationen an der Oberfläche zwischen Suppressions- und Burst-Zuständen kann die spezifische kortikale Region, die den Kalziumanstieg auslöst, unterschiedlich sein. Wie bereits berichtet, wird erwartet, dass sich der Bereich aktiviert, wenn ein Signal eine lokale kortikale Region stimuliert, was in der Folge zu einer globalen Verschiebung des kortikalen Zustands führt27,28.
Veränderungen der Dynamik von Cortex-Ca2+ nach intragastrischer Glukoseinjektion Um zu klären, wie die Glukose- oder Wasserverabreichung die kortikale Aktivität beeinflusst, überwachten wir die kortexweite Ca2+-Dynamik während und nach der Injektion. Als Ergebnis fanden wir Veränderungen in der kortikalen Ca2+-Dynamik nach intragastrischer Glukoseinjektion. Im Gegensatz zu der spontanen Aktivität, die in verschiedenen Regionen der kortikalen Aktivierung dargestellt wird, beobachteten wir eine sofortige Aktivierung im präfrontalen Bereich oder im sekundären motorischen Kortex (M2) bei direkter Darminjektion von Glukose über den Katheter, ein Effekt, der durch die intragastrische Wasserinjektion nicht induziert wurde (Abbildung 3A-C). Darüber hinaus beobachteten wir, dass diese vorübergehenden, prominenten Ca2+-Ereignisse tendenziell über etwa 10 s nach der intragastrischen Glukoseinjektion kontinuierlich auftraten. Solche anhaltenden Phänomene waren bei der Verabreichung von Wasser nicht erkennbar (Abbildung 3D-F).
Die Ca2+- Ereignisse in jedem ROI wurden charakterisiert, indem das Verhältnis des Fluoreszenzintensitätsänderungsverhältnisses unter Verwendung des auditorischen Kortex (Referenz) als Referenz bei dem ersten Peak, der innerhalb von 4-8 s nach Abschluss der Glukoseverabreichung auftrat, berechnet wurde. Infolgedessen wurde eine signifikante Veränderung bei der Injektion von Glukose beobachtet, nachdem das Ansprechen in der M2-Region verglichen wurde, wobei der auditorische Kortex als Referenz vor und nach der Injektion verwendet wurde.
Im Gegensatz dazu wurde eine solche Veränderung bei der Injektion von Wasser nicht beobachtet (Abbildung 3G, Wasser N = 7: vor vs. Injektion, 2,38 ± 2,53 vs. 2,05 ± 1,84, p &gt; 0,05; Glukose N = 7: vor vs. Injektion, 2,48 ± 0,97 vs. 3,76 ± 2,76, p &lt; 0,01, Wilcoxon-Vorzeichen-Grad-Test). Als nächstes wurde bei der Definition der Aktivierungsniveaus in jeder kortikalen Region durch das Verhältnis des Wertes von nach der Injektion zu vor der Injektion ein signifikanter Unterschied nur in der M2-Region beobachtet (Abbildung 3H, M2: 0,92 ± 0,89 vs. 1,30 ± 0,32, p = 0,006; Somato: 0,95 ± 0,076 vs. 1,04 ± 0,13, p = 0,27; Visuell: 0,92 ± 0,3 vs. 1,00 ± 0,06, p = 0,89; RSC: 0,97 ± 0,27 vs. 1,10 ± 0,27, p = 0,60, t-Test).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65902/65902fig01.jpg"> 
Abbildung 1: Überblick über die Methode. (A) Herstellung des Katheters: (a) Schneiden Sie den Silikonschlauch ab. (b) Befestigen Sie eine Kunststoffraupe mit medizinischem Cyanacrylatkleber auf dem Silikonschlauch. c) Die 23 G Nadel 1,5 cm von der Spitze abschneiden. (d) Befestigen Sie das abgeschnittene Ende der Nadel am Silikonschlauch. (B) Injektor-Baugruppe: (a) Schneiden Sie eine 23-G-Injektionsnadel um 1 cm ab. (b) Verbinden Sie die getrimmte Injektionsnadel mit einer 2,5-ml-Spritze. c) Den abgeschnittenen Teil der Injektionsnadel mit einem Silikonschlauch ummanteln. (d) Die 23 G Nadel 1,5 cm von der Spitze abschneiden. (e) Befestigen Sie das abgeschnittene Ende der Nadel am Silikonschlauch. (c) Chirurgischer Eingriff: (a) Enthaaren Sie das Operationsgebiet. (b) Die Haut und die Bauchdecke bis zu einer Länge von ca. 1,5 cm einschneiden. (c) Mit einer Schere eine kleine Perforation (ca. 1,5 mm Durchmesser) in das Pylorusantrum einstechen und den Katheter (Silikonschlauch) einführen. Befestigen Sie den Katheter mit medizinischem Cyanacrylatkleber am Pylorusantrum. (d) Nähen Sie die Bauchdecke und die Haut mit 5/0 Seidennahtmaterial und einer Nadel. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65902/65902fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65902/65902fig02.jpg"> 
Abbildung 2: Spontane kortexweite Ca2+ -Oszillationen bei G7NG817 Mäusen mit angelegtem Katheter. (A) Ein repräsentatives Beispiel für kortexweite Ca2+ -Oszillationen, die in Intervallen von 0,2 s angezeigt werden. Änderungen der Fluoreszenzintensität werden mit einer Pseudofarbüberlagerung dargestellt. Das Zeitfenster, das von der gestrichelten Linie in B umgeben ist, zeigt das erste erscheinende Ca2+ -Transiente, dessen Spitze auf die Zeit 0 eingestellt ist. Die Pseudofarbdarstellung verwendet den Peak dieses Ca2+ -Transienten als Maximalwert und den Mittelwert +1 SD als Minimalwert. (B) Zeitreihenänderungen der Fluoreszenzintensität für jeden ROI im Beispiel. Die Linienfarben entsprechen unterschiedlichen kortikalen Bereichen: Rot steht für M2; Magenta repräsentiert den somatosensorischen Bereich (Somato); blau stellt den visuellen Bereich dar (Visual); und Grün steht für die Retro-Milzregion. Der lachsfarbene Streifen zeigt die Injektionszeit an. (C) Eine einzelne Spitze innerhalb der gestrichelten Kontur wird isoliert und in einer vergrößerten Ansicht angezeigt. Abkürzungen: SD = Standardabweichung; ROI = Region von Interesse; RSC = Retro-Milzregion. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65902/65902fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65902/65902fig03.jpg"> 
Abbildung 3: Cortex-weite Ca2+ -Reaktion während/nach Glukose- oder Wasserinjektion. (A) Ein repräsentatives Beispiel für die Verabreichung von Glukose, das in Abständen von 0,2 s angezeigt wird. Änderungen der Fluoreszenzintensität werden mit einer Pseudofarbüberlagerung dargestellt. Das Zeitfenster, das von der gestrichelten Linie in B umschlossen wird, zeigt den ersten auftretenden Ca2+ -Transienten nach der Injektion, wobei sein Peak auf die Zeit 0 eingestellt ist. Die Pseudofarbdarstellung basiert auf dem Peak des ersten Ca2+ Transienten nach der Injektion als Maximalwert und dem Mittelwert +1 SD als Minimalwert. (B) Zeitreihenänderungen der Fluoreszenzintensität für jeden ROI im Beispiel. Die Linienfarben entsprechen verschiedenen kortikalen Bereichen: Rot steht für M2, Magenta für den somatosensorischen Bereich (Somato), Blau für den visuellen Bereich (Visual) und Grün für den retro-Milzbereich. (C) Eine einzelne Spitze innerhalb der gestrichelten Kontur wird isoliert und in einer vergrößerten Ansicht angezeigt. Die Zielkalziumwelle ist die früheste Welle, die innerhalb von 4-8 s nach der Injektion auftrat. (D) Ein repräsentatives Beispiel für die Wasserinjektion als Glukosekontrolldaten. (E) Zeitreihenänderungen der Fluoreszenzintensität für jeden ROI im Beispiel. Die Linienfarben sind wie in B. (F) Eine einzelne Spitze innerhalb des gestrichelten Umrisses wird isoliert und in einer vergrößerten Ansicht angezeigt. Die Zielkalziumwelle ist die früheste Welle, die innerhalb von 4-8 s nach der Injektion auftrat. (G) Vergleich der spontanen Aktivität von M2 (vor) und des Ansprechens nach der Injektion (injiziert). Die durchschnittliche Fluoreszenzintensität ändert sich über 50 s vor der Injektion, und die Spitzenreaktion im M2-Bereich zwischen 4 s und 8 s nach der Injektion wurde unter Verwendung des auditorischen Kortex als Referenz berechnet. (H) Vergleich der Aktivierungsniveaus in jeder kortikalen Region, wenn Wasser oder Glukose verabreicht wurde. Für jede Region wurde das Verhältnis des Wertes von nach der Injektion zu vor der Injektion, bestimmt in G, berechnet. N.S. steht für nicht signifikant (p &gt; 0,05). ** &lt;0,01. Fehlerbalken sind als Standardfehler des Mittelwerts definiert. Abkürzungen: SD = Standardabweichung; ROI = Region von Interesse; RSC = Retro-Milzregion. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65902/65902fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>

Echtzeit-Analyse der neuronalen Kommunikation zwischen Darm und Gehirn: Kortexweite Kalziumdynamik als Reaktion auf intestinale Glukosestimulation

Communication between the gastrointestinal tract and the brain after nutrient absorption plays an essential role in food preference, metabolism, and ...

real-time-analysis-gut-brain-neural-communication-cortex-wide-calcium

Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

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Dual-Elektrophysiologische Recordings synaptisch-evozierte astrogliale und neuronale Antworten in Acute Hippocampusschnitte

Quelle: Fried, D. E., Gulbransen, B. D. In situ ca2+{{}} Bildgebung des enterischen Nervensystems. J. Vis. Exp.  (2015){{}}Dieses Video demonstriert Kalzium Bildgebung zur Visualisierung und Analyse der Aktivität von enterischen Neuronen und Gliazellen in Präparaten des myenterischen Plexus colon der Maus.

Calcium-Bildgebung von enterischen Neuronen- und Gliaaktivitäten in einem myenterischen Plexus des Dickdarms der Maus

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Echtzeit-Analyse der neuronalen Kommunikation zwischen Darm und Gehirn: Kortexweite Kalziumdynamik als Reaktion auf intestinale Glukosestimulation (Video) | JoVE Journal

Echtzeit-Analyse der neuronalen Kommunikation zwischen Darm und Gehirn: Kortexweite Kalziumdynamik als Reaktion auf intestinale Glukosestimulation

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