Abtrennung und Identifizierung von konventionellem Mikroplastik aus landwirtschaftlichen Böden

Dieses Protokoll beschreibt die konventionelle Probenahme von Mikroplastik und die Analyse von Proben aus dem Boden. Die Methode besteht aus sieben Teilen. Dabei handelt es sich um Bodenprobenahme und -aufbereitung, Dichteflotation, Aufschluss von Verunreinigungen, Färbung, Vakuumfiltration, morphologische Beobachtung und Polymeridentifizierung.

Hier stellen wir zwei unterschiedliche analytische Verfahren der letzten beiden Schritte vor, die je nach Geräteverfügbarkeit unabhängig voneinander durchgeführt werden können. Entnehmen Sie eine repräsentative Bodenprobe mit einer Fünf-Punkte-Probenahmemethode in doppelter Form über einen stetigen Bereich. Verwenden Sie zum Sammeln eine 30 Zentimeter lange Erdschnecke aus Edelstahl.

Sammeln Sie die Proben und installieren Sie sie in einem Nicht-Kunststoffbehälter, z. B. Aluminiumfolie. Trocknen Sie die Erde bei Raumtemperatur vor direkter Sonneneinstrahlung geschützt oder verwenden Sie einen auf 40 Grad Celsius eingestellten Ofen und trocknen Sie die Erde mindestens 24 Stunden lang, bis sie vollständig trocken ist. Wenn ein Bodentrockner verfügbar ist, können Sie ihn für die gleichzeitige Verarbeitung mehrerer Bodenproben verwenden, da der Filter in den einzelnen Kammern das Risiko einer Kreuzkontamination minimiert.

Nach dem Trocknen den Boden bei Bedarf zerkleinern. Verwenden Sie saubere, plastikfreie Werkzeuge. Mahlen Sie und bewahren Sie den trockenen Boden auf.

Verwende ein zwei bis fünf Millimeter großes Metallsieb. Legen Sie mit einer kleinen Waage mit zwei dichten Waagen feine plus oder minus 0,05 Körnchen der Bodenprobe auf plastikfreies Wiegepapier oder Aluminiumfolie aus. Die Proben können in mehr als drei Behältern gelagert werden, z. B. in Glasfläschchen.

Übertragen Sie die fein gemahlene getrocknete Bodenprobe in ein sauberes 600-Milliliter-Becherglas A.Geben Sie 230 Milliliter gesättigte Natriumchloridlösung in das Becherglas A.Stellen Sie sicher, dass alle Vorratsbehälter und Becher genau etikettiert sind. Stellen Sie das Becherglas A auf eine Magnetrührplatte an einem Glasmagnetrührer. Rühren Sie die Lösung 30 Minuten lang bei 260 Umdrehungen pro Minute.

Sobald die Lösung vollständig homogenisiert ist, nehmen Sie den Magnetrührer aus der Lösung und spülen Sie ihn mit gesättigter Natriumchloridlösung ab, um zu verhindern, dass Kunststoffpartikel aus der Lösung herausgetragen werden. Stellen Sie das Becherglas auf eine ebene Fläche ohne direkte Sonneneinstrahlung und lassen Sie es über Nacht stehen, bis die Trennung in voller Dichte erfolgt ist. Sobald sich der Inhalt des Becherglases A vollständig getrennt hat, wird der Überstand vorsichtig in ein neues Glasbecherglas B überführt.Die Innenwände des Bechers A werden mit gesättigter Natriumchloridlösung gespült.

Die Probe im Becherglas B wird mit vier molaren Natronlauge um vier molare Natronlauge aufgefüllt, um ein festes Volumen von 500 Millilitern zu erreichen. Rühren Sie die Lösung 30 Minuten lang bei 260 Umdrehungen pro Minute. Entfernen Sie dann den Magnetrührstab und stellen Sie das Becherglas auf eine ebene Fläche ohne direkte Sonneneinstrahlung und lassen Sie es über Nacht stehen.

Sobald sich der Inhalt von Bäcker B vollständig getrennt hat. Den Überstand aus dem Becherglas B in ein neues Becherglas C übertragen.Die Innenwand des Bechers b mit destilliertem Wasser spülen, um einen maximalen Partikelübergang zu gewährleisten. Die zuvor vorbereitete neue Lösung der roten Größe wird in Becherglas C gegeben, um eine Endkonzentration von 0,5 molaren zu erreichen.

Rühren Sie die Lösung mit einem Glasstab um, bis sie vollständig homogenisiert ist. Lassen Sie die Lösung dann 30 Minuten im Dock inkubieren, indem Sie das Becherglas mit Alufolie abdecken. Richten Sie zunächst das Vakuumfiltrationssystem wie folgt ein.

Glastrichter, Metallklemme, Vakuumfiltrationsbasis, Auffangbecher, Verbindungsschlauch, Feuchtigkeitsfalle und Vakuumpumpe. Entferne neue Membranen vorsichtig mit einer Pinzette aus dem Vorratsbehälter. Platzieren Sie die Filtermembran mittig und flach auf der Oberseite des Vakuumfiltrationsbodens.

Sorgen Sie für eine sichere Verbindung, indem Sie die Vakuumfiltrationsbasis mit einem Glastrichter ausrichten und mit einer Metallklemme befestigen. Aktivieren Sie die Vakuumfiltration und gießen Sie die Flüssigkeit aus dem Becherglas C langsam in den Glastrichter. Spülen Sie das Becherglas C mehrmals mit destilliertem Wasser aus, um die Partikelrückgewinnung zu maximieren.

Decken Sie den Glastrichter mit Alufolie ab, um die Kontamination zu minimieren. Spülen Sie die Seite des Glastrichters nach der Probenfiltration mit destilliertem Wasser aus, um einen minimalen Partikelverlust zu gewährleisten. Reißen Sie die Vakuumpumpe ab und ziehen Sie die Filtermembran vorsichtig mit der Pinzette aus der Platte.

Und platzieren Sie jede Membran in einer einzelnen Petrischale aus Glas. Geben Sie die Membranen vollständig trocken, bevor Sie die Petrischale schließen und in Alufolie einwickeln. Bewahren Sie es bis zur weiteren Analyse an einem trockenen und dunklen Ort auf.

Wenn die genaue Position der fluoreszierenden Partikel auf den Membranen für eine spätere Polymeridentifizierung erforderlich ist, z. B. durch Verwendung von FTIR, befolgen Sie bitte die folgenden Schritte. Markieren Sie mit einem schwarzen Gelstift vorsichtig die Anfangsposition 10 Markierungen auf der Filtermembran gemäß der T-Form. Aktivieren Sie das Fluoreszenzmessgerät wie folgt: den Wirt, die Fluoreszenzquellen, den Monitor und das Fluoreszenzmikroskop.

Schalten Sie das Gerät ein und stellen Sie die LED-LED der Quellen auf maximale Helligkeit. Verwenden Sie das Hellfeld, das DF und das Leuchtstofflicht, die FL-Schalttaste, um DF- bzw. FL-Bilder aufzunehmen. Die DP2-BSW-Software für die Aufzeichnung von Probenbeobachtungen, aber nur die Mikroskopdefinition, um den Bildschirm schärfer zu machen.

Nehmen Sie die Hellfeldbilder unter der BF-Position auf und drehen Sie sie in die FL-Position und den Fluoreszenzfilter, um Bilder im Dock aufzunehmen. Stellen Sie sicher, dass die Beobachtungssequenz des Sichtfelds von eins bis 10 reicht. Stellen Sie sicher, dass die BF- und FL-Bilder in der gleichen Position aufgenommen wurden.

Führen Sie zur Polymeridentifizierung mit LDIR die folgenden Mikroskopschritte aus. Richten Sie das Mikroskopsystem wie folgt ein. Die Kamera, die Filter, die Vergrößerung und der Mikroskoptisch sowie der Computer.

Wickeln Sie die Filtermembranhalter mit staubfreien Tüchern ein. Befestigen Sie dann die Membranen in der Halterung und schieben Sie sie auf den Mikroskoptisch. Stellen Sie sicher, dass die Kamera angeschlossen ist und die Mikroskopvergrößerung für den Probentyp geeignet und für alle Proben aus demselben Set konsistent ist.

Um die Partikel auf den aufgenommenen Bildern zu quantifizieren, befolgen Sie die Schritt-für-Schritt-Anleitung im Manuskript. Wenn FTIR zur Identifizierung von Polymerpartikeln verwendet wird, befolgen Sie bitte die folgenden Schritte. Schalten Sie das FTIR-Spektrometer LUMOS und die entsprechende Software ein, z. B. nach Beobachtung und Aufzeichnung.

Füllen Sie flüssigen Stickstoff ein, um die Maschine zu aktivieren. Reinigen Sie die Sonde, bevor Sie jede Probe spiegeln. Identifizieren Sie die Partikel für die Überwachung durch Echtzeit-Bildschirmaufzeichnung.

Passen Sie Position und Schärfe an, indem Sie die Wippe manipulieren. Bringen Sie die Bedienplattform in die Mitte und erfassen Sie das aktuelle Lufthintergrundspektrum. Messen Sie drei bis fünf Fixpunkte auf dem Zielfragment, und positionieren Sie dann die Sonde entsprechend der Position dieser Fixpunkte.

Speichern Sie auf der Ergebnisseite die ursprünglichen Daten. Lösen Sie das Spektrum und vergleichen Sie das Spektrum mit einem Kunststoffspektrum in der Standardbibliothek, um den Wärmequalitätsindex der Probe zu ermitteln. Wenn LDIR zur Identifizierung von Polymerpartikeln verwendet wird, führen Sie die folgenden Schritte aus.

Legen Sie die Filtermembran in ein neues 20-Milliliter-Glasfläschchen. Fügen Sie 20 Milliliter reines Ethanol hinzu. Verschließen Sie die Durchstechflasche fest und umwickeln Sie den Deckel mit Parafilm, um ein Auslaufen zu verhindern.

Die Proben werden mindestens eine Stunde lang in einem Ultraschallbad beschallt, bis alle Partikel resuspendiert sind. Die Membran kann sich verfärben, aber dies beeinträchtigt die Polymeridentifikation nicht. Entfernen und entsorgen Sie die Membran.

Stellen Sie das Glasfläschchen mit der Ethanollösung auf eine Magnetrühranlage und fügen Sie ein kleines magnetisches Glasrührwerk in das Fläschchen ein. Lassen Sie das Ethanol auf weniger als fünf Milliliter verdampfen, indem Sie die Temperatur auf 100 Grad Celsius einstellen und mit niedriger Geschwindigkeit rühren, um die Partikel in der Schwebe zu halten. Um die Probe für die Analyse auf dem LDIR vorzubereiten, schütteln Sie die Proben langsam, bis alle Partikel homogen in der Lösung suspendiert sind, und bereiten Sie schnell 10 Mikroliter der Probe auf dem Objektträger vor und lassen Sie das Ethanol verdampfen.

Wiederholen Sie diesen Schritt noch zwei Mal, um drei Replikate pro Probe auf jedem Objektträger zu analysieren. Der LDIR-Objektträger wird in das Gerät eingelegt und der Probenname wird in die angeschlossene Software eingegeben. Anschließend initiiert das Gerät einen automatischen Scan.

Die daraus resultierende Analyse liefert detaillierte Daten über die chemische Zusammensetzung einzelner Partikel, die Verteilung verschiedener Polymere innerhalb der Probe sowie die Partikelgröße. Die anschließende Datenverarbeitung wird in Abschnitt 8 des Protokolls beschrieben, z. B. unter Verwendung des Bildes J sowie im Berechnungsteil des Ergebnisses im Manuskript. Um den Erholungsbereich dieser Methode zu validieren, wurden Proben von drei verschiedenen festen Matratzen, Silikondioxid, SD, Bentonitton, BT und Boden, in Sätzen von drei Replikaten analysiert.

Nehmen wir an, dass alle Mikroplastikpartikel eine einheitliche Kugel sind. Das bedeutet, dass pro Fünf-Gramm-Trockenprobe mehr als 48.740 Artikel enthalten sind. Basierend auf der Software image J können die Informationen über die Anzahl der Partikel in einer einzelnen Probe überprüft werden, und diese drei Formeln können die endgültige Rückgewinnungsrate des Mikroplastiks berechnet werden.

Hier sind einige Ergebnisse dieses Experiments. Die erste ist die Rückgewinnungsrate von Mikroplastik aus verschiedenen festen Matrices. Die durchschnittlichen Wiederfindungsraten betragen 84 %, 83 % bzw. 90 % von BT, SD und Boden.

Die Interferenz des Ergebnisses durch die Blindprobe und die chemische Identifizierung wurden eliminiert. Im Durchschnitt wurden 86 % der PE-Partikel erfolgreich zurückgewonnen. Der Boden ist das Ergebnis des Polymertyps dieser Proben.

Es wird gezeigt, dass neben Polyethylen auch das Phenolharz, Polyvinylchlorid, Polyamid und Polypropylen nachgewiesen werden. Dieses Ergebnis kann zu einer geringen Probendosis während des Überstandstransfers, der Filtration oder einer falschen Identifizierung beitragen. Diese Verunreinigungen könnten von den Filtrationsgeräten, Laborgeräten, atmosphärischen Abscheidungen oder destilliertem Wasser stammen.

Es gibt einige Bilder, die mit verschiedenen Methoden zur Polymeridentifizierung aufgenommen wurden. Diese beiden Bilder basieren auf der FTIR-Methode und wurden im gleichen Bereich der Membranen auf dem Tageslicht und dem Leuchtstofflicht aufgenommen. Partikel, die in Abbildung A transparent erscheinen, während sie in Abbildung B grün blinken, gelten als wahrscheinlich Kunststoff.

Hier ist ein typischer Fall, der den Vergleich des Spektrums zwischen dem zu detektierenden Teilchen und dem Standardspektrumdiagramm zeigt. Das PE-Partikelspektrum stimmte mit den Spektren der nächstgelegenen Bibliothek überein, mit einer Übereinstimmungsqualität von 98%Dieses Bild wurde mit den LDIR-Methoden aufgenommen. Das reale Muster und die Verteilung sind in Abbildung A und einige detaillierte Informationen wie die chemische Zusammensetzung der einzelnen Partikel zu sehen.

Die Übereinstimmung mit der Qualität sowie die Partikelgröße sind in Abbildung B dargestellt.Die Verschmutzung durch Mikroplastik in der terrestrischen Umwelt ist ein wissenschaftliches Thema, das in den letzten zehn Jahren zunehmend Aufmerksamkeit erhalten hat. Allerdings wurden nur neuere Systeme zur Aufnahme von Mikroplastik im Boden quantifiziert und die Nachweismethode für Mikroplastik im Boden nicht standardisiert. Dieses Protokoll beschrieb die Methodik für die Probenahme, Trennung und chemische Identifizierung von Mikroplastikpartikeln.

Um die Bedienung zu vereinfachen und die breite Akzeptanz zu erhöhen, ist das Verfahren kostengünstig und die Materialien sind leicht verfügbar. Dieses Protokoll zeigt das Potenzial als Orientierungsrahmen, indem es einen umfassenden Ansatz präsentiert, der für verschiedene Bodentypen geeignet ist und eine genaue Quantifizierung und Analyse von Mikroplastik gewährleistet.