Name: Optimierung der Methode des Verschlusses der Arteria cerebralis longa für eine vollständige Reperfusion (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-11-22T13:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 18 s
Description: Erfahren Sie die optimierte MCAO-Methode für ischämische Schlaganfallforschung bei Mäusen. Dieses Protokoll gewährleistet vollständige Reperfusion und verbessert die Reproduzierbarkeit in der Neuroforschung.

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Der Umgang mit Tieren und die Verfahren wurden von der Ethik-Lizenzierungskommission der Medizinischen Fakultät der Universität Zagreb und der Ethikkommission zum Schutz der für wissenschaftliche Zwecke verwendeten Tiere des Landwirtschaftsministeriums der Republik Kroatien genehmigt. Die Versuchsverfahren wurden gemäß dem kroatischen Tierschutzgesetz (NN 102/17, 32/19), den Änderungen des Tierschutzgesetzes (NN 37/13) und den Richtlinien zum Schutz der für wissenschaftliche Zwecke verwendeten Tiere (NN 55/13) durchgeführt, die mit dem Europäischen Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren (Richtlinie 2010/63/EU) übereinstimmen.
1. Vorbereitung des Tieres und des Operationsfeldes
<ol><li>Setzen Sie das Tier in eine Knock-out-Box und leiten Sie eine Anästhesie mit 5 Vol.-% Isofluran in einem Sauerstoff-Stickstoff-Gemisch (Verhältnis 1:2) ein.</li>
	<li>Nachdem Sie den Bewusstseinszustand und die Atemfrequenz des Tieres visuell überprüft haben, bringen Sie es zu einer Laborwaage und wiegen Sie es.</li>
	<li>Überprüfen Sie den Reflex, indem Sie die interdigitale Haut einer unteren Extremität einklemmen, um die richtige Anästhesietiefe zu gewährleisten.</li>
	<li>Positionieren Sie das Tier auf dem beheizten Operationstisch und bringen Sie seine Nase in die Anästhesiemaske. Stellen Sie die anfängliche Temperatur des Operationstisches auf 36 °C ein und stellen Sie sie so ein, dass die Körpertemperatur des Tieres bei 37 °C bleibt (gemessen über eine Rektumsonde, die in späteren Schritten eingeführt wird). Bei allen weiteren Schritten ist der Volumenanteil von Isofluran so einzustellen, dass die Atemfrequenz des Tieres bei 100 Atemzügen/min bleibt. HINWEIS: Alle Oberflächen und Materialien, die in direktem Kontakt mit dem Tier stehen, müssen vor dem Eingriff gründlich desinfiziert werden.</li>
	<li>Tragen Sie Augensalbe auf die Augen des Tieres auf, um sie vor Austrocknung und Isoflurangas zu schützen.</li>
	<li>Drehen Sie das Tier auf den Rücken und strecken Sie seinen Hals, indem Sie ein kleines Kissen aus chirurgischem Klebeband darunter legen.</li>
	<li>Befestigen Sie die Gliedmaßen des Tieres mit chirurgischem Klebeband. Achten Sie darauf, die Vordergliedmaßen nicht zu stark zu strecken, um nicht versehentlich eine Luxation des Schultergelenks zu verursachen.</li>
	<li>Schmieren Sie die Rektumsonde mit Vaseline und führen Sie sie zur kontinuierlichen Messung der Körpertemperatur in das Rektum ein. Befestigen Sie die Sonde zusammen mit dem Schwanz mit chirurgischem Klebeband.</li>
	<li>Wenden Sie eine präoperative Injektion von Kochsalzlösung und Buprenorphin (0,5 mg/kg) intraperitoneal an, um das Tier während des Eingriffs gut mit Feuchtigkeit zu versorgen und unter Analgesie zu halten.</li>
	<li>Rasieren Sie das Fell des Tieres im Halsbereich mit einer kabellosen Tierschermaschine. Sammeln Sie das gesamte rasierte Fell mit Stücken chirurgischem Klebeband. Rasieren Sie die Region zusätzlich mit einem Rasierer, um sie völlig fellfrei zu machen.</li>
	<li>Wählen Sie ein MCAO-Filament basierend auf dem Gewicht und/oder Alter des gemessenen Tieres. Hole es aus dem Behälter und lege es in eine Petrischale an einer sichtbaren Stelle. Geben Sie einen Tropfen Kochsalzlösung auf den Silikonteil des Filaments, um es sauber und staubfrei zu halten. HINWEIS: Die Dicke der Silikonbeschichtung des Filaments sollte bei einer 12-16 Wochen alten Maus gemäß den offiziellen Empfehlungen des Herstellers gewählt werden. Zusätzlich sollte die Länge der Silikonbeschichtung im Vorfeld sorgfältig geplant werden, abhängig von der Größe der zu verschließenden Bewässerungsfläche (siehe Diskussion).</li>
	<li>Legen Sie ein sauberes OP-Abdecktuch über den Operationstisch.</li>
	<li>Tragen Sie einen Tropfen Betadin auf die rasierte Haut des Tieres auf. Reiben Sie das Desinfektionsmittel mit einem Wattestäbchen kreisförmig von innen nach außen in die Haut ein. Machen Sie danach dasselbe mit einem mit Ethanol getränkten Wattestäbchen. Wiederholen Sie diesen Schritt bei jeder Wiederholung 3 Mal mit einem frischen Paar steriler Wattestäbchen.</li>
	<li>Tragen Sie einen Tupfer Lidocain-Gel auf die desinfizierte Region der zukünftigen Inzisionsstelle auf, um eine lokale Wundanalgesie zu erzielen.</li>
</ol>2. Ischämie-Induktionschirurgie
<ol><li>Machen Sie mit einem Skalpell einen ersten Schnitt auf der desinfizierten Haut. Halten Sie die Anzahl der Hautschnitte auf ein Minimum, um die Heilung der Operationswunde zu erleichtern. HINWEIS: Alle Instrumente müssen zuvor sterilisiert worden sein. Der Leser sollte sich auf die institutionellen Richtlinien für die Verwendung von sterilen oder chirurgischen Handschuhen beziehen.</li>
	<li>Reißen Sie mit einer Pinzette vom Typ 7 und 5 die oberflächliche Faszie weg und lösen Sie die Speicheldrüsen vom darunter liegenden Gewebe. HINWEIS: Bewegen Sie sich immer mit geschlossener Pinzette vor und strecken Sie sie aus, während Sie sich wegbewegen, um das Gewebe wegzudrücken. Auf diese Weise können anatomische Räume mit minimalem Gewebetrauma durchquert werden.</li>
	<li>Platzieren Sie den Drahtaufroller in seiner Ausgangsposition und stellen Sie sicher, dass die Speicheldrüsen die nachfolgenden Schritte nicht stören.</li>
	<li>Entfernen Sie die tiefe Halsfaszie mit einer Typ-7-Pinzette und lösen Sie die Sternocleidomastoideus-Muskeln aus der Halsschlagaderregion, um den Retraktor neu zu positionieren.</li>
	<li>Positionieren Sie den Retraktor so, dass er unter die Sternocleidomastoideusmuskeln greift, um den Zugang zur Halsschlagader zu ermöglichen.</li>
	<li>Sezieren Sie den Musculus omohyoideus, um einen klaren visuellen und einfacheren Zugang zur Halsschlagader zu ermöglichen.</li>
	<li>Befreien Sie die Halsschlagader und ihre Äste von der Halsschlagader und dem Vagusnerv, die in der Halsschlagaderfaszie zusammengehalten werden. HINWEIS: Diese Faszie muss vorsichtig entfernt werden, um eine Verletzung des Vagusnervs oder signifikante Blutungen zu vermeiden.<ol><li>Kneifen Sie die Halsschlagaderfaszie auf der lateralen Seite der Halsschlagader-Triade zusammen und ziehen Sie sie vorsichtig seitlich, um die Arterie, den Nerv, die Vene und alle umliegenden Blutgefäßäste visuell zu identifizieren.</li>
		<li>Trennen Sie die CCA beim seitlichen Ziehen an der Faszie mit einer Typ-5-Pinzette vom angrenzenden Nerv und der Vene bis zur Verzweigungsstelle und der oberen Schilddrüsenvene, die die CCA kreuzt.</li>
		<li>Trennen Sie den unteren Teil des CCA mit einer gebogenen Pinzette vom Typ 7 vollständig vom darunter liegenden Gewebe und der Faszie und stellen Sie sicher, dass er für die Klemmung in zukünftigen Schritten bereit ist.</li>
		<li>Gehen Sie kranial im Bereich oberhalb des CCA-Verzweigungspunktes vor und reißen Sie die Halsschlagaderfaszie mit zwei Pinzetten auf.</li>
		<li>Ziehen Sie in ähnlicher Weise das lose Ende der Halsschlagaderfaszie medial und lateral, um die ECA und die Arteria carotis interna (ICA) präzise von der Faszie bzw. dem umgebenden Gewebe zu lösen.</li>
		<li>Befreien Sie die ECA und ICA mit einer gebogenen Typ-7-Pinzette vom darunter liegenden Gewebe.</li>
	</ol></li>
	<li>Nachdem Sie die CCA mit ihren beiden jeweiligen Ästen sorgfältig vorbereitet haben, heben Sie die ECA mit einer gebogenen Pinzette vom Typ 7 an und klemmen Sie sie mit einer selbstschließenden Pinzette vom Typ N0 fest.</li>
	<li>Senken Sie die Selbstschlusszange Typ N0 vorsichtig auf den OP-Tisch ab. HINWEIS: Um den Klemmpunkt des ECA neu zu positionieren, ist es manchmal notwendig, den Griff leicht zu lösen und den ECA-Verzweigungspunkt nach kaudal zu schieben. An dieser Stelle ist darauf zu achten, dass mehr als 1 mm ECA zwischen der ECA-Klemmung und dem Abzweigpunkt verbleibt.</li>
	<li>Nachdem der ECA mit einer Pinzette vom Typ N0 festgeklemmt und festgehalten ist, führen Sie zwei geflochtene Seidenfäden hinter den ECA ein. HINWEIS: Der Schädelfaden bildet den Ligaturknoten und muss kranial von der Klemmstelle aus platziert werden.</li>
	<li>Binden Sie den Schädelfaden vollständig fest, da er dauerhaft ist, und schneiden Sie den überschüssigen Faden mit einer Schere ab.</li>
	<li>Binden Sie den Schwanzfaden zu einem losen Sicherungsknoten zusammen. HINWEIS: Es muss in der Nähe des ECA-Verzweigungspunkts platziert und locker gehalten werden, damit das MCAO-Filament hindurchpasst.</li>
	<li>Klemmen Sie den CCA und den ICA mit Hilfe von Gefäßmikroclips zu, um Blutungen nach der Arteriotomie zu vermeiden. HINWEIS: Es ist wichtig sicherzustellen, dass der an der CCA angebrachte Mikroclip einen ausreichend starken Griff hat, da es sich bei der CCA um eine pulsierende Hochdurchsatzarterie handelt, deren Nichtbeachtung in den späteren Schritten zu starken Blutungen und zum Tod des Tieres führen kann.</li>
	<li>Führen Sie mit einer Mikrofederschere eine kleine Arteriotomie direkt unter der ECA-Klemmstelle durch. HINWEIS: Die Arteriotomie muss groß genug sein, damit der Silikonteil des Filaments hineinpasst, aber nicht größer als die Hälfte des ECA-Umfangs, um die von der Typ-N0-Pinzette gehaltene Spannung nicht zu beeinträchtigen.</li>
	<li>Führen Sie das Filament in einem Winkel, der dem der ECA entspricht, in proximaler Richtung zur CCA in die Arteriotomiestelle ein, indem Sie durch den losen Sicherungsknoten an der Verzweigungsstelle der ECA gehen und mit dem Filament in das Lumen der CCA einstechen.</li>
	<li>Ziehe den Sicherungsknoten um den Silikonteil des Filaments fest. HINWEIS: An dieser Stelle ist große Vorsicht geboten, da das Filament dazu neigt, nach der Hälfte des letzten Manövers aus dem ECA zu rutschen, und es ist sehr schwierig, es an dieser Stelle wieder einzusetzen.</li>
	<li>Öffnen Sie vorsichtig den ICA-Mikroclip und entfernen Sie ihn.</li>
	<li>Nachdem das Filament teilweise in ECA eingeführt und gesichert ist, führen Sie eine vollständige Arteriotomie durch, bei der sich der ECA-Stumpf mit dem MCAO-Filament im Inneren löst. Lassen Sie an dieser Stelle die Selbstschlusszange Typ N0 los und entfernen Sie sie.</li>
	<li>Drücken Sie mit einer Pinzette vom Typ 5 den ECA-Stumpf fest zusammen und heben Sie ihn leicht an. Während Sie sich mit einer weiteren Pinzette an dem teilweise eingeführten Filament festhalten, senken Sie den ECA-Stumpf ab und ziehen Sie vorsichtig, um das innere Ende des Filaments in Richtung ICA auszurichten. Kneifen Sie niemals den Silikonteil des Filaments ein.</li>
	<li>Mit einer Pinzette, die das Filament festhält, schieben Sie das Filament langsam durch den ICA in Richtung des Willenskreises. HINWEIS: Der erste Verzweigungspunkt des ICA ist auch der einzige, an dem der Bediener den gewünschten MCA-Verzweigungspunkt übersehen kann. Daher ist ein leichter seitlicher Vorschubwinkel notwendig, um das Filament zum MCA-Verzweigungspunkt zu führen. Mit dem leichten lateralen Vorschubwinkel krümmt sich das Filament von der Arteria pterygopalatina (PPA) weg und erhöht die Wahrscheinlichkeit, dass das vorstoßende Ende in den Willis-Kreis eintritt (Abbildung 1).</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66720/66720fig01.jpg"> Abbildung 1: Eine Illustration des Vorschubs des Filaments des Verschlusses der mittleren Hirnarterie über den Verzweigungspunkt der Arteria pterygopalatine hinaus. Der richtige Filamentvorschub (links) wird erreicht, indem das MCAO-Filament so ausgerichtet wird, dass es gegen die Seitenwand des ICA anliegt und sich vom PPA-Verzweigungspunkt weg krümmt. Andernfalls (auf der rechten Seite) kann das Filament in das PPA gelangen und keinen Hub verursachen. Im letzteren Fall kann das Filament nicht so weit vordringen, wie es sollte, und der Chirurg sollte das Filament zurückziehen, bis sein Ende am ICA-Verzweigungspunkt sichtbar wird, und beginnen, das Filament wieder vorzuschieben. Grün gefärbte Arterien stellen die hinteren kommunizierenden Arterien (PcomA) dar, die bei Mäusen meist nicht offen sind. Erstellt mit BioRender.com. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66720/66720fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<ol start="21"><li>Schieben Sie das MCAO-Filament langsam durch den Kreis von Willis, bis ein plötzlicher Anstieg des Widerstands zu spüren ist. HINWEIS: An dieser Stelle ist es wichtig, die verbleibende Länge des Filaments zu beobachten. Das Filament sollte bei einer erwachsenen Maus mühelos mindestens 7 mm vom ICA-Verzweigungspunkt entfernt verlaufen.</li>
	<li>Ziehen Sie den Sicherungsknoten fest, um sicherzustellen, dass das Filament während der Ischämie nicht verschoben wird.</li>
	<li>Entfernen Sie den CCA-Clip und notieren Sie sich die Uhrzeit. HINWEIS: Dies markiert den Beginn des Beginns der Ischämie.</li>
	<li>Packen Sie das lose Ende des MCAO-Filaments in die Rille zwischen dem Karotisdreieck und dem ipsilateralen M. sternocleidomastoideus, damit es nicht aus der Operationswunde herausragt.</li>
	<li>Entfernen Sie den Drahtaufroller und bringen Sie die Ränder der Operationswunde näher aneinander. Lassen Sie die Operationsstelle einige Sekunden ruhen, damit das Gewebe in seine anatomische Position zurückkehrt.</li>
	<li>Verschließen Sie die Operationswunde mit Klebeband-Wundverschlüssen, um eine schnellere Wiedereröffnung der Wunde nach der Ischämie-Periode zu ermöglichen. HINWEIS: Wenn ein Forscher das Tier während der Ischämiephase erwachen lassen möchte, wird empfohlen, die Wunde zu nähen, um ein vorzeitiges Wiederöffnen der Wunde zu verhindern.</li>
</ol>3. Ischämie-Periode
<ol><li>Validieren Sie den Erfolg der Operation mit Hilfe der MRT oder einer anderen quantitativen Perfusionsmessmethode. HINWEIS: Im Falle einer MRT-Untersuchung sollte die perfusionsgewichtete Bildgebung (PWI) eine kritische Ischämie im weiten MCA-Bereich zeigen, und die diffusionsgewichtete Bildgebung (DWI) sollte die Stelle des reduzierten scheinbaren Diffusionskoeffizienten (ADC) aufgrund eines Zellödems skizzieren.</li>
	<li>Setzen Sie das Tier bis zum Ende der Ischämieperiode in einen sauberen Käfig.</li>
</ol>4. Operation zur Entnahme des Filaments
<ol><li>Etwa 5 Minuten vor Ablauf der vorgesehenen Ischämiezeit positionieren Sie das Tier und befestigen es wieder auf dem Operationstisch.</li>
	<li>Entfernen Sie die Klebeband-Wundverschlüsse und öffnen Sie die chirurgische Wunde mit dem Drahtaufroller wieder.</li>
	<li>Befreien Sie das lose Ende des MCAO-Filaments vom umgebenden Gewebe und den Enden des Sicherungsknotenfadens.</li>
	<li>Mit einer Pinzette vom Typ N0 kneifen und ziehen Sie ventral an der Kante des ECA-Stumpfes, um ihn zu spannen. Senken Sie die Quetschzange vorsichtig nach unten, ähnlich wie beim ersten chirurgischen Eingriff. HINWEIS: Der Bediener muss es vermeiden, den Sicherungsknoten einzuklemmen, da sich der Knoten sonst nicht lösen lässt.</li>
	<li>Klemmen Sie den CCA wieder mit einem mikrovaskulären Clip fest.</li>
	<li>Lockern Sie mit einer Pinzette vom Typ 5 den Sicherungsknoten, um das Herausziehen des Filaments zu ermöglichen. HINWEIS: Der beste Weg, um mit dem Lösen des Knotens zu beginnen, besteht darin, ihn so lange einzuklemmen, bis er sich in einzelne Teile trennt, und dann die Fadenenden in Richtung Knoten zu schieben.</li>
	<li>Ziehe das MCAO-Filament langsam heraus, bis das Silikonteil aus dem ECA-Stumpf herauszuragen beginnt. Ziehe den Sicherungsknoten leicht fest, um die vollständige Filamententnahme vorzubereiten.</li>
	<li>Wenn Sie sich in der Nähe des Silikonendes des Filaments befinden, ziehen Sie den Sicherungsknoten so fest, dass er das MCAO-Filament herausgedrückt und den ECA-Stumpf mit einem einzigen Handgriff schließt. Ziehe den Knoten vollständig fest, nachdem das Filament herausgerutscht ist.</li>
	<li>Öffnen und entfernen Sie die Quetschzange zusammen mit dem CCA-Clip. HINWEIS: Dies markiert das Ende der Ischämie-Periode und den Beginn des Reperfusionsprozesses.</li>
	<li>Entfernen Sie den Drahtaufroller und führen Sie die Ränder der Operationswunde wieder zusammen.</li>
	<li>Nähen Sie die Operationswunde von der Peripherie aus und schließen Sie die Wunde vollständig, ohne dass darunter liegendes Gewebe sichtbar ist. HINWEIS: Die Anzahl der erforderlichen Nähte hängt von der Größe der Operationswunde ab.</li>
	<li>Reinigen und desinfizieren Sie die Operationsstelle mit Reinigungsalkoholtüchern.</li>
</ol>5. Nachsorge
<ol><li>Setzen Sie das Tier in einen sauberen Käfig und lassen Sie es spontan aus der Narkose erwachen.</li>
	<li>Legen Sie das pelletierte Futter auf den Boden des Käfigs, um es leichter erreichen zu können. Die Futterpellets mit Trinkwasser einweichen. Füllen Sie eine kleine Petrischalen mit Trinkwasser und bringen Sie es ebenfalls auf den Boden des Käfigs.</li>
	<li>In den nächsten 48 h injizieren Sie alle 24 h 0,25 ml Kochsalzlösung mit Buprenorphin (0,5 mg/kg) intraperitoneal.</li>
</ol>

<ol><li>Feigin, V. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((regional%2C+and+national+burden+of+stroke+and+its+risk+factors%2C+1990-2019%3A+a+systematic+analysis+for+the+Global+Burden+of+Disease+Study+2019%5BTitle%5D)+AND+%22The+Lancet.+Neurology%22%5BJournal%5D)">regional, and national burden of stroke and its risk factors, 1990-2019: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2019.</a> The Lancet. Neurology. 20 (10), 1-26 (2021).</li>
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<li>Trueman, R. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+critical+re-examination+of+the+intraluminal+filament+mcao+model%3A+impact+of+external+carotid+artery+transection%5BTitle%5D)+AND+%22Transl+Stroke+Res%22%5BJournal%5D)">A critical re-examination of the intraluminal filament mcao model: impact of external carotid artery transection.</a> Transl Stroke Res. 2 (4), 651-661 (2011).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Betadine Hautlösung 10g/100ml</td><td>Alkaloid Skopje N</td><td>/A</td><td></td></tr><tr><td>Geflochtene Seidennaht</td><td>Fine Science Tools</td><td>18020-60</td><td></td></tr><tr><td>Dafilon-Naht 5/0 DS16</td><td>B. Braun</td><td>C0936154</td><td></td></tr><tr><td>Dolokain 20 mg/g Gel</td><td>Jadran-Galenski Laboratorij</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 Pinzette</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-20</td><td>2 Stück</td></tr><tr><td>Dumont #7 Pinzette</td><td>Fine Science Tools</td><td>11271-30</td><td></td></tr><tr><td>Dumont N0 selbstschließende Pinzette</td><td>Fine Science Tools</td><td>11480-11</td><td></td></tr><tr><td>Durapore OP-Band 1,25cm x 9,1m</td><td>3M</td><td>7100057169</td><td></td></tr><tr><td>Durapore OP-Band 2,5cm x 9,1m</td><td>3M</td><td>7100057168</td><td></td></tr><tr><td>Externes Thermostat</td><td>Petnap</td><td>1012536</td><td></td></tr><tr><td>Halsey Nadelhalter</td><td>Fine Science Tools</td><td>12500-12</td><td></td></tr><tr><td>Heißperlensterilisator</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-50</td><td></td></tr><tr><td>Irisschere</td><td>Fine Science Tools</td><td>14060-10</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran USP</td><td>Piramal Intensivpflege</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Laser Doppler Monitor</td><td>Moor</td><td>MOORVMS-LDF2</td><td></td></tr><tr><td>Metall Haustier Heizkissen</td><td>Petnap</td><td></td><td></td>1012525</tr><tr><td>Micro Vannas Federschere</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-00</td><td></td></tr><tr><td>Mini-colibri Retraktor</td><td>Fine Science Tools</td><td>17000-01</td><td></td></tr><tr><td>Recugel Augensalbe</td><td>Bausch& Lomb</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>S& T B-1 Mikroklemme für Gefäß&nbsp;</td><td>Fine Science Tools</td><td>00396-01</td><td>2 Stück</td></tr><tr><td>S& T Mikroklemmzange Anlegen</td><td>Fine Science Tools</td><td>00071-14</td><td></td></tr><tr><td>Schwartz Mikro-Serrefines</td><td>Fine Science Tools</td><td>18052-01</td><td></td></tr><tr><td>Stemi DV4 Spot-Stereomikroskop</td><td>Zeiss</td><td>000000-1018-453</td><td></td></tr><tr><td>Steri-Strip Verstärkte Klebehautverschlüsse 3 mm x 75 mm</td><td>3M</td><td>7100236545</td><td></td></tr><tr><td>Gerade Gewebezange</td><td>Fine Science Tools</td><td>11023-10</td><td></td></tr><tr><td>SZX Standarm</td><td>Olympus</td><td>SZ2-STS</td><td></td></tr><tr><td>Tec III 300 Serie kalibrierter Vaporizer</td><td>Vertrieb und Service Inc.</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Universalstativ Typ 2</td><td>Olympus</td><td>SZ2-STU2</td><td></td></tr><tr><td>VetFlo Sechskanal-Anästhesiestativ</td><td>Kent Scientific</td><td>VetFlo-1225</td><td>Modifiziert für O2/N2-Mischen</td></tr></tbody></table>

optimierung der methode des verschlusses der arteria cerebralis longa für eine vollständige reperfusion

Optimization of the Longa Middle Cerebral Artery Occlusion Method for Complete Reperfusion

Intraoperative oder postoperative MRT-Scans, insbesondere perfusionsgewichtete Bildgebung (PWI) und/oder diffusionsgewichtete Bildgebung (DWI) (Abbildung 2), können einen endgültigen Nachweis für ein erfolgreiches Verfahren erbringen. Die intraoperative PWI zeigt eine kritische Ischämie in der ipsilateralen MCA-Region, was bestätigt, dass die Filamentplatzierung zu einem vollständigen Verschluss führte. Die postoperative PWI eines erfolgreichen Eingriffs zeigt eine Hyperperfusion am Läsionskern sowie ein gewisses Maß an Reperfusion an den Grenzen der MCA-Region. Intraoperative DWI-Läsionen entsprechen den beobachteten ischämischen Regionen auf dem intraoperativen PWI. Postoperative DWI-Läsionen zeigen eine Schrumpfung zum Kern der ischämischen Läsion hin, begleitet von einer signifikanten Abnahme des scheinbaren Diffusionskoeffizienten der Läsion, wodurch sie dunkler ist als die intraoperativen DWI-Läsionen und das umgebende reperfundierte Hirngewebe. Anatomische Standard-T2-Scans, sowohl intraoperativ als auch postoperativ, zeigen in der Regel nichts Bemerkenswertes, es sei denn, es kommt zu einer filamentinduzierten Blutung
(Abbildung 3). In solchen Fällen zeigen PWI- und DWI-Scans eine unvollständige oder keine Ischämie.
Der Reperfusionsprozess folgt in den nächsten 48 Stunden und wurde anhand von MRT-Scans bestätigt, die am zweiten Tag nach dem Eingriff durchgeführt wurden (Abbildung 2, CBF am Tag 2). PWI-Scans zeigen eine vollständige Reperfusion in der Läsionsstelle mit leichter Hyperperfusion im Läsionskern. DWI-Scans zeigen mehrere Regionen mit verringerten scheinbaren Diffusionskoeffizienten aufgrund der Bildung von Hirnödemen. Anatomische T2-Scans zeigen hyperintense Regionen von Ödemen, die MCA-Regionen umgeben, ohne Beteiligung von Nicht-MCA-Regionen wie dem Hippocampus.
Beim Aufwachen zeigt das Tier deutliche Anzeichen eines akuten Schlaganfalls. Häufige Verhaltenssymptome sind ein erhöhter Muskeltonus an der Seite der Läsion, der dazu führt, dass das Tier seinen Oberkörper in diese Richtung beugt. Auch das Kreisen und Drehen in ipsilateraler Richtung sind deutliche Anzeichen für einen akuten Schlaganfall. Die Gangataxie deutet oft auf eine Beteiligung des Hippocampus am ischämischen Läsionsvolumen hin. Diesem Symptom kann es jedoch in der hyperakuten Phase aufgrund von Nebenwirkungen der Isofluran-Anästhesie an Spezifität mangeln. In den folgenden Tagen sollte das Tier eine ipsilaterale Beugung der vorderen Gliedmaßen und eine Verschlechterung seines Haltungsstatus entwickeln, begleitet von einem fehlenden Schnurrhaarreflex. Die Sterblichkeitsrate erreicht ihren Höhepunkt etwa 3 Tage nach dem Eingriff aufgrund eines Hirnödems. Die chronische Phase beginnt, nachdem sich das Hirnödem abzubilden beginnt. Während dieser Zeit kann das Tier mit Harnverhalt vorstellbar sein. Aus diesem Grund ist es wichtig, das Tier auf Blasensteifheit sowie eine feste Kappe am Harnröhrenausgang zu untersuchen. Meistens kann dieses Problem gelöst werden, indem die Blase sanft massiert wird, um das Wasserlassen zu erleichtern. Anzeichen einer Gewichtswiederherstellung treten in der Regel innerhalb der ersten 7 Tage nach dem Schlaganfall auf.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66720/66720fig02.jpg"> Abbildung 2: Repräsentatives Beispiel für eine erfolgreiche MCAO mit vollständiger Reperfusion, die mit MRT-Scans bestätigt wurde. CBF, ADC und T2w stehen für zerebrale Blutflusskarten, Karten des scheinbaren Diffusionskoeffizienten und T2-gewichtete anatomische Scans. IntraOP, postoperativ und D02 bezeichnen 3 verschiedene Zeitpunkte der Bildgebung nach Beginn der Ischämie, nach Beginn der Reperfusion bzw. am zweiten Tag nach MCAO. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66720/66720fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66720/66720fig03.jpg"> Abbildung 3: Repräsentative MRT-Scans einer filamentinduzierten Blutung während des MCAO-Verfahrens. CBF, ADC und T2w stehen für zerebrale Blutflusskarten, Karten des scheinbaren Diffusionskoeffizienten und T2-gewichtete anatomische Scans. IntraOP, postOP und D02 bezeichnen 3 verschiedene Zeitpunkte der Bildgebung: nach Beginn der Ischämie, nach Beginn der Reperfusion bzw. am zweiten Tag nach MCAO. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66720/66720fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66720/66720fig04.jpg"> Abbildung 4: Eine Illustration der korrekten Filamentplatzierung am mittleren Hirnarterienast. In den meisten Fällen setzt sich der Silikonteil des Filaments (weiß gefärbt) im proximalen Teil der vorderen Hirnarterie (ACA) etwa 2 mm weiter als der MCA-Verzweigungspunkt fest. Normalerweise ist die ACA-Gehirnregion bei Mäusen nicht betroffen, da sich ACA mit der kontralateralen zu einem singulären Azygos ACA verbindet. Betroffene Arterien sind grau dargestellt. Auf der linken Seite wird CCA während der Ischämie-Periode offen gelassen und versorgt so alle ICA-Äste mit Blut bis hin zum MCA, das mit dem Silikonteil des Filaments verschlossen ist. Auf der rechten Seite ist das Filament identisch positioniert, mit der Ausnahme, dass die CCA-Ligatur während der Ischämieperiode beibehalten wird. Da PcomA (grün gefärbt) in den meisten Fällen nicht patentierbar ist, umhüllt der Schlaganfall bei Beibehaltung der CCA-Ligatur den Großteil der ipsilateralen Hemisphäre nichtselektiv über MCA, AchA, VTA, HTA und PCA. In diesen Fällen können auch Anzeichen eines akuten Augeninfarkts (Leukokorien und Anisokorien) aufgrund einer blockierten PPA beobachtet werden. Erstellt mit BioRender.com. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66720/66720fig04large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>

Optimierung der Methode des Verschlusses der Arteria cerebralis longa für eine vollständige Reperfusion

The middle cerebral artery occlusion model serves as the primary animal model for studying ischemic stroke. Despite being used in research for over three ...

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Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Die intraluminale Mitte Zerebralarterie (MCAO) Modell ist die häufigste verwendete Modell unter experimentellen Schlaganfall-Modellen. Hier zeigen wir Ihnen das gesamte Modell im Detail mit der Führung des Laser-Doppler-Flussmessung und seine repräsentative Ergebnisse.

Intraluminale Nahen Zerebralarterie (MCAO) Modell des ischämischen Schlaganfalls mit Laser-Doppler-Flussmessung Guidance in Mäuse

Es wird vermehrt Hinweise darauf, dass ischämischen Präkonditionierung (PC) - verleiht einen transienten Schutz einer nachfolgenden Beschädigung ischämischen - eine schonende ischämischen Herausforderung an das Gehirn. Wir haben festgestellt, bilateralen Arteria carotis communis Okklusion (BCCAO) als Vorbehandlung Stimulus bis Anfang ischämischen Toleranz (IT), um transiente fokale zerebrale Ischämie (induziert durch Mitte Zerebralarterie, MCAO) induzieren in C57Bl6 / J Mäusen.

Bilaterale Arteria carotis communis Occlusion als adäquate Vorbehandlung Stimulus zu frühe ischämische Toleranz zu Focal zerebraler Ischämie induzieren

Wir beschreiben eine sehr reproduzierbare Methode zur dauerhaften Verschluss von einem Nagetier großen zerebralen Blutgefäßen. Diese Technik kann mit sehr wenig peripheren Schäden, minimale Blutverlust, eine hohe Rate der langfristigen Überleben und konsistente Infarktvolumen Einklang mit der menschlichen klinischen Bevölkerung erreicht werden.

Permanent Cerebral Gefäßverschluss<em&gt; Über</em&gt; Double Blattschraube und Durchtrennung

Dieses Protokoll beschreibt die wiederholte hypoxische Präkonditionierung oder kurze Exposition gegenüber systemischer Hypoxie, die das Infarktvolumen und die Störung der Blut-Hirn-Schranke nach einem vorübergehenden Verschluss der mittleren Hirnarterie bei Mäusen reduziert. Es wird auch die duale Quantifizierung des Infarktvolumens und der Störung der Blut-Hirn-Schranke nach einem Schlaganfall beschrieben, um die Wirksamkeit des neurovaskulären Schutzes zu bewerten.

Die Quantifizierung der neurovaskulären Schutz Nach Repetitive hypoxische Präkonditionierung und Transient mittleren Hirnarterie Occlusion in Mice

Um die Pathophysiologie des Schlaganfalls zu verstehen, ist es wichtig, zuverlässige Modelle zu verwenden. Dieses Papier wird eine der am häufigsten verwendeten Taktmodelle bei Mäusen beschreiben, die Arteria cerebri media Okklusion (MCAo) Modell genannt (auch bezeichnet als die intraluminale Faden oder Naht Modell) mit Reperfusion.

Chirurgische Ansatz für Arteria cerebri media Occlusion und Reperfusion fokaler zerebraler Ischämie bei Mäusen

Wir beschreiben ein Mausmodell für einen Schlaganfall, der durch den Verschluss der mittleren Hirnarterie mit einer silikonbeschichteten Naht induziert wird. Das Protokoll kann angewendet werden, um einen dauerhaften Verschluss oder eine vorübergehende Ischämie mit anschließender Reperfusion zu induzieren.

Die Induktion von ischämischem Schlaganfall und Ischämie-Reperfusion bei Mäusen die Mittel Artery Occlusion Technik und Visualisierung von Infarktbereich verwenden

Neonataler Schlaganfall ist eine signifikante Ursache für frühe Hirnverletzungen, die ein translationales Modell mit konsistenten fokalen Verletzungsmustern und hoher Reproduzierbarkeit erfordern, um eine Studie zu ermöglichen. Diese Studie beschreibt das detaillierte chirurgische Verfahren zur Schaffung einer nicht-hämorrhagischen, einseitigen fokalen Ischämie-Reperfusionsverletzung bei langzeitäquivalenten Nagetieren.

Transient Middle Cerebral Artery Occlusion Modell von Neugeborenen Stroke in P10 Ratten

Intraluminal Filament Okklusion der mittleren zerebralen Arterie ist das am häufigsten verwendete in Vivo Modell der experimentellen Schlaganfall bei Nagetieren. Ein alternativer chirurgischer Ansatz ermöglichen gemeinsame Halsschlagader Reparatur erfolgt hier, wodurch der Reperfusion der gemeinsame Halsschlagader und eine vollständige Reperfusion auf das mittlere zerebrale Arterie-Gebiet.

Mittlere zerebrale Arterie Okklusion so dass Reperfusion über gemeinsame Halsschlagader Reparatur bei Mäusen

Ein Maus-Modell der zerebralen Ischämie-Reperfusion wird gegründet, um die Pathophysiologie des Schlaganfalls zu untersuchen. Wir nach distal verbinden rechts mittlere zerebrale Arterie und rechts gemeinsame Halsschlagader und Blutfluss nach 10 oder 40 min der Ischämie wiederherstellen.

Zwei-Schiff Okklusion Mausmodell der zerebralen Ischämie-reperfusion

Dieses Protokoll beschreibt das Modell der transienten fokalen zerebralen Ischämie bei Mäusen durch intraluminalen Verschluss der mittleren Hirnarterie. Darüber hinaus werden Beispiele für die Ergebnisbewertung mit Hilfe von Magnetresonanztomographie und Verhaltenstests gezeigt.

Transienter mittlerer Hirnarterienverschluss Modell des Schlaganfalls

Dieses Protokoll beschreibt den Prozess der Vorbereitung auf die Reperfusion des Verschlusses der mittleren Hirnarterie über die Arteria carotis communis.

Eine modifizierte Modellpräparation für die Reperfusion des Verschlusses der mittleren Hirnarterie

Erfahren Sie die optimierte MCAO-Methode für ischämische Schlaganfallforschung bei Mäusen. Dieses Protokoll gewährleistet vollständige Reperfusion und verbessert die Reproduzierbarkeit in der Neuroforschung.

Optimierung der Methode des Verschlusses der Arteria cerebralis longa für eine vollständige Reperfusion

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