Name: Heterotopes Hilfstransplantationsmodell für die ganze Leber von Ratten unter Verwendung einer Hepaticoureterostomie für Studien zur Abstoßung von Allotransplantaten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-03-08T14:30:00.000+00:00
Duration: 11 min 25 s
Description: Lernen Sie das heterotope Hilfstransplantationsmodell für Rattenlebern kennen, um Mechanismen der hepatischen Allotransplantatabstoßung zu untersuchen. Diese Methode reduziert chirurgische Hürden und Tierstress erheblich.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

<meta charset="utf8"></head><body>Lebertransplantation bei Ratten und Analyse der Durchgängigkeit von Allotransplantaten

<ol><li>Lee, S., Edgington, T. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+liver+transplantation+utilizing+inbred+rat+strains%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Pathol%22%5BJournal%5D)">Heterotopic liver transplantation utilizing inbred rat strains.</a> Am J Pathol. 52 (3), 649-669 (1968).</li>
<li>Hess, F., Jerusalem, C., Van der Heyde, M. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advantages+of+auxiliary+liver+homotransplantation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Surg%22%5BJournal%5D)">Advantages of auxiliary liver homotransplantation in rats.</a> Arch Surg. 104, 76-80 (1972).</li>
<li>Marni, A., Ferrero, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+liver+grafting+in+the+rat.+A+simplified+method+using+cuff+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Heterotopic liver grafting in the rat. A simplified method using cuff techniques.</a> Transplantation. 39 (3), 329-331 (1985).</li>
<li>Kobayashi, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Auxiliary+heterotopic+liver+transplantation+in+the+rat%3A+a+simplified+model+using+cuff+technique+and+application+for+congenitally+hyperbilirubimemic+Gunn+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Auxiliary heterotopic liver transplantation in the rat: a simplified model using cuff technique and application for congenitally hyperbilirubimemic Gunn rat.</a> Microsurgery. 18 (2), 97-102 (1998).</li>
<li>Schleimer, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Auxiliary+liver+transplantation+with+flow-regulated+portal+vein+arterialization+offers+a+successful+therapeutic+option+in+acute+hepatic+failure--investigations+in+heterotopic+auxiliary+rat+liver+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Transpl+Int%22%5BJournal%5D)">Auxiliary liver transplantation with flow-regulated portal vein arterialization offers a successful therapeutic option in acute hepatic failure--investigations in heterotopic auxiliary rat liver transplantation.</a> Transpl Int. 19 (7), 581-588 (2006).</li>
<li>Qiao, J., Han, C., Zhang, J., Wang, Z., Meng, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+model+of+auxiliary+partial+heterotopic+liver+transplantation+with+liver+dual+artery+supply%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Ther+Med%22%5BJournal%5D)">A new model of auxiliary partial heterotopic liver transplantation with liver dual artery supply.</a> Exp Ther Med. 9 (2), 367-371 (2015).</li>
<li>Li, J., Ren, J., Zhang, J., Meng, X. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+kidney-sparing+portal+vein+arterialization+model+of+heterotopic+auxiliary+liver+transplantation+increases+liver+IL-6%2C+TNF-%CE%B1%2C+and+HGF+levels+and+enhances+liver+regeneration%3A+an+animal+model%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Surg%22%5BJournal%5D)">Modified kidney-sparing portal vein arterialization model of heterotopic auxiliary liver transplantation increases liver IL-6, TNF-α, and HGF levels and enhances liver regeneration: an animal model.</a> BMC Surg. 2, 281-292 (2022).</li>
<li>Ono, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regeneration+and+cell+recruitment+in+an+improved+heterotopic+auxiliary+partial+liver+transplantation+%28APLT%29+model+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Regeneration and cell recruitment in an improved heterotopic auxiliary partial liver transplantation (APLT) model in the rat.</a> Transplantation. 101 (1), 92-100 (2017).</li>
<li>Wang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Auxiliary+partial+liver+grafting+in+rats%3A+effect+of+host+hepatectomy+on+graft+regeneration%2C+and+review+of+literature+on+surgical+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Auxiliary partial liver grafting in rats: effect of host hepatectomy on graft regeneration, and review of literature on surgical technique.</a> Microsurgery. 22 (8), 371-377 (2002).</li>
<li>Schleimer, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+auxiliary+rat+liver+transplantation+with+flow-regulated+portal+vein+arterialization+in+acute+hepatic+failure%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Heterotopic auxiliary rat liver transplantation with flow-regulated portal vein arterialization in acute hepatic failure.</a> J Vis Exp. (91), e51115(2014).</li>
<li>Prescott, M. J., Lidster, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+quality+of+science+through+better+animal+welfare%3A+the+NC3Rs+strategy%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">Improving quality of science through better animal welfare: the NC3Rs strategy.</a> Lab Animal. 46 (4), 152-156 (2017).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Banff+schema+for+grading+liver+allograft+rejection%3A+an+international+consensus+document%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatology%22%5BJournal%5D)">Banff schema for grading liver allograft rejection: an international consensus document.</a> Hepatology. 25 (3), 658-663 (1997).</li>
<li>Kwong, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((OPTN%2FSRTR+2020+Annual+Data+Report%3A+Liver%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">OPTN/SRTR 2020 Annual Data Report: Liver.</a> Am J Transplant. 22, Suppl 2 204-309 (2022).</li>
<li>Nacif, L. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Late+acute+rejection+in+liver+transplant%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Arq+Bras+Cir+Dig%22%5BJournal%5D)">Late acute rejection in liver transplant: a systematic review.</a> Arq Bras Cir Dig. 28 (3), 212-215 (2015).</li>
<li>Levitsky, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+rejection+increases+risk+of+graft+failure+and+death+in+recent+liver+transplant+recipients%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Gastroenterol+Hepatol%22%5BJournal%5D)">Acute rejection increases risk of graft failure and death in recent liver transplant recipients.</a> Clin Gastroenterol Hepatol. 15 (4), 584-593 (2017).</li>
<li>Gong, J., Cao, D., Chen, Y., Li, J., Gong, J., Zeng, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+programmed+death+ligand+1+and+Kupffer+cell+in+immune+regulation+after+orthotopic+liver+transplantation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Int+Immunopharmacol%22%5BJournal%5D)">Role of programmed death ligand 1 and Kupffer cell in immune regulation after orthotopic liver transplantation in rats.</a> Int Immunopharmacol. 48, 8-16 (2017).</li>
<li>Ceresa, C. D. L., Nasralla, D., Coussios, C. C., Friend, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+case+for+normothermic+machine+perfusion+in+liver+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Liver+Transpl%22%5BJournal%5D)">The case for normothermic machine perfusion in liver transplantation.</a> Liver Transpl. 24 (2), 269-275 (2018).</li>
<li>Nasralla, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+randomized+trial+of+normothermic+preservation+in+liver+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A randomized trial of normothermic preservation in liver transplantation.</a> Nature. 557 (7703), 50-56 (2018).</li>
<li>Markmann, J. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+portable+normothermic+blood-based+machine+perfusion+on+outcomes+of+liver+transplant%3A+The+OCS+liver+PROTECT+randomized+clinical+trial%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA+Surg%22%5BJournal%5D)">Impact of portable normothermic blood-based machine perfusion on outcomes of liver transplant: The OCS liver PROTECT randomized clinical trial.</a> JAMA Surg. 157 (3), 189-198 (2022).</li>
<li>Goldaracena, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anti-inflammatory+signaling+during+ex+vivo+liver+perfusion+improves+the+preservation+of+pig+liver+grafts+before+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Liver+Transpl%22%5BJournal%5D)">Anti-inflammatory signaling during ex vivo liver perfusion improves the preservation of pig liver grafts before transplantation.</a> Liver Transpl. 22 (11), 1573-1583 (2016).</li>
<li>Carlson, K. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interleukin-10+and+transforming+growth+factor-beta+cytokines+decrease+immune+activation+during+normothermic+ex+vivo+machine+perfusion+of+the+rat+liver%5BTitle%5D)+AND+%22Liver+Transpl%22%5BJournal%5D)">Interleukin-10 and transforming growth factor-beta cytokines decrease immune activation during normothermic ex vivo machine perfusion of the rat liver.</a> Liver Transpl. 27 (11), 1577-1591 (2021).</li>
<li>Ig-Izevbekhai, K., Goldberg, D. S., Karp, S. J., Foley, D. P., Abt, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunosuppression+in+donation+after+circulatory+death+liver+transplantation%3A+Can+induction+modify+graft+survival%5BTitle%5D)+AND+%22Liver+Transpl%22%5BJournal%5D)">Immunosuppression in donation after circulatory death liver transplantation: Can induction modify graft survival.</a> Liver Transpl. 26 (9), 1154-1166 (2020).</li>
<li>Kageyama, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ischemia-reperfusion+Injury+in+allogeneic+liver+transplantation%3A+A+role+of+CD4+T+cells+in+early+allograft+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Ischemia-reperfusion Injury in allogeneic liver transplantation: A role of CD4 T cells in early allograft injury.</a> Transplantation. 105 (9), 1989-1997 (2021).</li>
<li>Oldani, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+impact+of+short-term+machine+perfusion+on+the+risk+of+cancer+recurrence+after+rat+liver+transplantation+with+donors+after+circulatory+death%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">The impact of short-term machine perfusion on the risk of cancer recurrence after rat liver transplantation with donors after circulatory death.</a> PLoS One. 14 (11), e0224890(2019).</li>
<li>Schlegel, A., Graf, R., Clavien, P. A., Dutkowski, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypothermic+oxygenated+perfusion+%28HOPE%29+protects+from+biliary+injury+in+a+rodent+model+of+DCD+liver+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Hepatol%22%5BJournal%5D)">Hypothermic oxygenated perfusion (HOPE) protects from biliary injury in a rodent model of DCD liver transplantation.</a> J Hepatol. 59 (5), 984-991 (2013).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>3-0 Seidennaht</td><td>Ethikon</td><td>Nr. C013D</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Krawatten aus Seide</td><td>Werkzeuge für die Feinwissenschaft</td><td>18020-50</td><td></td></tr><tr><td>6-0 Krawatten aus Seide</td><td>Werkzeuge für die Feinwissenschaft</td><td>18020-60</td><td></td></tr><tr><td>7-0 Krawatten aus Seide</td><td>Teleflex</td><td>103 S</td><td></td></tr><tr><td>9-0 Polyamid-Naht</td><td>AROSurgisch</td><td>T05A09N10-13</td><td>Schwarz</td></tr><tr><td>Bipolare Kauterisation</td><td>Codman & Shurtleff Inc.</td><td>P.H. 234</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphin HCL</td><td>Hospira</td><td>409201232</td><td></td></tr><tr><td>Pinzette, Adson-Braun</td><td>Werkzeuge für die Feinwissenschaft</td><td>11627-12</td><td>ca. 12,5 cm</td></tr><tr><td>Pinzette, abgewinkelt Dumont&nbsp;</td><td>Werkzeuge für die Feinwissenschaft</td><td>11253-25</td><td>Medizin #5/45 11 cm</td></tr><tr><td>Pinzetten, Nahtbinden&nbsp;</td><td>Werkzeuge für die Feinwissenschaft</td><td>18025-10</td><td>ca. 10 cm</td></tr><tr><td>Heparin-Natrium-Injektion, USB</td><td>Fresenius Kabi</td><td>504015</td><td>10.000 USP-Einheiten pro 10 ml</td></tr><tr><td>Hydrodissektions-Kanüle</td><td>Ambler Chirurgisch</td><td>1021E</td><td>ca. 27 g</td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Dechra Vet. Produkte</td><td>17033-091-25</td><td></td></tr><tr><td>IV-Katheter</td><td>Kendall</td><td>2619PUR</td><td>26 G x 3/4"</td></tr><tr><td>Magnetisches Rückzugssystem</td><td>Werkzeuge für die Feinwissenschaft</td><td>18200-50</td><td></td></tr><tr><td>Mikro-Klemmen</td><td>Werkzeuge für die Feinwissenschaft</td><td>18055-05</td><td>6 mm</td></tr><tr><td>Mikro-Klemmen</td><td>Werkzeuge für die Feinwissenschaft</td><td>18055-06</td><td>4 mm</td></tr><tr><td>Micro Clamp Applikator</td><td>Werkzeuge für die Feinwissenschaft</td><td>18057-14</td><td>ca. 14 cm</td></tr><tr><td>Mikro-Nadelhalter</td><td>S& T</td><td>C-14</td><td>ca. 14 cm</td></tr><tr><td>Mikroskop</td><td>Zeiss</td><td>Universell S3</td><td>Doppelter Kopf</td></tr><tr><td>Augensalbe</td><td>Puralube</td><td>14590500</td><td></td></tr><tr><td>Polyimidi-Schläuche</td><td>Cole Parmer</td><td>95820-04</td><td>AD 0.0215", ID 0.0195", Wand 0.0010"</td></tr><tr><td>Salzhaltig</td><td>Baxter</td><td>281324</td><td>0,9% Natriumchlorid</td></tr><tr><td>Chirurgische Federschere</td><td>S& T</td><td>DEZA-15</td><td>Blunt 14 cm</td></tr><tr><td>Chirurgische Federschere</td><td>Werkzeuge für die Feinwissenschaft</td><td>15021-15</td><td>Vannas 14 cm</td></tr></tbody></table>

heterotopes hilfstransplantationsmodell für die ganze leber von ratten unter verwendung einer hepaticoureterostomie für studien zur abstoßung von allotransplantaten

Heterotopic Auxiliary Whole Liver Rat Transplant Model Utilizing a Hepaticoureterostomy for Allograft Rejection Studies

Gegenwärtig wurden 29 Rattenpaare verwendet, um das HALT-PVA-Protokoll zu etablieren, 17 syngene Transplantate und 12 allogene Transplantate. Die syngenisch transplantierten Lebern überlebten bis zu ihrem vorgesehenen 8- oder 30-Tage-Endpunkt mit einer Erfolgsrate von 70 %, während allogene transplantierte Lebern mit einer Erfolgsquote von 50 % bis zu ihren vorgesehenen 3- oder 8-Tage-Endpunkten überlebten. Zu den Misserfolgen gehören Ratten, die aufgrund chirurgischer Komplikationen starben, und Hilfslebern, die auch dann versagten, wenn der Empfänger überlebte.
Die durchschnittliche Dauer der Operation betrug 130 min, mit einer kalten Ischämiezeit von ca. 35 min und einer warmen Ischämiezeit von weniger als 25 min. Unter der Voraussetzung, dass es keine intraoperativen Komplikationen gab, wachten die Empfänger innerhalb von 10-20 Minuten auf und wurden aktiv, begannen innerhalb von 1 h zu trinken und zu wandern und 24 h später verhielten sie sich wie normale gesunde Ratten.
Syngene Lebertransplantate zeigten 30 Tage nach der Transplantation eine ausgezeichnete Farb- und Gallengangsdurchgängigkeit (Abbildung 3), während die Histologie von Hämatoxylin und Eosin (H&amp;E) eine normale Hepatozytenstruktur ohne signifikante Parenchymveränderungen sowohl zu den 8-Tage- als auch zu den 30-Tage-Zeitpunkten zeigte (Abbildung 4A,B). Nach nur 3 Tagen zeigte die Histologie der allogenen Transplantate eine signifikante portale Entzündung (Abbildung 4C), während die 8-Tage-allogenen Transplantate eine akute zelluläre Abstoßung mit ausgedehnter lymphozytärer Infiltration zeigten (Abbildung 4D).
Repräsentative allogene und syngene LTx-Proben wurden von einem staatlich geprüften Leberpathologen bewertet, und die Abstoßung wurde anhand des Banff-Schema-Abstoßungsaktivitätsindex (RAI)12 bewertet. Die pathologische Untersuchung ergab sowohl bei 8-Tage- als auch bei 30-Tage-Syngentransplantaten keine Abstoßung mit einem Banff RAI von 0, während 8-Tage-Allotransplantate mit einem Banff RAI-Score von 9 stark abgestoßen wurden (Tabelle 1).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66516/66516fig01.jpg"> 
Abbildung 1: Schematische Darstellung des HALT-PVA-Verfahrens bei Ratten. Der PV wird mit Hilfe eines Stents mit der linken Nierenarterie arteriell versorgt, der IHVC wird von Ende zu Ende mit der linken Nierenvene anastomosiert und der Gallengang wird mit einem Stent am Harnleiter befestigt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66516/66516fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66516/66516fig02.jpg"> 
Abbildung 2: Chirurgischer Eingriff. (A) Hydrodissektion von PV. Dissoziieren Sie das PV mit einer 27 G Hydrodissektionsnadel vom umgebenden Bindegewebe. (B) Einsetzen eines arteriellen Stents. Der arterielle Stent wird in eine kleine trichterförmige Öffnung eingeführt, die in die Gabel der Nierenarteriengabelung geschnitten ist. (C) Erweiterung der Nierenvene. Um die größere Breite des Spender-IHVC für die Anastomose anzupassen, wird ein kleiner Fischmaulschnitt in das Gesicht der Nierenvene des Empfängers gemacht, nachdem zwei Stay-Nähte gelegt wurden. (D) Perfundiertes Lebertransplantat unmittelbar nach der Anastomose. Die Positionierung der Nierenarterie und der PV-Verbindung unter der Nierenvene und der IHVC ist entscheidend für die Vorbeugung von Thrombosen des Transplantats. (E) Ratten-HALT-PVA in situ. Die Hilfsleber wird an der linken Bauchwand positioniert, bevor sie in den Darm zurückkehrt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66516/66516fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66516/66516fig03.jpg"> 
Abbildung 3: Syngene HALT-PVA 30 Tage nach der Transplantation. (A) Nach 30 Tagen hat die Hilfsleber eine ähnliche Farbe und Textur wie die native Leber, während (B) der Gallengang und der PV-Stent offen und uneingeschränkt bleiben. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66516/66516fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66516/66516fig04.jpg"> 
Abbildung 4: Histologie von Leberhilfstransplantaten. H&amp;E-Färbung von (A) 8-Tage- und (B) 30-Tage-posttransplantierten syngenen Transplantaten, die eine normale Hepatozytenstruktur aufweisen, zusammen mit (C) 3-Tage- und (D) 8-Tage-allogenen Transplantaten, die eine portale Entzündung und lymphozytäre Infiltration aufweisen. Maßstab: 50 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66516/66516fig04large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Allogene Tx's</td>
			<td>Pfortadische Entzündung</td>
			<td>Verletzung des Gallengangs</td>
			<td>Venöse Endo-Entzündung</td>
			<td>Banff RAI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3 Tage (LT-34)</td>
			<td>2</td>
			<td>2</td>
			<td>3</td>
			<td>7</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3 Tage (LT-38)</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
			<td>1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8 Tage (LT-20)</td>
			<td>3</td>
			<td>3</td>
			<td>3</td>
			<td>9</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8 Tage (LT-40)</td>
			<td>3</td>
			<td>3</td>
			<td>3</td>
			<td>9</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syngene Tx's</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8 Tage (LT-13)</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8 Tage (LT-19)</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30 Tage (LT-28)</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30 Tage (LT-32)</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabelle 1: Banff-Schema. Abstoßungsaktivitätsindex (RAI) von allogenen und syngenen LTx's der Ratte.

Heterotopes Hilfstransplantationsmodell für die ganze Leber von Ratten unter Verwendung einer Hepaticoureterostomie für Studien zur Abstoßung von Allotransplantaten

Small animal transplant models are indispensable for organ tolerance studies investigating feasible therapeutic interventions in preclinical studies. Rat ...

Der Schwerpunkt unserer Forschung liegt auf der Erforschung der Mechanismen, die hinter der immunologischen Toleranz nach Lebertransplantation stehen. Anschließend untersuchen wir Methoden, um die Leberabstoßung zu verringern und das Überleben von Lebertransplantatempfängern zu verbessern.Der schwierigste Schritt bei diesem heterotopen Transplantationsverfahren ist die End-to-End-Anastomose der unteren Lebervene zur Nierenvene. Daher verfügt jeder, der mit der Durchführung einer End-to-End-Anastomose einer 3-Millimeter-Vene mit einer beliebigen Methode vertraut ist, über alle technischen Fähigkeiten, die für die Durchführung dieses Verfahrens erforderlich sind.Orthotope Rattenlebertransplantationsmodelle sind technisch anspruchsvolle Operationen, die durch lange anhepatische und unterkörperliche Ischämiezeiten erschwert werden, was die Genesung des Empfängertieres erschwert. Das hier vorgestellte heterotope Lebertransplantationsmodell eliminiert diese Komplikationen. Und es sind keine fortgeschrittenen mikrochirurgischen Fähigkeiten erforderlich. Die schnelle Genesung des Empfängers, da keine anhepatische oder unterkörpereigene Ischämiezeit vorhanden ist, ist ein wesentlicher Vorteil der heterotopen gegenüber der orthotopen Rattenlebertransplantation. Auch die Untersuchung der Abstoßung nach orthotoper Lebertransplantation stützt sich oft auf Morbidität oder Tod als experimentellen Endpunkt, was bei diesem heterotopen Modell nicht der Fall ist.Die normothermische ex vivo Leberperfusion ist eine aufregende neue Strategie zur Lagerung von Lebern vor der klinischen Transplantation. Aufgrund des hohen technischen Aufwands an der Vorbereitung einer Leber für die Transplantation nach einer normothermen Perfusion fehlen jedoch Kleintiermodelle. Unser Ziel ist es daher, unser heterotopes Lebertransplantationsmodell zu nutzen, um Lebern nach normothermer Perfusion zuverlässig und reproduzierbar erfolgreich zu transplantieren.[Erzähler] Nach der Rasur und Desinfektion des Bauches legen Sie die betäubte Spenderratte in Rückenlage auf eine beheizte Operationsunterlage. Verwenden Sie nach dem Längsschnitt feuchte Wattestäbchen, um die Leber vorsichtig zurückzuziehen und die falciformen, dreieckigen, hepatogastrischen und hepatoduodenalen Bänder zu präparieren. Die paraösophagealen Gefäße werden mit einer bipolaren Pinzette kauterisiert und weiter zwischen dem linken lateralen und dem vorderen Schwanzlappen geteilt. Präparieren Sie mit einer abgewinkelten Pinzette oder Nadelhaltern hinter der suprahepatischen Hohlvene unterhalb des Zwerchfells. Führen Sie dann eine 5-0-Seidennaht unter die suprahepatische Hohlvene und binden Sie locker einen Doppelknoten für den späteren Gebrauch. Isolieren Sie die infrahepatische Hohlvene vom retroperitonealen Gewebe bis hinunter zur rechten Nierenvene. Ligatten Sie dann die rechte Nebennierenvene mit einer 6-0-Seidennaht so nah wie möglich an der infrahepatischen Hohlvene. Mit einer 27-Gauge-Hydrodissektionsnadel wird die Pfortader vom umgebenden Bindegewebe dissoziiert. Trennen Sie die Pfortader von den Pylorus- und Milzvenen, indem Sie sie mit einer 7-0-Seidennaht ligieren und teilen. Nach der Isolierung der Arteria hepatica communis mit einer 6-0-Seidennaht ligiert und die Arterie in der Nähe der Stelle, an der sie unter der Pfortader verläuft, teilen. Lilizieren Sie den Gallengang mit einer 5-0-Seidennaht an der Verzweigung der Arteria gastroduodenalis, um den Erhalt des Fettgewebes um den Gallengang herum zu gewährleisten. Machen Sie mit einer Federschere einen kleinen Schnitt in die Wand des Gallengangs proximal der Ligatur. Führen Sie einen Polyamidschlauch-Stent in das Gallengangslumen ein und befestigen Sie ihn mit einer 6-0-Seidennaht, wobei ein Ende der Naht für eine spätere Verwendung lang bleibt. Schneiden Sie zwischen den Ligaturen 5-0 und 6-0, um den Gallengang zu teilen. Markieren Sie die Oberseite der infrahepatischen Hohlvene und der Pfortader mit einem chirurgischen Färbestift, um die Ausrichtung der Gefäße während der Anastomose zu unterstützen. Sichern Sie dann die Pfortader mit einer Mikrogefäßklemme, die so distal wie möglich zur Leber liegt. Führen Sie eine 20-Milliliter-Spritze mit einer 26-Gauge-Nadel proximal zur Klemme in die Pfortader ein und perfundieren Sie die Leber mit 10 bis 15 Millilitern eiskalter, heparinisierter Kochsalzlösung, wobei Sie gleichzeitig die infrahepatische Hohlvene mit einer Federschere so nah wie möglich an der rechten Nierenvene teilen. Um die Leber zu exzieren, präparieren Sie die Pfortader proximal der Mikroklemme. Ziehen Sie dann die 5-0-Naht fest, die zuvor um die suprahepatische Hohlvene gelegt wurde, und präparieren Sie das Zwerchfell, um die intrathorakale Hohlvene zu durchtrennen. Fahren Sie mit der Präparierung der verbleibenden Bänder im hinteren Teil der Leber fort und teilen Sie die zuvor ligierte Nebennierenvene. Legen Sie die herausgeschnittene Leber in kalte Kochsalzlösung auf Eis. Nach der Rasur und Desinfektion des Bauches legen Sie die betäubte Empfängerratte in Rückenlage auf eine beheizte Operationsunterlage. Verwenden Sie beim Längsschnitt feuchte Wattestäbchen, um den Darm auf die rechte Seite des Bauches zurückzuziehen, und bedecken Sie ihn mit angefeuchteter Gaze. Tragen Sie zusätzliche feuchte Gaze auf, um Magen, Milz und Leber zu bedecken, und legen Sie die linke Niere und die Nierengefäße frei. Trennen Sie mit einer 27-Gauge-Hydrodissektionsnadel und einer Pinzette mit stumpfer Spitze die linke Nierenvene von der Nierenarterie und entfernen Sie vorsichtig Fett und Bindegewebe aus beiden Gefäßen. Mit einer bipolaren Pinzette werden alle Mikroseitenäste verätzt, wobei die Nierenvene und die Arterie zwischen der Aorta oder der Hohlvene und der Niere isoliert werden. Nachdem Sie die Gonaden- und Nebennierenvenen isoliert haben, verwenden Sie 6-0-Seide, um sie vorübergehend proximal zur Nierenvene zu ligieren. Mobilisierte den Harnleiter am unteren Pol und ligierte mit einer 6-0 Seidennaht. Klemmen Sie zuerst die Nierenarterie und dann die Nierenvene mit einem Mikrogefäß so nah wie möglich an der Aorta und der Hohlvene ein. Durchschneiden Sie die Nierenarterie mit einer Federschere kurz hinter der Gefäßgabelung und teilen Sie die Nierenvene etwa auf halbem Weg zwischen Hohlvene und Niere. Mobilisieren Sie die linke Niere aus dem umgebenden Bindegewebe und entfernen Sie diese. Spülen Sie die Stümpfe der Nierenarterie und der Nierenvene mit heparinisierter Kochsalzlösung, um das restliche Blut zu entfernen. Machen Sie mit einer Federschere einen kleinen Schnitt in die Gabel der Nierenarteriengabelung, um eine trichterförmige Öffnung zu erhalten. Führen Sie dann einen 8-Millimeter-Stent ein, der aus einem 26-Gauge-Katheter geschnitten wurde, und befestigen Sie ihn mit einer 6-0-Seidennaht, wobei ein Ende der Naht lang bleibt. Führen Sie die Leber des Spenders ein und positionieren Sie sie mit der Pfortader, der infrahepatischen Hohlvene und dem Gallengang in Richtung der linken Nierenvene und Arterie des Empfängers. Mit einer 9-0-Nylonnaht wurden zwei Stay-Nähte auf gegenüberliegenden Seiten der Nierenvenenverbindung der infrahepatischen Hohlvene installiert. Als nächstes machen Sie mit einer Federschere einen kleinen Fischmaulschnitt in das Gesicht der Nierenvene, bis die Breite der infrahepatischen Pfortader des Spenders entspricht. Mit einer 9-0-Seidennaht anastomosieren Sie die infrahepatische Pfortader der Leber von Ende zu Ende mit der Nierenvene mit neun oder 10 verlaufenden Nähten an der Vorder- und Rückwand des Gefäßes. Vergewissern Sie sich, dass sich die Position der Nierenarterie unter der infrahepatischen Pfortader befindet. Führen Sie dann den zuvor in der Nierenarterie platzierten Stent in die Leberpfortader ein und befestigen Sie ihn mit einer 6-0-Seidennaht, wobei ein Ende der Naht lang bleibt, um an dem gegenüberliegenden Faden an der Arterie zu befestigen. Ziehe die Enden zusammen, damit sie nicht vom Stent rutschen. Entfernen Sie nacheinander die Mikroklemmen aus der Nierenvene und dann aus der Nierenarterie. Während der Leberreperfusion üben Sie mit Gaze und Wattestäbchen leichten Druck auf die Anastomosenregion aus, bis eine leckagefreie Anastomose erreicht ist. Entfernen Sie die temporären Ligaturen, die zuvor an den Nebennieren- und Gonadenvenen platziert wurden. Mobilisieren Sie vorsichtig etwa 10 Millimeter am Ende des linken Harnleiters aus dem umgebenden Bindegewebe und lassen Sie eine beträchtliche Menge an Fettgewebe anhaften. Machen Sie mit einer Federschere einen kleinen Schnitt in der Wand des Harnleiters proximal der zuvor platzierten 6-0-Ligatur. Führen Sie den zuvor am Gallengang befestigten Polyamid-Stent in den kleinen Schnitt in der Harnleiterwand ein. Befestigen Sie den Stent mit einer 6-0-Seidennaht und binden Sie ein Ende mit dem langen Faden auf der Gallengangsseite des Stents zusammen, indem Sie beide Enden fest zusammenziehen. Bringen Sie den Darm wieder in seine natürliche Position zurück und bewässern Sie ihn mit zwei bis 3 Millilitern Kochsalzlösung. Zum Schluss schließen Sie den Bauch in Schichten. Ab dem zweiten Tag nach der Operation wird allogenen Transplantatempfängern täglich subkutan Heparin injiziert. 30 Tage nach der Transplantation zeigten syngene Lebertransplantate eine optimale Farbe und Durchgängigkeit des Gallengangs. Die Histologie von Hämatoxylin und Eosin zeigte eine normale Hepatozytenstruktur ohne signifikante Parenchymveränderungen sowohl im 8-Tage- als auch im 30-Tage-Intervall. Umgekehrt zeigten allogene Transplantate bereits 3 Tage nach der Transplantation eine signifikante portale Entzündung und eine akute zelluläre Abstoßung, die durch eine ausgedehnte lymphozytäre Infiltration nach 8 Tagen gekennzeichnet war.

heterotopic-auxiliary-whole-liver-rat-transplant-model-utilizing

Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Wir präsentieren einen einfach zu etablieren Revision der klassischen Zwei-Manschette Technik zur orthotopen Lebertransplantation in der Ratte.

Lebertransplantation bei der Ratte

Lebertransplantation bei Ratten ist ein unverzichtbares experimentelles Modell für die biomedizinische Forschung. Hier präsentieren wir unsere chirurgischen Verfahren zur orthotopen Ratten Lebertransplantation mit arteriellen Rekonstruktion mit 50% partielle Transplantat.

Chirurgische Verfahren für eine Ratte Modell Teilweise Lebertransplantation mit arteriellen Rekonstruktion

Hilfslebertransplantation bietet eine temporäre Unterstützung in akuten Leberversagen, bis die Regeneration der Leberversagen. Die heterotope Hilfslebertransplantation (HALT) mit Pfortader Arterialisation (PVA) macht ausreichende Leberfunktion. Wir entwickelten eine analoge Technik in der Ratte, um den Einfluss der Pfortader Arterialisation auf die Morphologie und Funktion des Transplantats zu untersuchen.

Heterotope Hilfs Ratte Leber-Transplantation mit strömungs geregelt Pfortader Arterialisation in akutes Leberversagen

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur Untersuchung der Immunologie der Abstoßung. Das vorgestellte Operationsmodell berichtet von einer kurzen Operationszeit und einer prägnanten Technik. Abhängig von der Kombination aus Spender-Empfänger-Stamm kann die transplantierte Niere eine akute zelluläre Abstoßung oder eine chronische Schädigung des Allotransplantats entwickeln, die durch interstitielle Fibrose und tubuläre Atrophie definiert ist.

Maus Nierentransplantation: Modelle der Transplantatabstoßung

Wir beschreiben eine neuartige Technik für die heterotope abdominale Herz-Lungen-Transplantation (HAHLT) bei Ratten. Die Transplantatkonfiguration führt zu einer teilweise beladenen Transplantatzirkulation, die eine direkte funktionelle Beurteilung ermöglicht. Dieses Modell kann für akute oder chronische Studien der Funktion und des immunologischen Status des transplantierten Transplantats verwendet werden.

Rat Heterotope Abdominal Herz / Einzel-Lungen-Transplantation in einer Volume-Konfiguration geladen

Schweinemodelle der Organtransplantation bieten eine wichtige Plattform, um Mechanismen der Organerhaltung zu untersuchen. In diesem Artikel wird ein heterotopes Modell der renalen Autotransplantation von Schweinen beschrieben, das es ermöglicht, neue Ansätze zur Verbesserung des Transplantationsergebnisses mit marginalen Nierentransplantaten zu untersuchen.

Heterotope Renal Autotransplantation in einem Schweine-Modell: Eine Schritt-für-Schritt-Protokoll

Der Zweck dieses Manuskripts und Protokolls ist es, den chirurgischen Eingriff der orthotopischen Nierentransplantation bei Ratten im Detail zu erklären und zu demonstrieren. Diese Methode wird vereinfacht, um die korrekte Durchblutung der Spenderniere zu erreichen und die Reperfusionszeit durch die venöse und urterische Manschette Anastomose-Technik zu verkürzen.

Orthotopic Rat Nierentransplantation: Ein neuartierter und vereinfachter chirurgischer Ansatz

Das Ziel dieser Studie ist es, das orthotopische Lebertransplantationsmodell der Ratte zu modifizieren, um die Transplantation menschlicher Leber besser darzustellen und das Überleben der Empfänger zu verbessern. Die vorgestellte Methode stellt den hepatischen arteriellen Zufluss wieder her, indem die gemeinsame Leberarterie der Spenderleber mit der richtigen Leberarterie der Empfängerleber verbunden wird.

Reduzierte Komplikationen nach arterieller Wiederverbindung in einem Rattenmodell der orthotopischen Lebertransplantation

Wir beschreiben ein Modell der heterotopischen Bauchherztransplantation bei Ratten, was Veränderungen der aktuellen Strategien impliziert, die zu einem vereinfachten chirurgischen Ansatz führen. Zusätzlich beschreiben wir ein neuartiges Abstoßungsmodell durch In-Ear-Injektion lebenswichtiger Herzmuskelzellen, das weitere transplantierte immunologische Analysen bei Ratten ermöglicht.

Ein immunologisches Modell für heterotopische Herz- und Herzmuskelzelltransplantation bei Ratten

Das orthotope Nierentransplantationsmodell der Ratte trägt dazu bei, den Mechanismus der renalen Allotransplantatabstoßung zu untersuchen. Das aktuelle Modell erhöht das Überleben der Empfänger ohne Beeinträchtigung der Blutversorgung und venösen Reflux des Unterkörpers unter Verwendung einer End-to-End-Anastomose der Nierenimplantation und einer End-to-Side-"Tunnel" -Methode der Harnleiter-Blasen-Anastomose.

Ein orthotopes Nierentransplantationsmodell für die renale Allotransplantatabstoßung

Lernen Sie das heterotope Hilfstransplantationsmodell für Rattenlebern kennen, um Mechanismen der hepatischen Allotransplantatabstoßung zu untersuchen. Diese Methode reduziert chirurgische Hürden und Tierstress erheblich.

Heterotopes Hilfstransplantationsmodell für die ganze Leber von Ratten unter Verwendung einer Hepaticoureterostomie für Studien zur Abstoßung von Allotransplantaten (Video) | JoVE Journal

Heterotopes Hilfstransplantationsmodell für die ganze Leber von Ratten unter Verwendung einer Hepaticoureterostomie für Studien zur Abstoßung von Allotransplantaten

Weitere Videos entdecken