Name: Die Herstellung der thermoplastischen Mikrofluidikkanälen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2008-02-03T23:56:00.000+00:00
Duration: 16 min
Description: Lernen Sie die Herstellung thermoplastischer Mikrofluidikkanäle mittels Mikro-Heißprägen und thermischem Bonden. Diese Methode ermöglicht die effiziente Isolierung von Nukleinsäuren für diagnostische Anwendungen.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Die mikrofluidischen Kanälen sind in einem zyklischen Polyolefin (Zeonex ® 690R, Zeon Chemical Inc., Louisville, KY) hergestellt. Zeonex hat eine Glasübergangstemperatur (T g) von 136 ° C und ist UV-durchlässig, das ist wichtig für das Licht gerichtet Chemie in die poröse Monolith Bildung verwendet. Die Mikrokanäle werden durch Mikro-Heißprägen mit einem NiCo elektrogeformte Master-Form, die die negative (inverse) Merkmale des mikrofluidischen Plattform hergestellt. Das Heißprägen wird wie folgt durchgeführt: <ol><li> Die Form und das Polymer Substrat zwischen zwei parallelen Platten aus Metall angebracht. </li><li> Die Platten sind bis zum Prägetemperatur (166 ° C), die 30 º C über dem T g Zeonex erhitzt wird. </li><li> Die Platten werden dann zusammen für ca. 5 min gepresst und der Druck wird bei 250 psi gehalten. </li><li> Die Form und das Substrat werden dann von der beheizten Walzen, dürfen für 1-2 min abkühlen entfernt, und dann manuell voneinander getrennt. </li><li> Wells von 1,5-mm-Durchmesser an den Enden der Kanäle für die Probenvorbereitung Einführung und Erhebung gebohrt. </li><li> Die geprägten Kunststoff-Substrat wird dann thermisch mit einem anderen Stück Zeonex verklebt geschlossenen mikrofluidischen Kanälen bilden. Die geprägten Substrat und die Abdeckung Stück kann UV-Ozon-oder Plasma vor der thermischen Anbindung an die Abdichtung Effizienz zu steigern und sicherzustellen, dass die Treue der beiliegenden Kanalstruktur (Bhattacharyya und Klapperich, 2007) behandelt werden. </li></ol> Herstellung von Festphasenextraktion (SPE) Spalte innerhalb der Kunststoff-mikrofluidischen Kanälen Die Herstellung der festen Phase ist ein zweistufiger Prozess. Zunächst werden die gefertigten Mikrokanäle Oberfläche modifiziert werden, um die Haftung der SPE-Säule auf der Kunststoff-Vorrichtung zu verbessern. Grafting via Oberfläche Photopolymerisation wird verwendet, um die Wände des polymeren Mikrokanäle funktionalisieren. Die Pfropfung ist wie folgt: <ol><li> Die Mikrokanäle sind mit einem 1:1-Gemisch aus Ethylendiacrylat (EDA) und Methylmethacrylat (MMA) mit 3% Benzophenon, das ein Wasserstoffatom abstrahieren Photoinitiator gefüllt ist. Das EDA, MMA und Benzophenon sind von Sigma-Aldrich, St. Louis, MO gekauft. </li><li> Der Chip wird dann UV-Bestrahlung für 10 min bei 254 nm UV-Wellenlänge und 200 mJ / cm 2 Energie in eine UV-Exposition Instrument (CL-1000 UV Crosslinker, UPV Inc., Upland, CA). Die Pfropfung erfolgt über H-Abstraktion Polymerisation und die Ergebnisse in der Oberfläche angebundenen Polymerketten, die in der Polymerisationsmischung für die Vorbereitung des Monolithen in der zweiten Stufe verwendet einzubringen. </li><li> Das überschüssige Monomer wird aus den Kanälen durch Spülen mit 15 ul Methanol unter Vakuum abgesaugt. </li></ol> Nach dem photografting Verfahren wird eine mikroporöse Polymer-Monolith innerhalb der Mikrokanäle gebildet, fangen die Silica-Teilchen zur DNA-Extraktion. Die poröse Monolith ist in situ hergestellt wie folgt: <ol><li> Die Oberfläche verändert Kanäle sind mit einem Monolith Precursormischung bestehend aus Buma (15% wt), EDMA (10% wt), 1-Dodecanol (52,5% wt), Cyclohexanol (22,5% Gew.), DMPAP (1 Gew.% in Bezug gefüllt Monomere) und 0,7 um Silica-Partikel (15% bezogen auf das Gesamtvolumen der Pre-Polymer-Mischung). Die Silica-Mikrokugeln wurden von Polysciences, Inc. (Warrington, PA) gekauft und die Monomere und porogenen Lösungsmittel sind von Sigma-Aldrich, St. Louis, MO gekauft. </li><li> Der Chip wird mit UV im UV-Crosslinker bei 200 mJ / cm 2 für 1,1 min, um die Polymerisation zu initiieren bestrahlt, und das überschüssige Monomer wird aus den Kanälen durch Spülen mit 15 ul Methanol unter Vakuum abgesaugt. </li><li> Die fluidischen Verbindungen (NanoPorts TM-Verbindungen, Upchurch Scientific, Oak Harbor, WA) werden dann über die Einführung und Erhebung Vertiefungen der mikrofluidischen Kanälen verbunden. </li><li> Die poröse Monolith wird dann wieder mit Methanol für mindestens 30 min mit der Spritzenpumpe bei einer Flussrate von 100mL/hour gewaschen. </li></ol> Herstellung von CNT Lyse Monolith in der Kunststoff-mikrofluidischen Kanälen Die Herstellung der CNT (Kohlenstoff-Nanoröhrchen) Lyse Monolith ist ein zweistufiger Prozess. Zunächst werden die gefertigten Mikrokanäle Oberfläche modifiziert (gepfropft) in der gleichen Weise wie für die SPE-Säulen in der Kunststoff-Gerät. Nach dem photografting Verfahren wird eine mikroporöse Polymer-Monolith innerhalb des Mikrokanals, die mit Multi-Walled Carbon Nanotubes imprägniert gebildet wird. Die poröse Monolith ist in situ hergestellt wie folgt: <ol><li> Multi-Walled-Nanotubes sind in Cyclohexanol in einer Konzentration von 2,27 resuspendiert. Diese Resuspension wird für 30 Minuten bei 50% Amplitude Ultraschall und 50% ED mit einem sonifier Cell Disruptor (Sonifier S-250D, von Branson Ultraschall, Danbury, CT) hergestellt. Die Beschallung ein wirksames und stabiles 0.5M Suspension von CNTs. Die CNTs wurden aus Nanolabs (Brighton, MA) erworben. </li><li> Die Oberfläche verändert Kanäle sind mit einer ähnlichen Monolithen Precursormischung außer dass jetzt die Lösung von Cyclohexanol + CNTs wird gefüllt. Der Monolith Mischung besteht aus Buma (15% wt), EDMA (10% wt), 1-Dodecanol (52,5% Gew.) und Cyclohexanol + CNTs (22,5% wt). Zu dieser Lösung der Photoinitiator DMPAP hinzugefügt wird (1,13% Gew. mit Bezug auf Monomere). Die Monomere, porogenen Lösungsmitteln und DMPAPA sind von Sigma-Aldrich, St. Louis, MO gekauft. </li><li> Der Chip wird mit UV im UV-Crosslinker bei 120 mJ / cm 2 für 0,9 min, um die Polymerisation zu initiieren bestrahlt. Das Gerät ist um 180 Grad gedreht in der crossliker und bestrahlt weitere 0,9 min bei 120 mJ / cm 2. Das überschüssige Monomer wird aus den Kanälen durch Spülen mit 50 ul Methanol unter Vakuum abgesaugt. </li><li> Die fluidischen Verbindungen (NanoPorts TM-Verbindungen, Upchurch Scientific, Oak Harbor, WA) werden dann über die Einführung und Erhebung Vertiefungen der mikrofluidischen Kanälen verbunden. </li></ol> Bakterielle Probenvorbereitung für die Verwendung mit CNT Lyse Monolith Die Probenvorbereitung für eine bakterielle Probe die Einnahme einer optischen Dichte-Messung bei 600nm, um sicherzustellen, dass die Probe nicht extrem, um zu verhindern Verstopfung des Kanals konzentriert. <ol><li> Nehmen Sie eine OD Lesen bei 600nm mit den Bakterien in den Medien, ist dies mit einem BioPhotometer (Eppendorf BioPhotometer, Eppendorf Scientific, Inc., Westbury, NY) durchgeführt. Verdünnen Sie die Probe, bis die OD im Bereich 0,18-0,25 A. Herbst </li><li> Zentrifugieren Sie die Probe bei 6.500 rpm für 5 Minuten und Dekantieren des Überstandes. </li></ol> Lysis <ol><li> Resuspendieren Bakterien in GuSCN * + .01% SDS + 4% Proteinase K (0.8mg/ml). Vortex kurz (1 ml der Bakterien in Medien sollten in 1ml GuSCN resuspendiert werden). Proteinase K wurde zu der Lösung gegeben, um mit Denaturierung von Proteinen, die an der bakteriellen DNA gebunden sind und DNasen und RNAasen verhindern helfen. Ein weiterer Vorteil der Proteinase K ist, dass es hilft auch mit Abbau der Zellwand Proteine, die wünschenswert ist, da sowohl gram-positive Bakterien und gram-negative Bakterien Zellwände große Mengen an Protein (enthält zwar gram-negative Bakterien in der Regel mehr Eiweiß haben ). Die chaotropen Puffer zusätzlich unterstützt die Proteinase K mit Denaturierung von Proteinen während des Waschmittels stört die Zellwand. Proteinase K und Guanidiniumthiocyanat (GuSCN) wurden von Qiagen Inc. (Valencia, CA) gekauft. SDS (Natriumdodecylsulfat) wurde von Pierce (Rockford, IL) erworben. </li><li> Unmittelbar Belastung der Probe in einer Spritze verbunden PEEK-Schlauch. Saugen Sie die Spritze so, dass keine Luft in das System. Verbinden Sie den Schlauch an den nanoport und Kanal. </li></ol> Ein KDS100 Spritzenpumpe (hergestellt von KD Scientific, Holliston, MA) wurde für die Experimente verwendet und die Durchflussmenge eingesetzt ist 450 ul / Stunde für alle Schritte. Durchfluss der Probe Lyse-Kanal bei 450ul/hr. <ol><li> Sammeln Sie die Probe und gehen Sie auf die DNA-Extraktion mittels SPE (siehe DNA-Extraktion-Protokoll). HINWEIS: Diese bakterielle Probe müssen nicht laden Schritt 2 folgen, da die Suspension GuSCN *. </li></ol> DNA-Extraktion-Protokoll Das Extraktionsverfahren besteht aus 3 Schritten: <ol><li> Load. </li><li> Washington </li><li> Eluieren. </li></ol> KDS100 Spritzenpumpe (hergestellt von KD Scientific, Holliston, MA) wurde für die Experimente verwendet und die Durchflussmenge eingesetzt wurde 300 ul / Stunde für alle Schritte. Last <ol><li> Zustand des Kanals mit chaotropen Puffer (GuSCN *, Guanidiniumthiocyanat) für 1-2 min vor dem Start des Experiments. </li><li> Mischen Sie die Probe mit chaotropen Puffer im Verhältnis 1:1. </li><li> Flow-Probe-Gemisch durch den Kanal für 3 min. </li></ol> Waschen <ol><li> Waschen Sie den Kanal mit 70% Ethanol für 2 min. </li><li> Waschen Sie den Kanal mit 100% Ethanol für 2 min. </li></ol> Eluieren <ol><li> Eluieren der extrahierten DNA in Millipore-Wasser für 3 min. Sammeln Sie 15 ul des gereinigten PCR-ready DNA. </li></ol> * Die GuSCN aus dem Qiagen-Kit (Buffer RLT) verwendet wurde.

<ol><li>Bhattacharyya, A., Klapperich, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+and+chemical+analysis+of+plasma+and+ultraviolet-ozone+surface+treatments+for+thermal+bonding+of+polymeric+microfluidic+devices%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Mechanical and chemical analysis of plasma and ultraviolet-ozone surface treatments for thermal bonding of polymeric microfluidic devices.</a> Lab Chip. 7, 876-882 (2007).</li>
</ol>

Die Autoren haben keine Offenlegungen vorzunehmen.

die herstellung der thermoplastischen mikrofluidikkanälen

Fabrication of the Thermoplastic Microfluidic Channels

In unserem Labor haben wir erfolgreich Nukleinsäuren direkt von Mikroliter-und Submikroliter Mengen von menschlichem Blut, Urin und Stuhl unter Verwendung von Polymer / Nanopartikel-Composite mikroskaligen Lyse und Festphasenextraktion Säulen isoliert. Die gewonnene Proben konzentriert, kleinen Probenvolumina, dass PCRable werden, ohne zusätzliche Aufräumarbeiten. Hier zeigen wir, wie thermoplastische Mikrofluidik-Chips mit Heißprägen und Wärmeversiegelung herzustellen. Dann zeigen wir, wie man in situ Licht gerichtet Oberflächenpfropfung und Polymerisation durch die versiegelten Chip verwenden, um den Verbund Festphase Spalten bilden. Wir zeigen, Pfropfen und Polymerisation von einem Kohlenstoff-Nanoröhrchen / Polymer-Verbundstoff Spalte für die bakterielle Zell-Lyse. Wir zeigen dann die Lyse-Prozess durch Festphasen Extraktion von Nukleinsäuren aus der Probe auf dem Chip mit einem Silica / Polymer-Verbundstoff-Säule. Die beigefügte Protokolle enthalten detaillierte Anweisungen, wie Sie beide Lyse und Festphasenextraktion Spalten zu machen.

Hier zeigen wir, wie thermoplastische Mikrofluidik-Chips mit Heißprägen und Wärmeversiegelung herzustellen. Dann werden wir zeigen, wie man in situ Licht gerichtet Oberflächenpfropfung und Polymerisation durch die versiegelten Chip verwenden, um den Verbund Festphase Spalten bilden.

Die Herstellung der thermoplastischen Mikrofluidikkanälen

In unserem Labor haben wir erfolgreich Nukleinsäuren direkt aus Mikroliter- und Submikroliter-Volumina von menschlichem Blut, Urin und Stuhl unter Verwendung von ... isoliert.

Hallo, mein Name ist Aida Pria und ich habe kürzlich meine Promotion in der Arbeitsgruppe von Dr. Katherine KLAS an der BU abgeschlossen. Heute werde ich die Herstellung einer thermoplastischen mikrofluidischen Vorrichtung mittels Mikro-Heißprägung und thermischer Verbindung demonstrieren. Anschließend werde ich die Isolierung von Nukleinsäuren mithilfe einer festen Phase mit Kieselteilchen zeigen, wobei die gewonnenen Nukleinsäuren anschließend für die PCR-Amplifikationsdetektion oder jedes andere diagnostische Modul verwendet werden können.Hallo, mein Name ist Dominika Kalinski und ich bin Doktorandin im Labor für biomedizinische Mikrogeräte und Mikroumgebungen an der Boston University. Ich werde über die Herstellung einer lysierenden Monolithsäule aus Kohlenstoffnanoröhren in einem mikrofluidischen Gerät sowie über die Herstellung einer Monolithsäule zur Festphasen-Extraktion für die DNA-Isolierung in einem mikrofluidischen Gerät sprechen. Heute werden wir ein Experiment zur Herstellung und Anwendung von mikroskaligen Lysessäulen und Festphasen-Extraktionssäulen in thermoplastischen mikrofluidischen Kanälen demonstrieren.Diese Säulen können zur Lyse bakterieller Zellen und zur Isolierung von Nukleinsäuren aus dem Zelllysat verwendet werden. Der erste Schritt im Verfahren ist die Herstellung der mikrofluidischen Vorrichtungen. Bei zyklischem Polyolefin verwenden wir ein Polymer, das unter dem Handelsnamen xx XX six 90 R erhältlich ist, eine Glaser-Erweichungstemperatur von 136 Grad Celsius aufweist und UV-transparent ist.Die UV-Transparenz ist sehr wichtig für die lichtgesteuerte Chemie, die bei der Herstellung des porösen Monolithen innerhalb der mikrofluidischen Kanäle verwendet wird. Diese mikrofluidische Plattform wird mittels Mikro-Heißprägung und thermischer Verbindung hergestellt. Zunächst werde ich das Verfahren der Mikro-Heißprägung demonstrieren.Wir beginnen also mit einer Urform, einer elektroformierten Nickel-Kobalt-Form, die die negativen bzw. inversen Strukturen aufweist, die auf der mikrofluidischen Plattform benötigt werden. Wir legen die Zion Nex-Paletten auf diejenigen Strukturen, die auf dem Kunststoffsubstrat erforderlich sind. Die Form wird dann in eine Heißpresse eingelegt, die auf 30 Grad über der Glastemperatur des Polymers erhitzt wird.Dies wird dann mit einer weiteren Metallplatte abgedeckt und anschließend auf einen Druck von etwa 50 bis 500 psi gepresst, was gut geeignet ist. Nach fünf Minuten kann der Druck abgebaut und die PLA-Platten entfernt werden. Man lässt dies etwas abkühlen und trennt dann manuell die beiden Platten, wodurch die Form vom Substrat gelöst wird.So sieht das Substrat aus. Nachdem es aus der Form gelöst wurde, bohren wir 1,5 mm-Löcher an den Enden des Kanals, die als Einlass- und Sammelbrunnen dienen. Anschließend wird dieses geprägte Substrat thermisch mit einem weiteren einfachen Kunststoffstück verbunden, um mikrofluidische Strukturen zu bilden und zu verschließen.Beide Teile werden auf die Heizplatte in dieser Weise aufgeklebt. Die Temperatur wird auf die Glastürgtemperatur des Polymers abgesenkt, die bei 136 Celsius liegt. Für den thermischen Fügeprozess werden die Metallplatten erneut in die Heißpresse gegeben, die auf die Glastürgtemperatur – 136 Grad Celsius – erhitzt ist, und für zwei Minuten bei 250 PSI zusammengepresst.Bei der Glastemperatur beginnt das Polymer zu schmelzen und zusammenzufallen, wodurch wir eingeschlossene mikrofluidische Strukturen erhalten. Nach zwei Minuten wird der Druck abgelassen. So sieht das fertige mikrofluidische Gerät mit den eingeschlossenen Kanälen sowie den Zugangsöffnungen zur Probeneinführung und -sammlung aus. Nun werden wir die Mikrokanäle für die Bildung des porösen Polymermonolithen vorbereiten.Der erste Schritt dieses Verfahrens ist ein Pfropfprozess. Wir verändern die Oberflächenchemie der Mikrokanäle und der Xan X six 90 R-Plattform. Dies ist notwendig, um eine kovalente Anbindung des porösen Polymermonolithen innerhalb des Mikrokanals zu ermöglichen.Diese Oberflächenmodifikation ist ein Pfropfprozess, der ein Verhältnis von eins zu eins von EDA zu MMA mit einem Photoinitiator Benzo Pheno beinhaltet. Was ich hier also tue, ist, eine Konzentration von eins zu eins von MMA und EDA zur Lösung herzustellen. Ich gebe 3 % Benza Pheno hinzu, damit wir diesen Monolithen innerhalb des Kanals vernetzeln können.Nachdem die Pfropflösung gemischt wurde, geben wir diese in den Mikrokanal, der durch Kapillarwirkung gefüllt wird. Sobald der Kanal gefüllt ist, stellen wir ihn in einen UV-Vernetzer und vernetzen ihn 10 Minuten lang mit einer Energie von 200 Millijoule pro Quadratzentimeter. Nach den 10 Minuten UV-Bestrahlung werden die Pfropflösung und der Mikrokanal mit Methanol gespült und dies mittels Vakuumabsaugung durchgeführt.Ich werde hier also Methanol an einem Ende des Kanals platzieren und den Kanal mit Methanol unter Vakuum spülen. Dies dient dazu, jegliche überschüssige, nicht polymerisierte Lösung zu entfernen. Dies ist ein Vergleich von Cyclo, Ethanol und Cyclin, jeweils mit Kohlenstoffnanoröhren in einer Konzentration von 2,27 mol/L.Der Cyclin wird mit Kohlenstoffnanoröhren versetzt, um eine gleichmäßige Verteilung der Kohlenstoffnanoröhren in der Lösung zu erreichen. Nach dem Pfropfungsprozess wurde die Oberflächenchemie modifiziert und ist nun bereit für eine feste Anbindung des Monolithen innerhalb des Mikrokanals. Nun werde ich die Bildung des Kohlenstoffnanoröhren-VICIS-Monolithen beschreiben.Dies setzt sich aus Genen, Lösungsmitteln und Monomeren zusammen. Die vier an diesem Prozess beteiligten Elemente sind al bis ecol, Butylmethacrylat und EDMA. Zusätzlich fügen wir einen Photoinitiator hinzu, damit wir das Monolith unter Verwendung einer UV-Polymerisation in sotu bilden können.Ich werde eine Probe von hundert Mikroliter herstellen. Ich pipettiere 52,5 µL Ecol. Dies muss langsam erfolgen, da Ecol viskos ist.Nach dem Ecol fügen wir die Kohlenstoffnanoröhren mit Cycloanol hinzu. Dies muss einige Minuten lang kräftig verwirbelt werden, um eine ordnungsgemäße Dispersion sicherzustellen. Auch hier müssen wir das Cycloandal und die Kohlenstoffnanoröhren langsam pipettieren, da es sich um eine Abicus-Lösung handelt.Dann geben wir 15 µL Butylmethallyl hinzu. Und schließlich fügen wir 10 µL EDMA hinzu. Wir werden dies kurz vortexen, unseren Photoinitiator hinzufügen und anschließend beschallen.Der Photoinitiator, den wir dem Lysismonolithen hinzufügen, ist DM PAP. Dieser wird in einer Konzentration von 1,13 auf das gesamte Volumen dieser hundert Mikroliter umfassenden Lösung gegeben. Nach der Zugabe müssen wir, da es sich um einen Photoinitiator handelt, unsere Lysismonolith-Lösung abdecken, um eine unerwünschte Belichtung während der Beschallung zu vermeiden.Dies wird 30 Minuten lang bei 50 % Amplitude und einem Tastverhältnis von 50 % behandelt. Dieses Tastverhältnis von 50 % dient dazu, eine Überhitzung der Lösung zu vermeiden. Es ist äußerst wichtig, die Lösung nach der Beschallung sofort weiterzuverarbeiten.Der Grund hierfür ist, dass wir eine gleichmäßige Verteilung der Kohlenstoffnanoröhren in der Lösung sicherstellen möchten, da wir die Lösung in den Mikrokanal pipettieren werden. Hier haben wir die Lyse-Lösung. Unmittelbar nach der Beschallung und unter sehr schneller Arbeitsweise pipettieren wir das Volumen mithilfe der Kapillarwirkung in den Mikrokanal, wodurch es in den Kanal hineinfließt.Wir geben dies für 0,9 Minuten in den Vernetzer bei einer Energie von 120 Millijoule pro Quadratzentimeter. Nach diesen 0,9 Minuten drehen wir das Gerät um. Dieses Umkehren dient im Wesentlichen einer gleichmäßigeren Polymerisation und einer gleichmäßigeren Verteilung der Kohlenstoffnanoröhren im Kanal.Nachdem der Monolith polymerisiert und mit Methanol gespült wurde, ist die Monomerlösung im Inneren des Monolithen nicht mehr klar, sondern lebhaft weiß. Es werden winzige schwarze Partikel sichtbar sein, die den Kohlenstoffnanoröhren im Monolithen entsprechen. Der Festphasen-Extraktionsmonolith wird auf ähnliche Weise wie der Kohlenstoffnanoröhren-Lyse-Monolith hergestellt. Dies ist die Bakterien- und Flüssigkultur, und hier haben wir eine Probe unseres Kulturmediums.Nach der Verdünnung des Probenmaterials pipettieren wir dies in ein Vial und zentrifugieren es. Anschließend gießen wir das Überstandmedium ab, wobei wir sicherstellen, dass das Bakterienpellet an der Seite des Eppendorf-Röhrchens nicht gestört wird. Danach werden die Bakterien in einer Lösung mit Gudo, Dium, Thio, SDS und Protease K resuspendiert. Das pipettierte Gu-Diem-Thiocyanat wird in dem gleichen Volumen zugegeben, in dem die Bakterien zuvor suspendiert waren.Hier wurde das Bakterium in einem Milliliter suspendiert, daher werde ich das Bakterium in einem Milliliter Gguumm-Thiocyanat resuspendieren, um es zum Gu-Thiocyanat zu geben. Ich werde Proteinase K hinzufügen. Ich gebe 45 Mikroliter und RNA ein. Die letzte Lösung, die ich hinzufüge, ist SDS.Danach wird die Lösung vortexiert. Nach dem Vortexen pipettieren wir die Bakterienprobe in eine Einwegspritze. Hier verwenden wir eine dreimilliliter-Excel-Einwegspritze.Dies verfügt über eine Anschlussdose, die mit der Peak-Schlauchleitung verbunden wird, und wir werden über Nano-Anschlüsse mit unserem Gerät verbinden. Daher werde ich die Lösung in die Einwegspritze pipettieren. Wir müssen ansaugen, um sicherzustellen, dass sich keine Luft im System befindet.Sie möchten dies so lange durchführen, bis ein oder zwei Tropfen am anderen Ende austraten. Nun, da unsere Lösung bereit ist, um mit unserem Gerät verbunden zu werden, setzen wir unsere Einwegspritze auf unsere KDS-Spritzenpumpe und verbinden das Ende unseres Anschlusses mit unserem Lizenzgerät, das Nanoanschlüsse besitzt, die wir an jedem Ende befestigt haben. Dies ermöglicht eine feste Verbindung mit dem Gerät.Es handelt sich um Schraubanschlüsse, und üblicherweise empfiehlt es sich, das Gerät abzukleben, um sicherzustellen, dass es nicht umkippt. Hier stellen wir die Durchflussrate auf vier bis fünf ml pro Stunde ein. Es handelt sich um eine Verdrängerpumpe, die die Lösung durch die Spritze, den Schlauch und diese Verbindung hindurch in den Kanal zwingt.Und wir sammeln die Probe über diesen Ausgangsnanoport. Das Schadstoffgemisch kann mit einer Pipette aufgenommen werden, und dieser Schadstoff wird anschließend in die nächste Phase überführt – den Festphasen-Extraktionsprozess –, um die bakterielle DNA zur Isolierung der Nukleinsäuren anzureichern. Die Festphase, die Silicapartikel enthält, wird mit Guanidin-Isocyanat, das Puffer zur Zelllyse enthält, konditioniert.Dies erfolgt, indem eine Spritze mit dem Lysepuffer gefüllt und an die Spritzenpumpe angeschlossen wird, wobei der Puffer mit einer Flussrate von 300 Mikrolitern pro Stunde durch den Kanal geleitet wird. Anschließend erfolgt das Auftragen der Probe. Die Probe ist hier das bakterielle Zelllysat, das wir aus dem vorherigen Lyse-Schritt erhalten haben.Auch hier wird die Probe drei Minuten lang bei einer Flussrate von 300 µL pro Stunde beladen. Danach wird der Kanal mit 70 %igem Ethanol gewaschen, ebenfalls bei einer Flussrate von 300 µL pro Stunde. Dieser Waschschritt entfernt alle adsorbierten Proteine und Verunreinigungen, und der Abfall wird aus dem Sammelbehälter aufgefangen.Nun, unter Verwendung einer Pipette nach dem Waschschritt, bei dem alle Kontaminanten entfernt werden. Die DNA, die an die Kiesel säure gebunden war, wird dann in Wasser eluiert. Dies ist eine Spritze, die destilliertes Wasser enthält.Es wird an den Chip angebracht und erneut wird Wasser mit einer Flussrate von 300 Mikrolitern pro Stunde durchströmt, wobei wir die Probe am anderen Ende sammeln. Dies erfolgt drei Minuten lang, und wir sammeln 15 Mikroliter der Probe, die lediglich reine DNA in Wasser ist und direkt PCR-fertig ist, um das thermoplastische Gerät herzustellen. Die größte Herausforderung liegt im thermischen Verbindungsschritt, da die Verbindung bei einer sehr hohen Temperatur erfolgt, bei oder nahe der Glasübergangstemperatur des Polymers, unter Anwendung von Druck, wobei geringfügige Schwankungen des Drucks oder der Temperatur den Kanal vollständig zerstören oder eine schlechte Dichtung zwischen den beiden Kunststoffteilen verursachen können.Die Aufrechterhaltung der optimalen Temperatur und des optimalen Drucks ist daher sehr wichtig und kann etwas herausfordernd sein. Die entscheidenden Herausforderungen bei diesem Prozess bestehen darin, eine gleichmäßige Verteilung von Kohlenstoffnanoröhren in der Monomerlösung zu erreichen, die in situ mittels UV-Licht polymerisiert wird. Eine ähnliche Herausforderung besteht auch bei der gleichmäßigen Dispergierung der Kieselsäurepartikel in dem porösen Polymermonolithen für die Festphasenextraktion.

fabrication-of-the-thermoplastic-microfluidic-channels

Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Quelle: Kurz, D. L., et al. Mikrofluidische Plattform zur Untersuchung von Bioverstopfungen in porösen Medien. J. Vis. Exp. (2022)Das Video demonstriert den Einsatz eines mikrofluidischen Geräts zur Untersuchung der Biofilmbildung. Eine bakterielle Suspension wird in den Mikrokanal eingeführt, gefolgt von einer Inkubation, um die Entwicklung von Biofilmen zu ermöglichen. Anschließend wird der Fluss wieder aufgenommen, und Drucküberwachung zusammen mit Bildgebung wird eingesetzt, um...

Ein mikrofluidisches Gerät für Echtzeitbildgebung und Druckverfolgung während der Biofilmbildung

A Mikrokanälen-on-a-Chip-Plattform wurde durch die Kombination von photolithographischen reflowable Photolacktechnik, weiche Lithographie und Mikrofluidik entwickelt. Die endothelialisierten Mikrokanäle Plattform imitiert die dreidimensionale (3D) Geometrie in vivo Mikrogefäßen läuft unter kontrollierten kontinuierlichen Perfusionsfluss, ermöglicht qualitativ hochwertige und Echtzeit-Bildgebung und kann für mikrovaskuläre Forschung angewendet werden.

Verfahren für die Entwicklung von Multi-Tiefe rundem Querschnitt endothelialisierten Mikrokanäle-on-a-Chip

Zwei benachbarte Flüssigkeiten, die durch einen gerillten mikrofluidischen Kanal geleitet werden, können zu einem Mantel um einen Prepolymerkern geleitet werden; dabei sowohl Form als auch Querschnitt bestimmen. Die photoinitiierte Polymerisation, wie die Thiol-Klick-Chemie, eignet sich gut für die schnelle Erstarrung der Kernflüssigkeit in eine Mikrofaser mit vorgegebener Größe und Form.

Mikrofluidische Herstellung von Polymer- und Biohybridfasern mit vorgefertigter Größe und Form

Ein Protokoll für die Herstellung von Kunststoff mikrofluidischen Geräten mit transparenten Blick-Ports für die sichtbaren und infraroten Licht Bildgebung wird beschrieben.

Weichen lithografischen Verfahren zur Herstellung von Kunststoff mikrofluidischen Geräte mit Ansicht-Ports für sichtbaren und infraroten Licht durchlässig

Ein mikrofluidischen Kanal mit verformbaren Seitenwangen bietet Flusskontrolle, Partikel Handling, Kanal Dimension Anpassung und andere Umgestaltungen während des Betriebs. Wir beschreiben eine Methode zur Herstellung von mikrofluidischen Kanal mit Seitenwänden, gemacht aus einem Array von Pins, die ihre Form ändern kann.

Rekonfigurierbare mikrofluidischen Kanal mit Pin-diskretisierten Seitenwangen

Für die Herstellung der Kanäle nicht-rechteckige Abschnitte eingebettet in Polydimethylsiloxan mikrofluidischen Geräte gibt es mehrere Methoden. Die meisten von ihnen beinhalten mehrstufige Fertigung und umfassende Ausrichtung. In diesem Papier ist ein ein-Schritt-Ansatz zur Herstellung von mikrofluidischen Kanäle von verschiedenen geometrischen Querschnitte von Polydimethylsiloxan sequentielle Nassätzen gemeldet.

One-Step Ansatz zur Herstellung von Polydimethylsiloxan mikrofluidische Kanäle von verschiedenen geometrischen Abschnitte durch sequentielle Nassätzen Prozesse

Dieses Protokoll beschreibt die Herstellung von mikrofluidischen Geräten aus MY133-V2000, Artefakte zu beseitigen, die oft in Mikrokanälen durch unpassende Brechungsindizes zwischen Microchannel Strukturen und einer wässrigen Lösung entstehen. Dieses Protokoll verwendet einen Acryl-Halter, um die gekapselte Gerät, Verbesserung der Adhäsion chemisch und mechanisch zu komprimieren.

Herstellung von refraktiven Index passende Geräte für biomedizinische Mikrofluidik

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur Konstruktion und Herstellung von kundenspezifischen mikrofluidischen Geräten mit minimalen finanziellen und zeitlichen Investitionen. Ziel ist es, die Einführung mikrofluidischer Technologien in biomedizinischen Forschungslaboratorien und Bildungseinrichtungen zu erleichtern.

Schnelle Herstellung von kundenspezifischen mikrofluidischen Geräten für Forschungs- und Bildungsanwendungen

Die Mikrofluidik ist ein leistungsfähiges Werkzeug für die Entwicklung diagnostischer Tests. Oft sind jedoch teure Geräte und Materialien sowie aufwändige Fertigungs- und Handhabungstechniken erforderlich. Hier beschreiben wir das Herstellungsprotokoll eines mikrofluidischen Acrylgeräts für magnetische Mikro- und Nanopartikel-basierte Immunoassays in einer kostengünstigen und einfach zu bedienenden Umgebung.

Computer Numerical Control Micromilling of a Microfluidic Acrylic Device with a Staggered Restriction for Magnetic Nanoparticle-based Immunoassays

Das vorliegende Protokoll beschreibt eine mikrofluidische Plattform zur Untersuchung der Biofilmentwicklung in quasi-2D-porösen Medien durch die Kombination von hochauflösender Mikroskopie-Bildgebung mit gleichzeitigen Druckdifferenzmessungen. Die Plattform quantifiziert den Einfluss von Porengröße und Flüssigkeitsdurchflussraten in porösen Medien auf die Bioverstopfung.

Eine mikrofluidische Plattform zur Untersuchung von Bioverstopfung in porösen Medien

Lernen Sie die Herstellung thermoplastischer Mikrofluidikkanäle mittels Mikro-Heißprägen und thermischem Bonden. Diese Methode ermöglicht die effiziente Isolierung von Nukleinsäuren für diagnostische Anwendungen.

Die Herstellung der thermoplastischen Mikrofluidikkanälen

Weitere Videos entdecken