Name: Etablierung eines minimal-invasiven Rattenmodells der Lungenembolie mittels autologer Blutgerinnsel (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-10-25T13:20:00.000+00:00
Duration: 8 min 2 s
Description: Erfahren Sie die minimal-invasive Etablierung eines Rattenmodells der Lungenembolie mit autologen Blutgerinnseln. Diese Methode ermöglicht die Visualisierung des pulmonalen Arterienbaums und die Quantifizierung infizierter Areale.

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Alle Tierversuche wurden mit Genehmigung des Animal Care and Use Committee der Chinese Academy of Medical Sciences &amp; Peking Union Medical College (Zulassungsnummer: IRM/2-1ACUC-2311-015) durchgeführt. In dieser Studie wurden männliche Sprague-Dawley-Ratten, 6 Wochen alt und etwa 250 g schwer, verwendet. Die Tiere wurden in einer spezifischen, pathogenfreien Umgebung mit ad libitum Zugang zu einer ausgewogenen Futternahrung und Wasser untergebracht. Sie wurden in einem 12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklus bei einer Raumtemperatur von 22 °C ± 2 °C gehalten. Die Tiere durften sich 1 Woche lang an die Umgebung anpassen, bevor sie sich chirurgischen Eingriffen unterzogen. Die Einzelheiten zu den in dieser Studie verwendeten Reagenzien und Geräten sind in der Materialtabelle aufgeführt.
1. Ausrüstung und Materialien
<ol>
	<li>Anästhesiegerät: Verwenden Sie ein Gasanästhesiegerät für Kleintiere und Isofluran.</li>
	<li>Chirurgische Materialien: Bereiten Sie Wattestäbchen, Iodophor-Desinfektionsmittel, ein Stereomikroskop, einen Rasierer, medizinisches Klebeband, eine 1-mL-Spritze mit einer 27-G-Nadel vor, eine 5-mL-Spritze, eine 10-mL-Spritze, normale Kochsalzlösung, Gaze, 8-0 Nylonfäden, 6-0 Nylonfaden mit Nahtnadel, mikrohämostatische Klemmen, Mikropinzette und feine Schere.</li>
	<li>Andere Materialien: Besorgen Sie sich 19 G und 18 G Dosiernadeln, die mit medizinischen Spritzen kompatibel sind, einen Silikonschlauch mit einem Innendurchmesser von 1,2 mm und einer Länge von 10 cm, einen Infusionsschlauch mit einem Innendurchmesser von 3,0 mm und einer Länge von 20 cm, ein 1,5 mL Zentrifugenröhrchen, eine Pipette und Pipettenspitzen.</li>
	<li>Selbstgebauter Thrombusgenerator und Blutgerinnselinjektor (Abbildung 1): Verbinden Sie den Silikonschlauch mit der 19 G-Dosiernadel, die an einer 1 mL-Spritze befestigt ist, um den Thrombusgenerator zu erzeugen. Verbinden Sie ein Ende des Infusionsschlauchs mit der 18-G-Abgabenadel und befestigen Sie das andere Ende an einer 5-ml-Spritze, um den Gerinnselinjektor herzustellen.</li>
</ol>
2. Vorbereitung autologer Blutgerinnsel
<ol>
	<li>Anästhesie<ol>
		<li>Setzen Sie das Tier in die Anästhesie-Induktionskammer und verabreichen Sie ein Gemisch aus 4% Isofluran mit Raumluft bei einer Durchflussrate von 2 l/min für 2-3 min (gemäß den institutionell anerkannten Protokollen).</li>
		<li>Positionieren Sie das Tier in Rückenlage auf der Operationsplattform. Halten Sie die Anästhesie aufrecht, indem Sie 2,5 % Isofluran bei einer Flussrate von 0,4 l/min verabreichen. Testen Sie den Pedalreflex, um sicherzustellen, dass eine angemessene Anästhesie erreicht wird.</li>
		<li>Strecken Sie beide Vordergliedmaßen horizontal vom Körper aus und strecken Sie die Hintergliedmaßen aus, um die Leistengegend ausreichend freizulegen. Sichern Sie das Tier in dieser Position mit medizinischem Klebeband (Abbildung 2A).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Blutentnahme durch die Hohlvene (ZVK)<ol>
		<li>Entfernen Sie die Haare um das Manubrium herum mit einem Rasierer und einer Haarentfernungscreme. Desinfizieren Sie die Haut mit Jodophor.</li>
		<li>Führen Sie die an der 1-ml-Spritze befestigte 27-G-Nadel senkrecht bis zu einer Tiefe von 8 mm ein, um entweder den linken oder den rechten ZVK zu punktieren, wie in Abbildung 2A gezeigt. HINWEIS: Der Körperoberflächenvorsprung des ZVK beträgt 5 mm lateral zum Manubrium. Beide Seiten können verwendet werden, und die Auswahl hat keinen Einfluss auf die folgenden Schritte.</li>
		<li>Halten Sie die Spritze fest und ziehen Sie den Kolben vorsichtig zurück, um einen Unterdruck im Zylinder zu erzeugen. Ziehen Sie die Nadel nach und nach zurück, bis Blut einströmt, und halten Sie diese Position, bis 0,3 ml Blut entnommen sind (Abbildung 2B).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Vorbereitung von Blutgerinnseln<ol>
		<li>Schieben Sie das gesammelte Blut in ein 1,5-ml-Zentrifugenröhrchen und achten Sie darauf, keine Blasen zu bilden.</li>
		<li>Ziehen Sie das Blut in den Silikonschlauch des selbstgebauten Thrombusgenerators, bis die Blutsäule 10 cm lang ist. HINWEIS: Führen Sie diese beiden Schritte schnell durch, da die Gerinnung im Zentrifugenröhrchen eingeleitet und sich ausbreitet, wodurch die Qualität der entnommenen Blutgerinnsel verringert wird.</li>
		<li>Warten Sie 30 Minuten, bis das Blut vollständig thrombosiert ist. Bereiten Sie in dieser Zeit auf die gleiche Weise Blutsäulen für andere Tiere vor.</li>
		<li>Spülen Sie die thrombosierte Blutsäule in eine Petrischale, die normale Kochsalzlösung enthält, und waschen Sie die Thrombussäule dreimal mit normaler Kochsalzlösung (Abbildung 2C).</li>
		<li>Schneiden Sie die Thrombussäule mit einer feinen Schere in gleichmäßige Blutgerinnsel von jeweils 4 mm Länge (Abbildung 2D). Ziehen Sie 10-20 Gerinnsel in den selbstgemachten Injektor, der mit 2 mL normaler Kochsalzlösung vorgefüllt ist. HINWEIS: Die Länge der Blutgerinnsel sollte 1 cm nicht überschreiten, da sie sonst in der rechten Herzkammer eingeschlossen werden.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Vorbereitung des Venenzugangs
<ol>
	<li>Freilegung der oberflächlichen epigastrischen Gefäße<ol>
		<li>Betäuben und fixieren Sie das Tier wie in Schritt 2.1 beschrieben.</li>
		<li>Rasiere die Haare um die linke Leistengegend. Tragen Sie Haarentfernungscreme auf diese Bereiche auf, warten Sie 1 Minute und wischen Sie die Creme dann mit Gaze ab. Desinfizieren Sie die Haut mit Jodophor.</li>
		<li>Machen Sie einen 5 mm breiten Hautschnitt oberhalb des Ursprungs der oberflächlichen epigastrischen Gefäße in der Leistengegend. In der Regel kann die Entstehung der oberflächlichen epigastrischen Gefäße durch die Beobachtung einer winzigen Pulsation in der Leistengegend verfolgt werden.</li>
		<li>Trennen Sie mit einem Stereomikroskop mit 10-facher Vergrößerung eine dünne Schicht Unterhautfett, um die oberflächlichen epigastrischen Gefäße freizulegen (Abbildung 3A).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Isolierung der oberflächlichen Magenvene<ol>
		<li>Isolieren Sie die oberflächliche Magenvene vorsichtig von der Arterie, dem Nerven und dem Fettgewebe. Führen Sie dies sowohl proximal bis zu dem Punkt durch, an dem es in die Oberschenkelvene abfließt, als auch distal bis zur ersten Venengabelung.</li>
		<li>Lital die distale Seite mit 8-0 Gewinde einfädeln und das Gewinde mit einer Mikroklemme festklemmen. Kontrollieren Sie die proximale Seite mit einem 8-0 Gewindeschlaufe, die an einer anderen Mikroklemme befestigt ist (Abbildung 3B).</li>
		<li>Machen Sie einen winzigen Querschnitt an der distalen Seite der isolierten Vene. Kontrollieren Sie die proximale Seite, um Blutungen zu vermeiden. Spülen Sie das restliche Blut im Venenlumen mit normaler Kochsalzlösung. Sobald die Vene frei ist, verwenden Sie eine Mikropinzette, um den venösen Schnitt zu vergrößern.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Embolisation
<ol>
	<li>Kanülierung von Venen<ol>
		<li>Führen Sie die Nadel des selbstgebauten Injektors vorsichtig durch den Venenschnitt in die Vene ein. Sichern Sie die Nadel mit einer dritten Klemme, um zu verhindern, dass sie aus der Vene rutscht.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ablauf der Embolisation<ol>
		<li>Drücken Sie langsam auf den Kolben, um eine kleine Menge normaler Kochsalzlösung zu verabreichen. Die Fülle der Vene ohne Widerstand deutet auf einen ungehinderten Zugang der Vene hin (Abbildung 3D).</li>
		<li>Schieben Sie weiter auf den Kolben, um Gerinnsel durch den oberflächlichen Zugang der Oberschenkelvene in die Oberschenkelvene zu verabreichen. Kontrollieren Sie die Embolisationsgeschwindigkeit mit 5 Embolien pro Minute. Überwachen Sie die Atmung des Tieres; Entstehende und sich verschlimmernde Dyspnoe deutet auf eine erfolgreiche Embolisation hin.</li>
		<li>Nach der Injektion der vordefinierten Menge an Blutgerinnseln ziehen Sie die Nadel zurück und ligieren die proximale Seite der oberflächlichen Magenvene.</li>
		<li>Nähen Sie den Schnitt und legen Sie das Tier in eine warme Box. Bringen Sie das Tier in seinen Käfig, sobald es aufgewacht ist.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Quantifizierung der Infarktfläche
<ol>
	<li>Euthanasie und Herzperfusion<ol>
		<li>Fügen Sie 25.000 U Heparin-Natrium zu 250 ml normaler Kochsalzlösung hinzu und mischen Sie es gründlich. Verbinden Sie die Flasche mit einem Infusionsgerät und hängen Sie die Flasche kopfüber in einer Höhe von 80 cm auf. Schließen Sie das Ventil des Infusionsgeräts.</li>
		<li>Die Tiere mit einer Überdosis Isofluran einschläfern (nach institutionell anerkannten Protokollen).</li>
		<li>Schneiden Sie die Rippen mit einer großen Schere ab und öffnen Sie den Brustkorb, um Schäden an der Lunge und den großen Gefäßen zu vermeiden.</li>
		<li>Führen Sie die Nadel des Infusionsgeräts in die linke Herzkammer ein. Öffnen Sie das Ventil des Infusionsgeräts, um die Infusion von heparinisierter Kochsalzlösung zu ermöglichen. Schneiden Sie mit einer Schere die untere Hohlvene und den linken Anhang ab, um die Drainage zu ermöglichen. Kontrollieren Sie die Perfusionsgeschwindigkeit auf 50 mL/min. HINWEIS: Während dieses Eingriffs wird normales Lungengewebe weiß, während die embolisierte Zone rostig bleibt.</li>
		<li>Nachdem Sie die Perfusion mit heparinisierter Kochsalzlösung abgeschlossen haben, punktieren Sie den Lungenarterienstamm durch den rechten Ventrikel mit einer 10-ml-Spritze, die mit einer 4%igen Paraformaldehydlösung gefüllt ist. Fixieren Sie das Lungengewebe, indem Sie eine 4%ige Paraformaldehyd-Perfusion durch die Lunge für ein Gesamtvolumen von 30 ml durchführen.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Einführung eines Index namens Infarktverhältnis<ol>
		<li>Nach der Fixation werden die Lunge, das Herz, die Luftröhre, die Speiseröhre, der Thymus und die großen Gefäße als Ganzes von der Wirbelsäule und dem Zwerchfell entfernt11.</li>
		<li>Entfernen Sie vorsichtig die Speiseröhre, den Thymus und das Fettgewebe aus der ursprünglichen Masse und lassen Sie nur das Herz, die Lunge und die großen Gefäße übrig.</li>
		<li>Den restlichen Teil mindestens 48 h lang in ein ausreichendes Volumen von 4%iger Paraformaldehydlösung tauchen.</li>
		<li>Verwenden Sie eine Analysenwaage, um die gesamte Lunge zu wiegen. Trennen Sie den infarktierten Teil der Lunge mit einer feinen Schere und wiegen Sie das infarzierte Gewebe mit der gleichen Waage. Berechnen Sie das Infarktverhältnis mit der folgenden Gleichung: 
		<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/66776/66776eq01.jpg" style="margin: auto;"> 
		i ist das Gewicht des infarktierten Gewebes, w ist das Gewicht der gesamten Lunge, i steht für das Infarktverhältnis.</li>
		<li>Nach Quantifizierung des Infarktbereichs wird das Paraformaldehyd-fixierte Lungengewebe für die Paraffineinbettunggekürzt 11.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. Visualisierung des Lungenarterienbaums
<ol>
	<li>Gießen der Pulmonalarterie<ol>
		<li>Das Tier einschläfern und eine Herzperfusion durchführen, wie in Schritt 5.1 beschrieben.</li>
		<li>Geben Sie eine gleiche Menge (nach Gewicht) Verdünnungsmittel zur Silikongießmasse, mischen Sie die Mischung und fügen Sie dann 5 % (nach Gewicht oder Volumen) des Härters hinzu. Die Mischung erneut pürieren.</li>
		<li>Ziehen Sie 1 ml der Mischung in eine 1 ml-Spritze, lassen Sie die Luft ab und führen Sie die Nadel durch den rechten Ventrikel in den Stamm der Lungenarterie ein. Befestigen Sie die Nadel an der Lungenarterie, um ein Verrutschen und einen Rückfluss zu verhindern.</li>
		<li>Drücken Sie vorsichtig auf den Kolben, damit die Silikongießmischung den Lungenarterienbaum füllen kann. Die normalen Lungenbereiche werden durch die Gussmischung eingefärbt, während die infarzierten Bereiche rostrot bleiben. HINWEIS: Der Pulmonalarterienabguss sollte nur auf intaktes Lungengewebe angewendet werden. In der Regel reichen 0,6-0,8 ml der Gießmischung aus, um den Lungenarterienbaum zu füllen. Eine Überinjektion der Gipsmischung kann zu einem Lungenvenenabguss führen, der sich auf die Visualisierung des Lungenarterienbaums auswirkt. Die Gießmischung sollte innerhalb von 20 min nach Zugabe des Härters verwendet werden, da sie nach dieser Zeit kristallisiert.</li>
		<li>Ziehen Sie die Spritze nach dem Gießen der Perfusion zurück, ligieren Sie den Stamm der Lungenarterie und entnehmen Sie die Lunge, das Herz und die großen Gefäße, wie in Schritt 5.2 beschrieben. Die ganze Masse in eine Petrischale geben und über Nacht im Kühlschrank bei 4 °C aufbewahren, damit die Gussmischung kristallisieren kann.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Clearing und Visualisierung<ol>
		<li>Entfernen Sie das Herz und die großen Gefäße mit einer Schere aus der Lunge und reinigen Sie dann die Lungenoberfläche von den Rückständen der Pökelmischung.</li>
		<li>Tauchen Sie die Lunge nacheinander 24 Stunden lang in 25 %, 50 %, 75 %, 95 % und 100 % Ethylalkohollösungen. Durch dieses Verfahren wird die Lunge vollständig dehydriert.</li>
		<li>Tauchen Sie die dehydrierte Lunge 24 Stunden lang in Methylsalicylat. Nach diesem Reinigungsprozess ist der Lungenarterienbaum sichtbar, und die Embolien sind ebenfalls zu sehen, da Methylsalicylat das Hämoglobin nicht beseitigt (Abbildung 4B, D).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Götzinger, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interventional+therapies+for+pulmonary+embolism%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Interventional therapies for pulmonary embolism.</a> Nat Rev Cardiol. 20 (10), 670-684 (2023).</li>
<li>Falster, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+international+guideline+recommendations+for+the+diagnosis+of+pulmonary+embolism%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet+Haematol%22%5BJournal%5D)">Comparison of international guideline recommendations for the diagnosis of pulmonary embolism.</a> Lancet Haematol. 10 (11), e922-e935 (2023).</li>
<li>Konstantinides, S. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ESC+guidelines+for+the+diagnosis+and+management+of+acute+pulmonary+embolism+developed+in+collaboration+with+the+European+Respiratory+Society+%28ERS%29%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Heart+J%22%5BJournal%5D)">ESC guidelines for the diagnosis and management of acute pulmonary embolism developed in collaboration with the European Respiratory Society (ERS).</a> Eur Heart J. 41 (4), 543-603 (2020).</li>
<li>Domínguez-Oliva, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+importance+of+animal+models+in+biomedical+research%3A+Current+insights+and+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Animals+%28Basel%29%22%5BJournal%5D)">The importance of animal models in biomedical research: Current insights and applications.</a> Animals (Basel). 13 (7), 1223(2023).</li>
<li>Mukherjee, P., Roy, S., Ghosh, D., Nandi, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+animal+models+in+biomedical+research%3A+A+review%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim+Res%22%5BJournal%5D)">Role of animal models in biomedical research: A review.</a> Lab Anim Res. 38 (1), 18(2022).</li>
<li>Tang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+expression+profiling+of+pulmonary+artery+in+a+rabbit+model+of+pulmonary+thromboembolism%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Gene expression profiling of pulmonary artery in a rabbit model of pulmonary thromboembolism.</a> PLoS One. 11 (10), e0164530(2016).</li>
<li>Deng, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+tissue+factor+and+forkhead+box+transcription+factor+o-1+in+a+rat+model+for+chronic+thromboembolic+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22J+Thromb+Thrombolysis%22%5BJournal%5D)">Expression of tissue factor and forkhead box transcription factor o-1 in a rat model for chronic thromboembolic pulmonary hypertension.</a> J Thromb Thrombolysis. 42 (4), 520-528 (2016).</li>
<li>Runyon, M. S., Gellar, M. A., Sanapareddy, N., Kline, J. A., Watts, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+and+comparison+of+a+minimally-invasive+model+of+autologous+clot+pulmonary+embolism+in+Sprague-Dawley+and+Copenhagen+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Thromb+J%22%5BJournal%5D)">Development and comparison of a minimally-invasive model of autologous clot pulmonary embolism in Sprague-Dawley and Copenhagen rats.</a> Thromb J. 8, 3(2010).</li>
<li>Li, S. Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+proteomic+study+of+acute+pulmonary+embolism+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22Proteomics%22%5BJournal%5D)">Comparative proteomic study of acute pulmonary embolism in a rat model.</a> Proteomics. 7 (13), 2287-2299 (2007).</li>
<li>Deng, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+FOXO1+and+apoptosis+in+pulmonary+vascular+remolding+in+a+rat+model+of+chronic+thromboembolic+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Role of FOXO1 and apoptosis in pulmonary vascular remolding in a rat model of chronic thromboembolic pulmonary hypertension.</a> Sci Rep. 7 (1), 2270(2017).</li>
<li>Morton, J., Snider, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guidelines+for+collection+and+processing+of+lungs+from+aged+mice+for+histological+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Pathobiol+Aging+Age+Relat+Dis%22%5BJournal%5D)">Guidelines for collection and processing of lungs from aged mice for histological studies.</a> Pathobiol Aging Age Relat Dis. 7 (1), 1313676(2017).</li>
<li>Karpov, A. A., Vaulina, D. D., Smirnov, S. S., Moiseeva, O. M., Galagudza, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+models+of+pulmonary+embolism+and+chronic+thromboembolic+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Heliyon%22%5BJournal%5D)">Rodent models of pulmonary embolism and chronic thromboembolic pulmonary hypertension.</a> Heliyon. 8 (3), e09014(2022).</li>
<li>Picazo, M. G., Benito, P. J., García-Olmo, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficiency+and+safety+of+a+technique+for+drawing+blood+from+the+hamster+cranial+vena+cava%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim+%28NY%29%22%5BJournal%5D)">Efficiency and safety of a technique for drawing blood from the hamster cranial vena cava.</a> Lab Anim (NY). 38 (6), 211-216 (2009).</li>
<li>Szabó, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+cranial+venous+system+in+the+rat%3A+Anatomical+pattern+and+ontogenetic+development.+Ii.+Dorsal+drainage%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Anat%22%5BJournal%5D)">The cranial venous system in the rat: Anatomical pattern and ontogenetic development. Ii. Dorsal drainage.</a> Ann Anat. 177 (4), 313-322 (1995).</li>
<li>Li, C. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+and+mechanism+of+ginsenoside+rg1+on+myocardial+remodeling+in+an+animal+model+of+chronic+thromboembolic+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Med+Res%22%5BJournal%5D)">The effects and mechanism of ginsenoside rg1 on myocardial remodeling in an animal model of chronic thromboembolic pulmonary hypertension.</a> Eur J Med Res. 18 (1), 16(2013).</li>
<li>Sullivan, D. M., Watts, J. A., Kline, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biventricular+cardiac+dysfunction+after+acute+massive+pulmonary+embolism+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol+%281985%29%22%5BJournal%5D)">Biventricular cardiac dysfunction after acute massive pulmonary embolism in the rat.</a> J Appl Physiol (1985). 90 (5), 1648-1656 (2001).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Analysenwaage</td><td>METTLER TOLEDO</td><td>MA55/A</td><td>Keine</td></tr><tr><td>Dosiernadel</td><td>Jinrong electronics</td><td>Keine</td><td>19 g und 18 g</td></tr><tr><td>Feine Schere</td><td>Stärker</td><td>XGJ1300</td><td>Keine</td></tr><tr><td>Heparin-Natriumsalz</td><td>Solarbio</td><td>01-08-9041</td><td>140U/mg</td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>RWD</td><td>R510-22-10</td><td>Keine</td></tr><tr><td>Methylsalicylat</td><td>Macklin</td><td>M813577</td><td>AR, 99%</td></tr><tr><td>Mikroklemme</td><td>JZ&nbsp;</td><td>W40160</td><td>Keine</td></tr><tr><td>Mikropinzette</td><td>Stärker</td><td>XGN1310</td><td>Keine</td></tr><tr><td>Silikon-Gießmasse</td><td>Flow Tech</td><td>MV-130</td><td>Keine</td></tr><tr><td>Sprague-Dawley Ratten</td><td>Vital River</td><td>SD-IGS</td><td>Keine</td></tr><tr><td>Stereomikroskop</td><td>Murzider</td><td>MSD204</td><td>Keine</td></tr></tbody></table>

etablierung eines minimal-invasiven rattenmodells der lungenembolie mittels autologer blutgerinnsel

Establishment of a Minimally Invasive Rat Model of Pulmonary Embolism Using Autologous Blood Clots

Symptome und Pathologie des PE-Modells Während der Embolisation traten bei den Ratten Atemnot auf, und der Thorax zeigte erweiterte Schwankungen. Fast alle Tiere überlebten die Lungenembolie, bei der weniger als 10 cm Blutgerinnsel verabreicht wurden (14 von 15 modellierten Tieren). Nachdem sie in ihre Käfige zurückgebracht worden waren, rollten sich die Tiere in Ecken zusammen und zeigten weniger Interesse an Futter und Wasser. Diese Symptome verschwanden jedoch schnell, und innerhalb weniger Stunden verhielten sich die Tiere normal. Es gab keinen signifikanten Gewichtsunterschied zwischen dem Ausgangswert und 24 h nach der Embolisation (341,8 ± 10,4 vs. 343,3 ± 8,5, p = 0,25).
Die grobe Pathologie zeigte, dass die embolisierten (infarzierten) Bereiche keilförmig waren, meist im unteren Teil der Lunge gelegen, mit klaren Rändern. Die Embolien wurden an der Spitze der infarktierten Bereiche gefunden und blockierten den ersten und sekundären Ast der Lungenarterie. Eine mikroskopische Pathologie mit Hämatoxylin-Eosin-Färbung bestätigte die Embolisation eines Lungenarterienastes (Abbildung 4F).
Blutgerinnselbelastung und Infarktbereich In einer Voruntersuchung des Einflusses der Blutgerinnsellast auf den Lungeninfarkt untersuchten wir sowohl eine niedrige Blutgerinnsellast (6 cm Thrombussäule, 15 Gerinnsel) als auch eine hohe Blutgerinnsellast (10 cm Thrombussäule, 25 Gerinnsel). Erwartungsgemäß führte eine höhere Belastung durch Embolien zu einer größeren Lungeninfarktfläche (Abbildung 5A-C).
Intrinsische Fibrinolyse innerhalb von 24 h Im Vergleich zu Lungenproben, die unmittelbar nach der Embolisation entnommen wurden, zeigten die Lungenproben, die 24 Stunden nach der Embolisation entnommen wurden, deutlich verminderte Infarktbereiche, was auf ein starkes intrinsisches Fibrinolysepotenzial bei Ratten hinweist (Abbildung 5D).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66776/66776fig01.jpg"> 
Abbildung 1: Aufbau des Thrombusgenerators und des Blutgerinnselinjektors. (A) Der Thrombusgenerator wurde zusammengebaut, indem ein Silikonschlauch an eine 18 G Dosiernadel (12 mm Außendurchmesser) und eine 1 mL Spritze, die mit 0,5 mL normaler Kochsalzlösung vorgefüllt war, verbunden wurde. (B) Der Blutgerinnselinjektor wurde konstruiert, indem eine 19-G-Abgabenadel (0,84 mm Innendurchmesser, 1,08 mm Außendurchmesser) mit einem Infusionsschlauch (Gerinnselbehälter) und einer 5-ml-Spritze, die mit 2 mL normaler Kochsalzlösung vorgefüllt war, verbunden wurde. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66776/66776fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66776/66776fig02.jpg"> 
Abbildung 2: Blutentnahme und Gerinnselvorbereitung. (A) Die Ratte wurde betäubt und in Rückenlage fixiert. Der weiße Kreis mit einer gestrichelten Linie zeigt das Manubrium an und dient als Markierung der Körperoberfläche. Die roten Punkte neben dem weißen Kreis zeigen die Punktionsstellen für den Zugang zu den bilateralen kranialen Hohlvenen (ZVKs) an. Der untere Teil der Abbildung zeigt eine Autopsiedarstellung der relativen Positionen des Manubriums, der ZVK und der Einstichstellen. (B) Erfolgreiche Blutentnahme durch das richtige ZVK. (C) Thrombosierte Blutsäule, die aus dem selbstgebauten Thrombusgenerator ausgespült wird. (D) Blutgerinnsel, die aus der thrombosierten Blutsäule stammen. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66776/66776fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66776/66776fig03.jpg"> 
Abbildung 3: Venenzugang und Embolisation. (A) Freilegung der oberflächlichen epigastrischen Gefäße durch einen 5 mm Hautschnitt, wobei der blaue Pfeil die oberflächliche Oberkiefervene und der rote Pfeil die oberflächliche Oberkieferarterie anzeigt. (B) Isolierung der oberflächlichen Magenvene vom umgebenden Gewebe und Kontrolle der Vene mit Nylonfäden. (C) Der selbstgebaute Injektor, der Blutgerinnsel enthält. (D) Kanülierung der Vene mit der Abgabenadel des selbstgemachten Injektors und Verabreichung von Blutgerinnseln über den Venenzugang. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66776/66776fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66776/66776fig04.jpg"> 
Abbildung 4: Pathologie der Lungenembolie. (A) Normale Lunge nach kardialer Kochsalzperfusion und 4%iger Paraformaldehyd-Fixierung. (B) Normale Lunge, sichtbar durch Silikongussmischung und Methylsalicylat-Clearing, zeigt einen offenen Lungenarterienbaum und Mikrovaskulatur. (C) Lunge unmittelbar nach der Embolisation mit autologen Blutgerinnseln, mit markierten Bereichen, die auf einen Lungeninfarkt aufgrund der Embolisation hinweisen. (D) Erkrankte Lungen, sichtbar durch Gießen von Silikonmischungen und Methylsalicylat-Clearing, mit schwarzen Pfeilen, die Embolien anzeigen, die die Äste der Lungenarterie blockieren, und weißen gestrichelten Kreisen, die ihre betroffenen Bereiche anzeigen, die infarkt sind. (E) Dissektion des linken Lungenlappens mit Embolien (rote Pfeile) in den Ästen der Lungenarterien. (F) Mikroskopische Bilder der Embolisation von Blutgerinnseln in einem Lungenarterienast unter Verwendung von Hämatoxylin- und Eosin-Färbung. Maßstab: 200 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66776/66776fig04large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66776/66776fig05.jpg"> 
Abbildung 5: Quantifizierung des Lungeninfarktverhältnisses. (A) Lungen, die einer Ratte unmittelbar nach der Embolisation mit 10 cm Blutgerinnseln (Gesamtlänge) entnommen wurden. (B) Lunge, die einer Ratte unmittelbar nach der Embolisation mit 6 cm Thrombus entnommen wurde. (C) Lunge, die einer Ratte unmittelbar nach der Embolisation mit 8 cm Blutgerinnseln entnommen wurde. (D) Lunge, die einer Ratte 24 Stunden nach der Embolisation entnommen wurde, mit 8 cm Blutgerinnseln. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66776/66776fig05large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>

Etablierung eines minimal-invasiven Rattenmodells der Lungenembolie mittels autologer Blutgerinnsel

Pulmonary embolism (PE) is one of the leading causes of cardiovascular death, resulting in a significant socioeconomic burden. Although current treatments ...

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Research

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JoVE Journal

Medicine

Medizin

Dieses Video zeigt das Verfahren zur Etablierung eines Rattenmodells für Subarachnoidalblutungen. Einer anästhesierten Ratte werden Sonden implantiert, um den Hirndruck und den zerebralen Blutfluss zu messen. Die Zielstelle wird identifiziert und die Nadel in einer prä-chiasmatischen Position eingeführt. Anschließend wird autologe Blut in den Subarachnoidalraum injiziert, wodurch der Hirndruck erhöht und der zerebrale Blutfluss verringert wird, wodurch das Modell etabliert wird.

Etablierung eines Modells für Subarachnoidalblutungen an der Ratte, das durch autologe Blutinjektion induziert wird

Die Lunge wird sowohl durch die systemische bronchiale Arterie und Lungenarterien perfundiert. In den meisten Lunge Pathologien, ist es umso kleiner systemische Gefäßsystem, die robust Neovaskularisierung zeigt. Einstellung der pulmonalen Blutfluss fördert regen bronchiale Angiogenese. Wir bieten chirurgische Details zu induzieren linken Lungenarterie Ischämie, die bronchiale Neovaskularisation fördert.

Angiogenese im ischämischen Rat Lung

In dieser Arbeit demonstrieren wir eine Standardmethode zur Herstellung eines embolischen Verschlusses der mittleren Hirnarterie mit homologen Blutgerinnseln (fibrinreich) bei erwachsenen Ratten. Dieses Modell ahmt den ischämischen Schlaganfall beim Menschen genau nach und eignet sich für die präklinische Untersuchung der thrombolytischen Therapie bei ischämischem Schlaganfall.

Embolischen mittleren Hirnarterie Okklusion (MCAO) für ischämischen Schlaganfall mit homologen Blutgerinnsel in Ratten

Hier stellen wir ein neuartiges Sprague-Dawley (SD) Rattenmodell der überlegenen sagittalen Sinus-Thrombose (SSS) mittels einer Thread-Embolisierungsmethode her, und die Stabilität und Zuverlässigkeit des Modells wurden überprüft.<br...

Etablierung eines Rattenmodells der oberen Sagittal-Sinus-Okklusion über eine Thread-Embolism-Methode

Hier stellen wir Optimierungen an einem Rattenlungentransplantationsmodell vor, die dazu dienen, die Ergebnisse zu verbessern. Wir bieten eine Größentabelle für Manschetten basierend auf dem Körpergewicht, eine Messstrategie zur Bestimmung des 4. Interkostalraums sowie Methoden des Wundverschlusses und der BAL-Flüssigkeit (bronchoalveoläre Lavage) und Gewebeentnahme.

Ein Ratten-Lungentransplantationsmodell für warme Ischämie/Reperfusionsschäden: Optimierungen zur Verbesserung der Ergebnisse

Das Protokoll skizziert eine praktikable, zuverlässige und reproduzierbare Methode des linken pulmonalen hilären Klemmens, die zur Untersuchung von Ischämie-Reperfusionsschäden bei der Lunge in Mausmodellen verwendet werden kann.

Maus-Modell der linken pulmonalen hilaren Klemme der Lungenischämie-Reperfusionsverletzung

Diese Studie beschreibt ein Modell der akuten Lungenschädigung nach viszeraler Ischämie-Reperfusion während suprazöliakie-Aorten-Cross-Clamping mittels Laparotomie bei Ratten. Es ermöglicht die Untersuchung sowohl der klinischen und biologischen Auswirkungen des Aortenklemmens als auch des Einflusses der Ischämie-Reperfusion auf darunter liegende Organe und entfernte Lungenverletzungen.

Ein Modell der akuten Lungenschädigung nach viszeraler Ischämie-Reperfusion durch suprazöliakie-Aortenkreuzklemmung bei Ratten

In dieser Studie wird ein porzines Modell der Lungenembolie (LE) vorgestellt, bei dem große autologe Embolien verwendet werden, die eine akute Lungenembolie mit mittlerem Risiko replizieren. Das Modell eignet sich gut für die Bewertung sowohl der Pathophysiologie als auch des Therapieansprechens.

Ein Schweinemodell der akuten autologen Lungenembolie

Hier wird die Methode zur Induktion der pulmonalen arteriellen Hypertonie im Zusammenhang mit Lungenfibrose (PF-PH) durch Injektion von Bleomycin in die Atemwege vorgestellt. Wir bieten auch einen Schritt-für-Schritt-Ansatz zur Validierung dieses Tiermodells an.

Etablierung und Validierung eines Rattenmodells für pulmonale arterielle Hypertonie im Zusammenhang mit Lungenfibrose

Dieses Protokoll beschreibt eine verbesserte Technik für die orthotope linke Lungentransplantation bei Ratten, wobei der Schwerpunkt auf der Reduzierung von Operationsschwierigkeiten und der Verbesserung der Überlebensraten liegt.

Orthotope Transplantation der linken Lunge bei Ratten

Erfahren Sie die minimal-invasive Etablierung eines Rattenmodells der Lungenembolie mit autologen Blutgerinnseln. Diese Methode ermöglicht die Visualisierung des pulmonalen Arterienbaums und die Quantifizierung infizierter Areale.

Etablierung eines minimal-invasiven Rattenmodells der Lungenembolie mittels autologer Blutgerinnsel

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