Optimierung der Methode des Verschlusses der Arteria cerebralis longa für eine vollständige Reperfusion

Willkommen zu unseren Videoanleitungen zum vorübergehenden Verschluss der mittleren Hirnarterie bei Mäusen. Mein Name ist Rok Ister, und dieses Experiment fand im Labor für Regenerative Neurowissenschaften an der Medizinischen Fakultät der Universität Zagreb statt. Die Methode der transienten mittleren Hirnarterie, kurz tMCAO, ist das am häufigsten verwendete Tiermodell für einen ischämischen Schlaganfall.

Es wird hauptsächlich bei Nagetieren wie Ratten und Mäusen durchgeführt. Zwei Hauptoperationsmethoden, die Arteria carotis communis und die Arteria carotis externa, unterscheiden sich hauptsächlich durch die Arteriotomiestelle für den Filamenteinschub. In diesem Video stellen wir Ihnen unsere Modifikationen und einige wichtige Punkte vor, um eine vollständige Reperfusion mit der Methode der Arteria carotis externa zu gewährleisten.

Ausgehend von den empfohlenen Werkzeugen benötigen Sie zwei Stück Dumont Typ 5 Pinzetten, Dumont Typ 7 Pinzetten und Dumont Typ N0 selbstschließende Pinzetten, einen Mini-Colibri-Retraktor und eine gerade Mikrofederschere für die Arteriotomie. Für die Blutstillung verwenden wir zwei Stück vaskuläre Mikroklemmen zusammen mit einem entsprechenden Applikator. Eine chirurgische Schere, einen Nadelhalter und eine chirurgische Zange verwenden wir zum Öffnen und Schließen der Operationswunde.

Als Materialien verwenden wir 5/0 monofile Naht für chirurgische Wunden und 6/0 geflochtene Seidennaht für Arterienligaturen, chirurgisches Klebeband zur Sicherung des Tieres, Augensalbengel für den Augenschutz der Tiere und Lidocaingel für zusätzliche Lokalanästhesie. Zum Schluss verwenden wir zum Ablassen von überschüssigem Blut spitze Stücke eines Papiertuchs. Ein Stereo-Operationsmikroskop ist für einen mikrochirurgischen Eingriff wie diesen von entscheidender Bedeutung.

Narkose-Nagetiere neigen zu Unterkühlung, daher werden wir einen Temperaturmonitor verwenden. Auf der Bedienseite des Tieres benötigen Sie eine leicht zu reinigende, beheizte Oberfläche zusammen mit einem Anästhesiegasversorgungsschlauch und eine Möglichkeit, die Temperatur des Tieres während des Eingriffs zuverlässig zu überwachen. Auf dem Tisch links befinden sich einige weitere Werkzeuge und Materialien, die wir verwenden werden.

Die Messung der Dauer bestimmter Teile des Eingriffs ist aus Gründen der Reproduzierbarkeit sowie für die spätere Datenanalyse sehr wichtig. Betadin-Hautdesinfektionsmittel und geladene Spritzen für eine schnelle und einfache Anwendung. Tierhaarschneider zum Rasieren des Tierfells.

Eine Waage, die für die korrekte Dosierung der Anästhesie wichtig ist. Und schließlich ein Tiergasanästhesiesystem, das in der Lage ist, Stickstoff-Sauerstoff-Gasgemisch im Verhältnis 2:1 zu liefern, zusammen mit einer Knockout-Box für die Anästhesieinduktion. Alle in diesem Video vorgestellten Tierhandhabungen und -verfahren wurden von der Ethik-Lizenzierungskommission der Medizinischen Fakultät der Universität Zagreb genehmigt und von geschultem und lizenziertem Personal durchgeführt. Protokoll.

Vorbereitung des Tieres und der Operationsstelle. Positionieren Sie das Tier auf dem beheizten Operationstisch und bringen Sie seine Nase in die Narkosemaske. Tragen Sie Augensalben auf die Augen des Tieres auf, um sie vor der Hydratation und der Verwendung von Fluorgas zu schützen.

Drehen Sie das Tier auf den Rücken und verlängern Sie seinen Hals, indem Sie ein kleines Kissen aus chirurgischem Klebeband unter den Hals des Tieres legen. Befestigen Sie die Gliedmaßen des Tieres mit chirurgischem Klebeband. Achten Sie darauf, die Vordergliedmaßen nicht zu stark zu dehnen, um nicht versehentlich eine Luxation des Schultergelenks zu verursachen.

Schmieren Sie die Rektumsonde mit Vaseline und führen Sie sie zur kontinuierlichen Messung der Körpertemperatur in das Rektum ein. Wenden Sie eine präoperative Injektion von Kochsalzlösung und Buprenorphin intraperitoneal an, um das Tier während des Eingriffs gut mit Feuchtigkeit zu versorgen und keine Schmerzen zu haben. Formen Sie das Fell des Tieres im Halsbereich mit der Akku-Tierschermaschine.

Sammeln Sie das gesamte rasierte Fell mit Stücken chirurgischem Klebeband. Um die Stelle komplett fellfrei zu machen, formst du die Region zusätzlich mit dem Rasierer. Legen Sie ein sauberes OP-Abdecktuch über den Operationstisch.

Tragen Sie einen Tropfen Betadin auf die rasierte Haut des Tieres auf. Reiben Sie das Desinfektionsmittel mit einem Wattestäbchen kreisförmig von innen nach außen in die Haut ein. Machen Sie anschließend dasselbe mit einem mit Ethanol getränkten Wattestäbchen.

Wiederholen Sie diesen Schritt bei jeder Wiederholung dreimal mit einem frischen Paar steriler Wattestäbchen. Tragen Sie einen Tupfer Lidocain-Gel auf die desinfizierte Region der zukünftigen Inzisionsstelle auf, um eine lokale Wundanalgesie zu erzielen. Ischämie-Induktionschirurgie.

Wenn Sie mit einem Skalpell einen ersten Schnitt auf der desinfizierten Haut vornehmen, halten Sie die Anzahl der Hautschnitte auf ein Minimum, um die Heilung der Operationswunde zu erleichtern. Reißen Sie mit einer Pinzette vom Typ 7 und 5 die oberflächliche Faszie ab und lösen Sie die Speicheldrüsen vom darunter liegenden Gewebe. Platzieren Sie den Drahtaufroller in seiner Ausgangsposition und achten Sie darauf, dass die Speicheldrüsen den nachfolgenden Schritten nicht im Weg stehen.

Entfernen Sie die tiefe Halsfaszie mit einer Typ-7-Pinzette und lösen Sie die Sternocleidomastoideus-Muskeln aus der Halsschlagaderregion, um den Retraktor neu zu positionieren. Positionieren Sie den Retraktor so, dass er unter die Sternocleidomastoideusmuskeln greift, um den Zugang zur Halsschlagader zu ermöglichen. Resektion des Musculus omohyoideus, um eine klare und einfachere Annäherung an die Halsschlagaderregion zu ermöglichen.

Kneifen Sie die Halsschlagaderfaszie an der lateralen Seite der Halsschlagader-Triade zusammen und ziehen Sie sie vorsichtig seitlich, um die Arterie, den Nerv, die Vene und alle umliegenden Blutgefäßäste visuell zu identifizieren. Lösen Sie den unteren Teil von CCA mit einer gebogenen Pinzette vom Typ 7 vollständig vom darunter liegenden Gewebe und der Faszie und stellen Sie sicher, dass er für zukünftige Schritte bereit ist. Nachdem Sie die CCA zusammen mit ihren beiden jeweiligen Ästen sorgfältig vorbereitet haben, heben Sie die ECA mit einer gebogenen Pinzette vom Typ 7 an und klemmen Sie sie mit einer selbstschließenden Pinzette vom Typ N0 fest. Wenn Sie die ECA festgeklemmt und mit einer Pinzette vom Typ N0 sicher gehalten haben, führen Sie zwei geflochtene Seidenfäden hinter die ECA ein.

Binden Sie den Schädelfaden vollständig fest, da er dauerhaft ist, und schneiden Sie den überschüssigen Faden mit einer Schere ab. Binden Sie den Schwanzfaden zu einem losen Sicherungsknoten zusammen. Klemmen Sie den CCA und den ICA mit vaskulären Mikroclips zu, um Blutungen nach der Arteriotomie zu vermeiden.

Führen Sie mit einer Mikrofederschere eine kleine Arteriotomie direkt unter der ECA-Klemmstelle durch. Führen Sie das Filament mit einem Winkel, der dem der ECA entspricht, in proximaler Richtung zur CCA in die Arteriotomiestelle ein, indem Sie durch den losen Sicherungsknoten an der verzweigten Seite der ECA führen und mit dem Filament in das Lumen der CCA einstechen. Öffnen Sie vorsichtig den ICA-Mikroclip und entfernen Sie ihn.

Nachdem das Filament teilweise in ECA eingeführt und gesichert wurde, führen Sie eine vollständige Arteriotomie durch, wodurch sich der ECA-Stumpf mit dem MCAO-Filament im Inneren löst. Lassen Sie an dieser Stelle die Selbstschlusszange Typ N0 los und entfernen Sie sie. Drücken Sie mit einer Pinzette vom Typ 5 den ECA-Stumpf fest zusammen und heben Sie ihn leicht an.

Während Sie sich mit einer weiteren Pinzette an dem teilweise eingeführten Filament festhalten, senken Sie den ECA-Stumpf ab und ziehen Sie vorsichtig, um das innere Ende des Filaments in Richtung ICA auszurichten. Kneifen Sie niemals den Silikonteil des Filaments ein. Schieben Sie das MCAO-Filament langsam durch den Circle of Willis, bis Sie einen plötzlichen Anstieg des Widerstands spüren.

An dieser Stelle ist es wichtig, die verbleibende Länge des Filaments zu beobachten. Bei einer erwachsenen Maus sollte sich das Filament mühelos mindestens sieben Millimeter vom ICA-Verzweigungspunkt entfernen. Ziehen Sie den Sicherungsknoten fest, um sicherzustellen, dass sich das Filament während der Ischämie-Phase nicht verschiebt.

Entfernen Sie den CCA-Clip und notieren Sie sich den Zeitpunkt, dies markiert den Beginn des Beginns der Ischämie. Entfernen Sie den Drahtaufroller und bringen Sie die Ränder der Operationswunde näher aneinander. Lassen Sie die Operationsstelle einige Sekunden ruhen, damit das Gewebe in seine anatomische Position zurückkehrt.

Verschließen Sie die Operationswunde mit Klebeband-Wundverschlüssen, um eine schnellere Wiedereröffnung der Wunde nach der Ischämie-Periode zu ermöglichen. Ischämie-Periode. Validieren Sie den Erfolg der Operation mit Hilfe der MRT oder einer anderen quantitativen Perfusionsmessmethode.

Operation zur Entnahme von Filamenten. Entfernen Sie die Klebebandverschließer und öffnen Sie die chirurgische Wunde mit dem Drahtaufroller wieder. Mit einer Pinzette vom Typ N0 kneifen und ziehen Sie ventral an der Kante des ECA-Stumpfes, um die Spannung auf den ECA-Stumpf zu erhöhen.

Klemmen Sie den CCA wieder mit einem makrovaskulären Clip fest. Ziehe das MCAO-Filament langsam zurück, bis der Silikonteil des Filaments anfängt, aus dem ECA-Stumpf herauszuragen. Ziehe den Sicherungsknoten leicht fest, um die vollständige Filamententnahme vorzubereiten.

Wenn Sie sich in der Nähe des Silikonendes des Filaments befinden, ziehen Sie den Sicherungsknoten so fest, dass er das MCAO-Filament herausgedrückt und den ECA-Stumpf in einem einzigen Handgriff schließt. Ziehe den Knoten vollständig fest, nachdem das Filament herausgerutscht ist. Öffnen und entfernen Sie die Quetschzange zusammen mit dem CCA-Clip.

Naht die Operationswunde, beginnend von der Peripherie, und verschließt so die Wunde vollständig, ohne dass darunter liegendes Gewebe sichtbar ist. Die Anzahl der benötigten Nähte hängt von der Größe der Operationswunde ab. Reinigen und desinfizieren Sie die Operationsstelle mit Reinigungsalkoholtüchern.

Repräsentative Ergebnisse. Nach einem erfolgreichen Eingriff sollten die Ergebnisse von MRT-Scans in etwa so aussehen. Intraoperativ sollten Sie während der Ischämiephase in der Lage sein, auf perfusionsgewichteten Bildern eine klar umrissene Region mit Ischämie zu beobachten.

Die scheinbare Läsion des Diffusionskoeffizienten sollte ungefähr die gleiche Fläche abdecken. Postoperativ, nach der Entnahme des Filaments, sollten Sie idealerweise den hyperperfundierten Läsionskern auf den perfusionsgewichteten Bildern beobachten. Mit Ausnahme des ischämischen Kerns sollten Sie eine Erholung und ein leichtes Überschwingen der ADC-Werte in der Läsion feststellen.

Am zweiten Tag nach dem Eingriff sollte die Läsion vollständig reperfundiert werden. Die ADC-Werte sollten im ischämischen Läsionskern aufgrund des Hirnödems wieder absinken, was auch auf dem T2-Bild sichtbar sein sollte. Im Falle einer filamentinduzierten Blutung wird postoperativ keine Verbesserung der Perfusions- oder ADC-Karten beobachtet.

Auch auf den T2-Bildern ist sowohl intraoperativ als auch postoperativ ein deutliches Zeichen einer Blutung zu beobachten. Schlussfolgerung. Dank neuerer anatomischer Studien der Gefäße des Mausgehirns sind wir in der Lage, unser MCAO-Modell auf der Grundlage der neuen Erkenntnisse anzupassen und zu modifizieren. Hintere kommunizierende Arterien, grün lackiert, sind nur bei 10% der am häufigsten verwendeten Mausstämme beidseitig offen.

Aus diesem Grund kann man sich darauf verlassen, dass sie die Durchblutung der Äste proximal von MCA gewährleisten. Dabei muss CCA während der Ischämie-Periode patentiert bleiben, und der Silikonteil des Filaments sollte eine Länge von drei Millimetern nicht überschreiten. Wir hoffen, dass wir in diesem Video informativ und prägnant waren.

Danke für das Aufpassen.