Name: Intrakamerale Injektion bei Ratten mit geringem Risiko für Nebenwirkungen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-05-31T14:10:00.000+00:00
Duration: 6 min 19 s
Description: Lernen Sie die intrakamerale Injektion bei Ratten mit zentraler Hornhautinzision für präzise Substanzapplikation in die Vorderkammer. Diese Methode minimiert Gewebeschäden und verbessert die Reproduzierbarkeit in der experimentellen Augenheilkunde.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Die Versuche im Protokoll wurden vom Nationalen Genehmigungsausschuss für Tierwissenschaften genehmigt und entsprechen der ARVO-Erklärung zur Verwendung von Tieren in der Augen- und Sehforschung. Weibliche Sprague-Dawley-Ratten im Alter von 8-10 Wochen wurden für die vorliegende Studie verwendet und 12/12 h Hell-Dunkel-Zyklen ausgesetzt. Die Tiere wurden aus einer kommerziellen Quelle gewonnen (siehe Materialtabelle).
1. Vorbereitung der Tiere
<ol><li>Bereiten Sie eine Anästhesiemischung aus Ketamin (80 mg/kg Körpergewicht in 0,8 ml) und Xylazin (4 mg/kg Körpergewicht in 0,2 ml) vor und injizieren Sie es intraperitoneal in einer einzigen Injektion, um die Ratten zu betäuben.</li>
	<li>Injizieren Sie das Analgetikum Buprenorphin (0,03 mg/kg) intraperitoneal in einer einzigen Injektion.</li>
	<li>Tragen Sie ein topisches Augenanästhetikum 0,4% Oxybuprocain auf beide Augen auf.</li>
</ol>2. Erstellen eines selbstdichtenden Hornhauttunnels
<ol><li>Stabilisieren Sie das Auge, indem Sie die obere Sklera mit einer chirurgischen Augenzange an der vertikalen Mittellinie neben dem hornhautnahen Übergang halten.</li>
	<li>Unter einem Operationsmikroskop wird eine sterile Stilettoklinge von 0,8 mm und 31 g in der parazentralen Hornhautregion in der vertikalen Mittellinie (über der Mitte der Pupille) in einer flachen Position in einem Winkel platziert, der so nah wie möglich an der Horizontalen liegt (Abbildung 2).</li>
	<li>In dieser Position punktieren Sie die Hornhaut, um einen Schnitt zu machen und einen langen Tunnel (2-3 mm) zu schaffen, bis er in den zentralen Bereich der Vorderkammer eindringt. Vermeiden Sie es, das Objektiv zu berühren (Abbildung 2). HINWEIS: Ein erfolgreicher Tunnel führt nicht zum Austreten des Kammerwassers und zur Flachheit der Vorderkammer.</li>
	<li>Tragen Sie topische 0,3 % Loxocinsäure und 0,1 % Dexamethason auf das injizierte Auge auf.</li>
	<li>Untersuchen Sie unter Schlitzmikroskopie wie folgt.<ol><li>Beobachten Sie die Tiefe der vorderen Kammer des injizierten Auges im Vergleich zum nicht injizierten Auge. HINWEIS: Die Tiefe sollte ähnlich sein.</li>
		<li>Beobachten Sie die Linse des injizierten Auges im Vergleich zum nicht injizierten Auge. HINWEIS: Das Objektiv sollte klar sein. Die Opazität kann auf eine Beschädigung der Linse während des chirurgischen Eingriffs hinweisen.</li>
	</ol></li>
</ol><img alt="Diagramm der Augenchirurgie, das den Hornhautschnitt zeigt; Beschriftete Linse, Vorderkammer, medizinische Klinge." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66662/66662fig02.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 2"> Abbildung 2: Schematische Darstellung der Klinge sowie des Schnittwinkels und der Schnittposition. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66662/66662fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
3. Option 1: Intrakamerale Injektion von Trypanblau zur Beurteilung der erfolgreichen Injektion in die Vorderkammer
<ol><li>Laden Sie 5 μl Trypanblau in eine sterile 10 μl Glasspritze von Hamilton mit einer stumpfen 34-G-Nadel. HINWEIS: Die Injektion von Trypanblau wird als Mittel zur Bewertung des Erfolgs der Injektion während der Modellkalibrierung oder der Einrichtungsphase beschrieben. In den Versuchsanordnungen kann die Spritze mit einer Lösung der Verbindung der Wahl beladen werden.</li>
	<li>Führen Sie die geladene Spritzennadel durch den in Abschnitt 2 geschaffenen Tunnel in die Vorderkammer ein.</li>
	<li>Injizieren Sie und halten Sie die Nadel nach der Injektion 2-3 Sekunden lang an Ort und Stelle, bis die gesamte Flüssigkeit verschwunden ist.</li>
	<li>Entfernen Sie die Nadel, indem Sie sie vorsichtig und langsam herausziehen, um ein Auslaufen aus dem Hornhauttunnel zu vermeiden.</li>
	<li>Unter Schlitzmikroskopie untersuchen. Bewerten Sie die Tiefe der Vorderkammer, um eine Flachheit auszuschließen, und überprüfen Sie das Vorhandensein von Trypanblau in der Vorderkammer.</li>
	<li>Wiederholen Sie die Schlitzuntersuchung nach 24 h, 48 h und 72 h.</li>
</ol>4. Option 2: Intrakamerale Injektion von Hoechst zur Beurteilung der Bioverfügbarkeit von injiziertem Material in die Endothelzellschicht
<ol><li>Geben Sie 5 μl Hoechst in eine sterile 10-μl-Glasspritze von Hamilton mit einer stumpfen 34-G-Nadel. HINWEIS: Die Injektion von Hoechst wird als Mittel zur Bewertung der Bioverfügbarkeit von injiziertem Material durch Aufnahme in die Endothelzellschicht beschrieben und ist während der Modellkalibrierung oder der Einrichtung nützlich. In den Versuchsanordnungen kann die Spritze mit einer Lösung der Verbindung der Wahl beladen werden.</li>
	<li>Führen Sie die geladene Spritzennadel durch den in Abschnitt 2 geschaffenen Tunnel in die Vorderkammer ein.</li>
	<li>Injizieren Sie und halten Sie die Nadel nach der Injektion 2-3 Sekunden lang an Ort und Stelle, bis die gesamte Flüssigkeit verschwunden ist.</li>
	<li>Entfernen Sie die Nadel, indem Sie sie vorsichtig und langsam herausziehen, um ein Auslaufen aus dem Schnitt des Hornhauttunnels zu vermeiden.</li>
	<li>Etwa 15-20 Minuten nach der Injektion euthanasieren Sie die Ratten durch intraperitoneale Injektion von 500 mg/kg Natriumpentobarbiton.</li>
	<li>Enukleieren Sie beide Augen und isolieren Sie die Hornhaut. Sammeln Sie die nicht injizierte Hornhaut als Kontrolle.</li>
	<li>Färben Sie beide Hornhäute mit 0,5 % Alizarin Rot S gemäß den Anweisungen des Herstellers, um Endothelzellen zu identifizieren.</li>
	<li>Untersuchen Sie unter einem Lichtmikroskop, um die Alizarinrot-Färbung von Endothelzellen abzubilden, und unter einem Fluoreszenzmikroskop, um die Hoechst-Färbung im Vergleich zur nicht injizierten Hornhaut als Kontrolle zu beobachten.</li>
</ol>

<meta charset="utf8"></head><body>Optimierte intrakamerale Injektionstechnik für Ratten zur Reduzierung von Gewebeschäden

<ol><li>Ramsay, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Corneal+and+conjunctival+drug+permeability%3A+Systematic+comparison+and+pharmacokinetic+impact+in+the+eye%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Pharm+Sci%22%5BJournal%5D)">Corneal and conjunctival drug permeability: Systematic comparison and pharmacokinetic impact in the eye.</a> Eur J Pharm Sci. 119, 83-89 (2018).</li>
<li>Cholkar, K., Dasari, S. R., Pal, D., Mitra, A. K. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCholkar%2C+K+%22Eye%3A+Anatomy%2C+Physiology+and+Barriers+to+Drug+Delivery.+Ocular+Transporters+and+Receptors%22">Eye: Anatomy, Physiology and Barriers to Drug Delivery. Ocular Transporters and Receptors</a>. , Elsevier, Woodhead Publishing. (2013).</li>
<li>Prausnitz, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Permeability+of+cornea%2C+sclera%2C+and+conjunctiva%3A+A+literature+analysis+for+drug+delivery+to+the+eye%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharm+Sci%22%5BJournal%5D)">Permeability of cornea, sclera, and conjunctiva: A literature analysis for drug delivery to the eye.</a> J Pharm Sci. 87 (12), 1479-1488 (1998).</li>
<li>Varela-Fernández, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drug+delivery+to+the+posterior+segment+of+the+Eye%3A+Biopharmaceutic+and+pharmacokinetic+considerations%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Drug delivery to the posterior segment of the Eye: Biopharmaceutic and pharmacokinetic considerations.</a> Pharmaceutics. 12 (3), 269(2020).</li>
<li>Gautam, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracameral+drug+delivery%3A+A+Review+of+agents%2C+indications%2C+and+outcomes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Ocul+Pharmacol+Ther%22%5BJournal%5D)">Intracameral drug delivery: A Review of agents, indications, and outcomes.</a> J Ocul Pharmacol Ther. 39 (2), 102-116 (2023).</li>
<li>Shah, T. J., Conway, M. D., Peyman, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracameral+dexamethasone+injection+in+the+treatment+of+cataract+surgery+induced+inflammation%3A+design%2C+development%2C+and+place+in+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Intracameral dexamethasone injection in the treatment of cataract surgery induced inflammation: design, development, and place in therapy.</a> Clin Ophthalmol. 12, 2223-2235 (2018).</li>
<li>Perlman, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+of+human+disease%3A+An+evolutionary+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Evol+Med+Public+Health%22%5BJournal%5D)">Mouse models of human disease: An evolutionary perspective.</a> Evol Med Public Health. 2016 (1), 170-176 (2016).</li>
<li>Chawla, S., Jena, S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aChawla%2C+S+%22The+Anatomy+and+Physiology+of+Laboratory+Rat.Essentials+of+Laboratory+Animal+Science%3A+Principles+and+Practices%22">The Anatomy and Physiology of Laboratory Rat.Essentials of Laboratory Animal Science: Principles and Practices</a>. , Springer. Singapore. (2021).</li>
<li>Lundström, M., Wejde, G., Stenevi, U., Thorburn, W., Montan, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endophthalmitis+after+cataract+surgery%3A+a+nationwide+prospective+study+evaluating+incidence+in+relation+to+incision+type+and+location%5BTitle%5D)+AND+%22Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Endophthalmitis after cataract surgery: a nationwide prospective study evaluating incidence in relation to incision type and location.</a> Ophthalmology. 114 (5), 866-870 (2007).</li>
<li>Fine, I. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clear+corneal+incisions%5BTitle%5D)+AND+%22Int+Ophthalmol+Clin%22%5BJournal%5D)">Clear corneal incisions.</a> Int Ophthalmol Clin. 34 (2), 59-72 (1994).</li>
<li>Herretes, S., Stark, W. J., Pirouzmanesh, A., Reyes, J. M. G., McDonnell, P. J., Behrens, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inflow+of+ocular+surface+fluid+into+the+anterior+chamber+after+phacoemulsification+through+sutureless+corneal+cataract+wounds%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Inflow of ocular surface fluid into the anterior chamber after phacoemulsification through sutureless corneal cataract wounds.</a> Am J Ophthalmol. 140 (4), 737-740 (2005).</li>
<li>Masket, S., Belani, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proper+wound+construction+to+prevent+short-term+ocular+hypotony+after+clear+corneal+incision+cataract+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cataract+Refract+Surg%22%5BJournal%5D)">Proper wound construction to prevent short-term ocular hypotony after clear corneal incision cataract surgery.</a> J Cataract Refract Surg. 33 (3), 383-386 (2007).</li>
<li>Taban, M., Rao, B., Reznik, J., Zhang, J., Chen, Z., McDonnell, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+morphology+of+sutureless+cataract+wounds+-+Effect+of+incision+angle+and+location%5BTitle%5D)+AND+%22Surv+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Dynamic morphology of sutureless cataract wounds - Effect of incision angle and location.</a> Surv Ophthalmol. 49, Suppl 2 S62-S72 (2004).</li>
<li>Belforte, N., Sande, P. H., de Zavalía, N., Dorfman, D., Rosenstein, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Therapeutic+benefit+of+radial+optic+neurotomy+in+a+rat+model+of+glaucoma%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Therapeutic benefit of radial optic neurotomy in a rat model of glaucoma.</a> PLoS One. 7 (3), e34574(2012).</li>
<li>Moreno, M. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+experimental+model+of+glaucoma+in+rats+through+intracameral+injections+of+hyaluronic+acid%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">A new experimental model of glaucoma in rats through intracameral injections of hyaluronic acid.</a> Exp Eye Res. 81 (1), 71-80 (2005).</li>
<li>Belforte, N., Sande, P., de Zavalía, N., Knepper, P., Rosenstein, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+chondroitin+sulfate+on+intraocular+pressure+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Invest+Ophthalmol+Vis+Sci%22%5BJournal%5D)">Effect of chondroitin sulfate on intraocular pressure in rats.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 51 (11), 5768-5775 (2010).</li>
<li>Matsumoto, Y., Kanamori, A., Nakamura, M., Negi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+chronic+glaucoma+model+induced+by+intracameral+injection+of+microbeads+suspended+in+sodium+sulfate-sodium+hyaluronate%5BTitle%5D)+AND+%22Jpn+J+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Rat chronic glaucoma model induced by intracameral injection of microbeads suspended in sodium sulfate-sodium hyaluronate.</a> Jpn J Ophthalmol. 58 (3), 290-297 (2014).</li>
<li>Liu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+rat+model+of+ocular+hypertension+by+a+single+intracameral+injection+of+cross-linked+hyaluronic+acid+hydrogel+%28Healaflow%C2%AE+%29%5BTitle%5D)+AND+%22Basic+Clin+Pharmacol+Toxicol%22%5BJournal%5D)">A novel rat model of ocular hypertension by a single intracameral injection of cross-linked hyaluronic acid hydrogel (Healaflow® ).</a> Basic Clin Pharmacol Toxicol. 127 (5), 361-370 (2020).</li>
<li>Bowen, R. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+analysis+of+the+safety+and+efficacy+of+intracameral+cefuroxime%2C+moxifloxacin+and+vancomycin+at+the+end+of+cataract+surgery%3A+a+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Comparative analysis of the safety and efficacy of intracameral cefuroxime, moxifloxacin and vancomycin at the end of cataract surgery: a meta-analysis.</a> Br J Ophthalmol. 102 (9), 1268-1276 (2018).</li>
<li>Kato, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prophylactic+antibiotics+for+postcataract+surgery+endophthalmitis%3A+a+systematic+review+and+network+meta-analysis+of+6.8+million+eyes%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Prophylactic antibiotics for postcataract surgery endophthalmitis: a systematic review and network meta-analysis of 6.8 million eyes.</a> Sci Rep. 12 (1), 17416(2022).</li>
<li>Wang, M., Liu, Y., Dong, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+cefuroxime+intracameral+injection+antibiotic+prophylactic+on+postoperative+endophthalmitis+wound+post-cataract%3A+A+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Int+Wound+J%22%5BJournal%5D)">Effect of cefuroxime intracameral injection antibiotic prophylactic on postoperative endophthalmitis wound post-cataract: A meta-analysis.</a> Int Wound J. 20 (5), 1376-1383 (2023).</li>
<li>Katz, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracameral+cefuroxime+and+the+incidence+of+post-cataract+endophthalmitis%3A+an+Israeli+experience%5BTitle%5D)+AND+%22Graefes+Arch+Clin+Exp+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Intracameral cefuroxime and the incidence of post-cataract endophthalmitis: an Israeli experience.</a> Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 253 (10), 1729-1733 (2015).</li>
<li>Lipnitzki, I., Ben Eliahu, S., Marcovitz, A. L., Ezov, N., Kleinmann, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraocular+concentration+of+moxifloxacin+after+intracameral+injection+combined+with+presoaked+intraocular+lenses%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cataract+Refract+Surg%22%5BJournal%5D)">Intraocular concentration of moxifloxacin after intracameral injection combined with presoaked intraocular lenses.</a> J Cataract Refract Surg. 40 (4), 639-643 (2014).</li>
<li>Colleaux, K. M., Hamilton, W. K., Morgan, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+prophylactic+antibiotics+and+incision+type+on+the+incidence+of+endophthalmitis+after+cataract+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Can+J+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Effect of prophylactic antibiotics and incision type on the incidence of endophthalmitis after cataract surgery.</a> Can J Ophthalmol. 35 (7), 373-378 (2000).</li>
<li>Libre, P. E., Della-Latta, P., Chin, N. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracameral+antibiotic+agents+for+endophthalmitis+prophylaxis%3A+A+pharmacokinetic+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cataract+Refract+Surg%22%5BJournal%5D)">Intracameral antibiotic agents for endophthalmitis prophylaxis: A pharmacokinetic model.</a> J Cataract Refract Surg. 29 (9), 1791-1794 (2003).</li>
<li>Carino, N. S., Slomovic, A. R., Chung, F., Marcovich, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Topical+tetracaine+versus+topical+tetracaine+plus+intracameral+lidocaine+for+cataract+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cataract+Refract+Surg%22%5BJournal%5D)">Topical tetracaine versus topical tetracaine plus intracameral lidocaine for cataract surgery.</a> J Cataract Refract Surg. 24 (12), 1602-1608 (1998).</li>
<li>Minakaran, N., Ezra, D. G., Allan, B. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Topical+anaesthesia+plus+intracameral+lidocaine+versus+topical+anaesthesia+alone+for+phacoemulsification+cataract+surgery+in+adults%5BTitle%5D)+AND+%22Cochrane+Database+Syst+Rev%22%5BJournal%5D)">Topical anaesthesia plus intracameral lidocaine versus topical anaesthesia alone for phacoemulsification cataract surgery in adults.</a> Cochrane Database Syst Rev. 7 (7), CD005276 (2020).</li>
<li>Dan-Ni, W., Li-Dian, H., Zhi-Guo, P., Qiang, W., Lei, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracameral+anti-VEGF+injection+for+advanced+neovascular+glaucoma+after+vitrectomy+with+silicone+oil+tamponade%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Intracameral anti-VEGF injection for advanced neovascular glaucoma after vitrectomy with silicone oil tamponade.</a> Int J Ophthalmol. 14 (3), 129-135 (2021).</li>
<li>Bhagat, P. R., Agrawal, K. U., Tandel, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Study+of+the+effect+of+injection+bevacizumab+through+various+routes+in+neovascular+glaucoma%5BTitle%5D)+AND+%22J+Curr+Glaucoma+Pract%22%5BJournal%5D)">Study of the effect of injection bevacizumab through various routes in neovascular glaucoma.</a> J Curr Glaucoma Pract. 10 (2), 39-48 (2016).</li>
<li>Al-Qaysi, Z. K., Beadham, I. G., Schwikkard, S. L., Bear, J. C., Al-Kinani, A. A., Alany, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sustained+release+ocular+drug+delivery+systems+for+glaucoma+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Expert+Opin+Drug+Deliv%22%5BJournal%5D)">Sustained release ocular drug delivery systems for glaucoma therapy.</a> Expert Opin Drug Deliv. 20 (7), 905-919 (2023).</li>
<li>Eghrari, A. O., Gottsch, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fuchs%27+corneal+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Expert+Rev+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Fuchs' corneal dystrophy.</a> Expert Rev Ophthalmol. 5 (2), 147-159 (2010).</li>
</ol>

Die Bioverfügbarkeit von Verbindungen, die durch topische Verabreichung an die Augenoberfläche abgegeben werden, ist stark begrenzt und liegt in der Regel &lt;5 %1. Verbindungen, die durch Augentropfen verabreicht werden, werden hauptsächlich durch Drainage, induzierte Tränenfluss, Tränenflüssigkeitsumsatz und Bindehautabsorption ausgeschieden. Darüber hinaus wird die Permeation von Verbindungen durch die Augenoberfläche durch die Hornhaut-Konjunktiva-Barriere stark eingeschränkt 1,2,3. Die Hornhaut besteht aus drei Hauptschichten: dem äußersten Epithel, dem intermediären Stroma und dem innersten Endothel. Das oberflächliche Hornhautepithel ist durch starke Tight Junctions miteinander verbunden und erzeugt einen hohen parazellulären Widerstand, der die Hauptbarriere für die Durchlässigkeit der Substanz darstellt. Mehrere Epithelschichten begrenzen zusätzlich die Permeation von hydrophilen und großen Molekülen durch die Interzellularräume des Hornhautepithels. Das Stroma, das dem Epithel folgt, besteht aus Kollagenfasern und enthält wässrige Poren. Im Gegensatz zum Hornhautepithel ermöglicht das Stroma die Bewegung von hydrophilen Arzneimitteln; Es ist jedoch sehr undurchlässig für lipophile Verbindungen 1,2,3. Zusammen stellen das Hornhautepithel und die Stromaschichten wichtige Gewebebarrieren dar, die die Absorption von Arzneimitteln begrenzen. Es wird nicht davon ausgegangen, dass das Hornhautendothel den Medikamententransport einschränkt.
Eine Alternative zur Hornhautverabreichung ist die Bindehaut. Die Bindehaut ist eine Multiepithelschicht, die die Innenseite der Augenlider und den vorderen Teil der Sklera bedeckt. Die Bindehaut zeichnet sich durch weniger Tight Junctions als das Hornhautepithel aus, was eine bessere Permeabilität von hydrophilen Arzneimitteln ermöglicht. Die Vaskularisierung der Bindehaut führt jedoch zu einer systemischen Resorption eines großen Teils der verabreichten Moleküle, was wiederum die Bioverfügbarkeit der in die Vorderkammer abgegebenen Verbindungen stark einschränkt 1,2. Eine effiziente Möglichkeit, die Barrieren der äußeren Augenpermeabilität zu umgehen, besteht darin, das Medikament direkt in den interessierenden Bereich zu verabreichen. Zum Beispiel ist die intravitreale Injektion für die Verabreichung in den Glaskörperüblich 4. Ebenso wird die intrakamerale Injektion für die Verabreichung in die Vorderkammer5 verwendet. Die Etablierung einer effizienten Konzentration in der Vorderkammer ist entscheidend für verschiedene klinische Situationen, wie z. B. die Behandlung von Infektionen durch intrakamerale Injektion von Antibiotika und postoperative entzündungshemmende Behandlungen bei Kataraktoperationen. Trotz des Vorteils der verbesserten Bioverfügbarkeit der Substanz, die durch die intrakamerale Injektion gewährt wird, gibt es große Sicherheitsbedenken, die berücksichtigt werden sollten. Zum Beispiel kann die intrakamerale Injektion von Medikamenten einen erhöhten Augeninnendruck, ein toxisches Vordersegmentsyndrom und ein toxisches Endothelzellzerstörungssyndrom induzieren 5,6. Daher ist es wichtig, in präklinischen Studien die Wirksamkeit und Sicherheit von Arzneimitteln, die durch intrakamerale Injektionen verabreicht werden, sorgfältig zu bewerten, um die Behandlungseffizienz zu maximieren und mögliche Nebenwirkungen bei Patienten zu minimieren.
Experimentelle Tiermodelle sind in präklinischen Studien unverzichtbar, um neue Therapien zu untersuchen. Kleine Nagetiere wie Mäuse und Ratten sind die am häufigsten verwendeten Versuchstiere für solche Zwecke. Diese Tiere weisen zahlreiche Ähnlichkeiten mit der menschlichen Anatomie und Physiologie auf und liefern wertvolle Erkenntnisse. Darüber hinaus ist ihr Einsatz aufgrund ihrer geringen Größe, der einfachen Wartung, der schnellen Trächtigkeit und der Fähigkeit, eine große Anzahl von Nachkommen zu produzieren, wirtschaftlich vorteilhaft7.
Trotz der weit verbreiteten Verwendung kleiner Nagetiere in Modellen für Augenkrankheiten stellen ihre einzigartigen Augenabmessungen und ihre Anatomie erhebliche Herausforderungen bei experimentellen Manipulationen dar. So werden beispielsweise Verfahren wie intrakamerale Injektionen, die beim Menschen relativ einfach sind, bei Mäusen und Ratten technisch anspruchsvoll. Die Herausforderungen ergeben sich aus Faktoren wie dem geringen Volumen des Kammerwassers, der relativ großen und unflexiblen Linse und der obstruktiven Positionierung und Krümmung der Linse in den Augen der Nagetiere (Abbildung 1)8. Diese Herausforderungen erhöhen das Risiko von Schäden bei intrakameralen Injektionen bei Nagetieren, was zu potenziellen Nebenwirkungen führt und zu experimenteller Variabilität führt, die sich auf die Gültigkeit der Studienschlussfolgerungen auswirken kann. In unserer Forschung ist es uns gelungen, ein Verfahren zur sicheren intrakameralen Injektion bei Ratten zu entwickeln. Bei dieser Technik wird ein langer, flacher, selbstdichtender Tunnel in der Hornhaut in die Vorderkammer geschaffen. Diese Methode gewährleistet nicht nur die Präzision, sondern verbessert auch die experimentelle Reproduzierbarkeit und löst die Probleme, die mit Injektionstechniken bei kleinen Nagetieren verbunden sind.
<img alt="Anatomiediagramm der Ratte vs. des menschlichen Auges; Iris, Pupille, Linse, Hornhaut, Vorderkammer Vergleich." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66662/66662fig01.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 1"> Abbildung 1: Schematische Darstellung der anatomischen Merkmale des vorderen Augenabschnitts des Auges von Ratte und Mensch. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66662/66662fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>

<table><tbody><tr><td>Alizarin Rot&nbsp;</td><td>Alpha Aesar</td><td>042040.5</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphin&nbsp;</td><td>Richter Pharma</td><td>102047</td><td></td></tr><tr><td>Dexamethason 0,1%&nbsp;</td><td>Fisher Pharmaceutical</td><td>393102-0413</td><td></td></tr><tr><td>Hamilton Glasspritze 10 &mu; L&nbsp;</td><td>Hamilton Co.</td><td></td><td></td>721711</tr><tr><td>Hoeschst</td><td>Merck</td><td>B2261</td><td></td></tr><tr><td>Ketamin</td><td>Bremer pharma GMBH (medimarket)</td><td>17889</td><td></td></tr><tr><td>Ofloxacin 0,3% Augentropfen</td><td>Allergan</td><td>E92170</td><td></td></tr><tr><td>Oxybuprocainhydrochlorid 0,4%&nbsp;</td><td>Fisher Pharmaceutical</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital-Natrium 200 mg/mL</td><td>CTS</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Schlitzmikroskop&nbsp;</td><td>Haag-streit bern</td><td>b-90019115</td><td></td></tr><tr><td>Sprague-Dawley Rats</td><td>Envigo</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Stiletto Klinge 31 G 0.8 mm&nbsp;</td><td>Tecfen medical (skymed)</td><td>QKN2808</td><td></td></tr><tr><td>Operationsmikroskop</td><td>Zeiss</td><td>OPMI-6 CFC</td><td></td></tr><tr><td>Trypan Blue</td><td>Sartorius</td><td>03-102-1B</td><td></td></tr><tr><td>Xylazin</td><td>Eurovet Animal Health&nbsp;</td><td></td><td></td>615648</tr></tbody></table>

intrakamerale injektion bei ratten mit geringem risiko für nebenwirkungen

Intracameral Injection in Rats with Low Risk of Adverse Effects

Sprague Dawley-Ratten wurden intracameral mit 5 μl Trypanblau gemäß dem oben beschriebenen Protokoll injiziert. Die Spaltlampenuntersuchung unmittelbar nach der Injektion zeigte, dass die Kammer mit Trypanblau gefärbt war, was darauf hindeutet, dass das injizierte Material die Vorderkammer erreicht hatte (Abbildung 3). Darüber hinaus war die Tiefe der vorderen Kammer intakt, was darauf hindeutet, dass die Injektion kein Austreten des Kammerwassers und keine Flachheit der Kammer verursachte.
<img alt="Mikroskopische Aufnahme eines Rattenauges für die ophthalmologische Forschung, die die Analyse der Hornhautstruktur hervorhebt." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66662/66662fig03.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 3"> Abbildung 3: Intakte Vorderkammer nach intrakameraler Injektion. Trypanblau wurde in die vordere Kammer der Ratte injiziert. Die spaltmikroskopische Untersuchung zeigt das Vorhandensein von Trypanblau ohne Leckage oder Flachheit der Vorderkammer. Maßstabsleiste = 1 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66662/66662fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
Als nächstes wurde Hoechst, ein zellpermeabler Fluoreszenzfarbstoff, der DNA bindet und Zellkerne färbt, injiziert, um die Bioverfügbarkeit von Arzneimitteln zu bewerten, die über den beschriebenen intrakameralen Injektionsweg verabreicht werden. Die Aufnahme von Hoechst durch Endothelzellen wurde 15 min nach der Injektion durch Isolierung der Hornhaut und Beobachtung unter einem Fluoreszenzmikroskop untersucht. Zur Identifizierung von Endothelzellen wurden die Hornhäute mit Alizarin Red S gefärbt, das die interzellulären Grenzen der Endothelzellschicht färbt.  Als Kontrolle untersuchten wir das nicht injizierte Auge derselben Ratte. Unsere Ergebnisse zeigen, dass die Endothelzellschicht nach der Injektion intakt war, was dafür spricht, dass das beschriebene Verfahren das Endothel nicht schädigt. Darüber hinaus waren Endothelzellen positiv für die Hoechst-Kernfärbung, was die Aufnahme des injizierten Hoechst nach intrakameraler Injektion zeigt (Abbildung 4).
<img alt="Gefärbte Zellmikroskopie: Alizarin Red, Hoechst, Merge; bildgebendes Verfahren; Ergebnisse der Mikroskopie." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66662/66662fig04.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 4"> Abbildung 4: Bioverfügbarkeit von intrakameral injiziertem Material in die Endothelzellschicht. Hoechst wurde in die Vorderkammer der Ratte injiziert. Die Hornhaut wurde 15 Minuten nach der Injektion isoliert, mit Alizarin Red S gefärbt, um Endothelzellen zu beobachten, und unter einem Fluoreszenzmikroskop abgebildet, um die Hoechst-Färbung zu beobachten. Overlay-Bilder zeigen die nukleäre Hoechst-Färbung in Hornhaut-Endothelzellen. Maßstabsbalken = 50 μM. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66662/66662fig04large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>

Intrakamerale Injektion bei Ratten mit geringem Risiko für Nebenwirkungen

Intracameral injection is a standard administration routine in ophthalmology. The application of intracameral injection in rodents for research is ...

intracameral-injection-in-rats-with-low-risk-of-adverse-effects

Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Intravitreale Injektion ist eine weit verbreitete Technik in Visual Sciences Forschung für Augenerkrankungen oder als direkte Anwendung der lokalen Behandlung. Dieses Video demonstriert ein Protokoll für die intravitreale Injektion mit einer 1 ml Spritze mit Glaspipette. Nützliche Tipps zum Vermeiden von massiven Blutungen und Linse beschädigen gegeben sind.

Intravitrealen Injektion zur Einrichtung Ocular Krankheiten Modell

Sicheres Arbeiten und menschlich mit Forschung Nager erfordert eine Kernkompetenz in der Handhabung und Zurückhaltung Methoden. Dieser Artikel wird die grundlegenden Prinzipien erforderlich, um sicher zu handhaben und effektiv zu verwalten Verbindungen an Mäusen und Ratten.

Manuelle Restraint und Common Compound Verabreichungswege bei Mäusen und Ratten

Subretinale Injektionen sind die gebräuchlichste Technik zur Verabreichung großer therapeutischer Wirkstoffe wie Proteine und viraler Vektoren an Photorezeptoren und das retinale Pigmentepithel. Eine alternative Methode bei Mäusen, die erfolgreich auf den subretinalen Raum mit minimalen Kollateralschäden und schnellen Erholungszeiten abzielt, wird hier beschrieben.

Eine Alternative und Validated Injektionsmethode für den Zugriff auf den subretinalen Raum<i&gt; über</i&gt; A Transcleral dorsalen Zugang

Dieses Protokoll zielt darauf ab, einen reproduzierbaren venösen Verabreichungsweg zu demonstrieren, der bei Ratten und Mäusen während der gesamten Neugeborenenperiode angewendet werden kann. Dieses Verfahren ist wichtig für präklinische Studien an Nagetieren, die die Verabreichung von Medikamenten auf Neugeborenenstationen in erster Linie durch intravenöse Verabreichung widerspiegeln möchten.

Ein neonatales Nagetiermodell der retroorbitalen Veneninjektion

Es wird ein chirurgischer Eingriff beschrieben, bei dem Injektionen in die Lendenwirbelkammer der juvenilen Ratte durchgeführt werden. Dieser Ansatz wurde für die intrathekale Verabreichung von Gentherapie-Vektoren verwendet, aber es wird erwartet, dass dieser Ansatz für eine Vielzahl von Therapeutika, einschließlich Zellen und Medikamenten, verwendet werden kann.

Intrathekale Vektorverabreichung bei juvenilen Ratten über die Injektion in die Lendenwirbelsäule

In diesem Artikel werden Methoden zur subretinalen Injektion bei Ratten beschrieben, bei denen intraoperative Visualisierung verwendet wird, um sowohl die Injektionsstelle als auch den Bereich der Netzhautablösung zu kontrollieren.

Intraoperative Visualisierung der subretinalen Injektion und Netzhautablösung bei Ratten

Dieses Protokoll beschreibt eine einzigartige Technik, die einen transkonjunktivalen Ansatz verwendet, um Zugang zum Sehnerv der Ratte für Injektionen zu erhalten.

Transkonjunktivaler Zugang zur Injektion in den Sehnerv der Ratte

Diese Studie stellt eine Methodik für die Verabreichung von Therapeutika in die Netzhaut und die Sehnerven der erwachsenen Ratte vor. Darüber hinaus wird eine einzigartige Gewebeentnahmemethode für eine Top-Down-Entnahme des Sehnervs und der Netzhaut bei einer erwachsenen Ratte eingeführt.

Okuläre therapeutische Verabreichung und fortgeschrittene Gewebeentnahme bei erwachsenen Ratten

In diesem Video zeigen wir, wie man mononukleären Zellen aus dem zentralen Nervensystem von Ratten mit experimenteller autoimmuner Enzephalomyelitis isolieren.

Isolierung von mononukleären Zellen aus dem zentralen Nervensystem von Ratten mit EAE

Hier zeigen wir, wie retro-orbitalen Injektion bei erwachsenen Zebrafisch zu tun.

Retro-Orbital-Injection in Adult Zebrafisch

Lernen Sie die intrakamerale Injektion bei Ratten mit zentraler Hornhautinzision für präzise Substanzapplikation in die Vorderkammer. Diese Methode minimiert Gewebeschäden und verbessert die Reproduzierbarkeit in der experimentellen Augenheilkunde.

Intrakamerale Injektion bei Ratten mit geringem Risiko für Nebenwirkungen

Weitere Videos entdecken