Name: Modellierung und Bewertung des Modells der murinen diabetischen Kardiomyopathie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-11-29T14:10:00.000+00:00
Duration: 6 min 22 s
Description: Erfahren Sie die Modellierung der diabetischen Kardiomyopathie bei Mäusen durch Hochfettdiät und Streptozotocin-Injektionen. Diese kosteneffiziente Methode ermöglicht die Untersuchung kardialer Dysfunktion und struktureller Veränderungen.

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Alle Verfahren folgten den institutionellen Richtlinien für Tierversuche in Übereinstimmung mit dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren, der von den US National Institutes of Health (NIH Publication No. 85-23, überarbeitet 1996) ausgearbeitet wurde. Alle Tierversuche wurden von der Ethikkommission für Tierhaltung und der Ethikkommission der Universität Sichuan genehmigt. Männliche C57BL/6J-Mäuse wurden von Beijing Vital River Laboratory Animal Technology Co. (China) gekauft. Während der gesamten Versuchsdauer wurden die Mäuse unter kontrollierten Bedingungen von 24 °C und einem regulierten 12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklus untergebracht, mit ad libitum Zugang zu Nahrung und Wasser.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67189/67189fig01.jpg"> 
Abbildung 1: Schematische Zeitleiste des Experiments. Die Mäuse, die in den HFD/STZ- und ND-Gruppen verwendet wurden, waren beide etwa 7-8 Wochen alt. Das Körpergewicht und der zufällige Blutzuckerspiegel jeder Maus wurden wöchentlich aufgezeichnet. In den 12-wöchigen und 24-wöchigen Fütterungsintervallen wurde der metabolische Phänotyp der Mäuse durch einen oralen Glukosetoleranztest (OGTT) und die Messung des Seruminsulinspiegels bewertet. Zusätzlich wurde die Echokardiographie zu Studienbeginn (Woche 0), 12 Wochen und 24 Wochen untersucht. Nach der 24-wöchigen Fütterungsperiode wurden die Mäuse eingeschläfert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67189/67189fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
1. HFD-Zuführung
<ol>
	<li>Füttern Sie männliche C57BL/6J-Mäuse (7-8 Wochen alt) 24 Wochen lang entweder mit normaler Ernährung (ND) oder HFD (60 % kcal Fett), um Fettleibigkeit zu induzieren.</li>
	<li>Erfassen Sie alle 4 Wochen das Körpergewicht jeder Maus. Stellen Sie sicher, dass die Gewichtskurve vor 12 Wochen ein ähnliches Aufwärtsmuster aufweist, wobei in der HFD-Gruppe eine steilere Steigung beobachtet wird.</li>
</ol>
2. Vorbereitung und Injektion der STZ-Lösung
HINWEIS: STZ bei -20 °C lagern, um eine Degradation aufgrund seiner hohen Instabilität bei Raumtemperatur (RT) zu verhindern. Mischen Sie STZ sofort innerhalb von 5 Minuten vor der Injektion mit Citratpuffer.
<ol>
	<li>Citratpuffer vorbereiten. 2,1 g Zitronensäure (relative Molekülmasse: 210,14) werden gewogen und gründlich in 100 ml destilliertem Wasser aufgelöst, um Lösung A herzustellen. Wiegen Sie 2,94 g Natriumcitrat (relative Molekülmasse: 294,10) und lösen Sie es gründlich in 100 ml destilliertem Wasser auf, um Lösung B herzustellen. Mischen Sie Lösung A und B im Verhältnis 1: 1,32, um die Zitronensäure-Arbeitslösung zu erhalten. Filtern Sie Verunreinigungen mit einer 0,45 μm Filtermembran heraus.</li>
	<li>Wiegen Sie 1 g STZ und lösen Sie es gründlich in 100 ml der vorbereiteten gemischten Zitronensäure-Arbeitslösung auf. Die resultierende STZ-Lösung bei 4 °C lagern. Stellen Sie sicher, dass die Injektion der STZ-Lösung nach Möglichkeit innerhalb von 30 Minuten erfolgt.</li>
	<li>Mit einer 1-ml-Spritze wird Mäusen der HFD/STZ-Gruppe an 7 aufeinanderfolgenden Tagen intraperitoneale Injektionen einer Lösung mit 30 mg/kg STZ täglich verabreicht, während Mäusen der ND-Gruppe ein gleiches Volumen Citratpuffer (0,1 mmol/l, pH = 4,5) verabreicht wird.</li>
	<li>Messen Sie den Blutzuckerspiegel 1 Woche nach der letzten Injektion. Klassifizieren Sie Mäuse mit zufälligen Blutzuckerkonzentrationen von mehr als 16,7 mmol/l als T2DM-Mäuse.<ol>
		<li>Positionieren Sie die Maus vorsichtig auf einer Rückhaltevorrichtung und stellen Sie sicher, dass der Schwanz vollständig nach außen ragt.</li>
		<li>Desinfizieren Sie vor der Blutentnahme die Blutentnahmestelle des Schwanzes gründlich mit einem 70%igen Alkoholtupfer, um die Sterilität und Sauberkeit zu erhalten.</li>
		<li>Führen Sie diese mit einer scharfen Nadel in die Schwanzvene ein und schieben Sie sie von der Spitze in Richtung Basis in einer Tiefe von 3-4 mm. Sobald die Nadel fest sitzt, drücke vorsichtig auf die Oberseite des Schwanzes, um die Durchblutung zu fördern.</li>
		<li>Entnehmen Sie einer Maus etwa 10 μl Blut und tragen Sie das gesammelte Blut vorsichtig auf den entsprechenden Teststreifen auf. Sobald das Blut absorbiert ist, zeigt das Glukosemessgerät sofort den Blutzuckerwert an.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Oraler Glukosetoleranztest (OGTT)14
<ol>
	<li>Vor OGTT können Sie jede Maus über Nacht 14 Stunden lang fasten, während sie uneingeschränkten Zugang zu Wasser hat.</li>
	<li>Bereiten Sie ca. 10 ml einer 20%igen Glukoselösung vor. Verabreichen Sie jeder Maus während der OGTT eine Dosis von 1 g/kg Glukose über eine orale Sonde.</li>
	<li>Überwachen Sie den Blutzuckerspiegel zu verschiedenen Zeitpunkten: sofort (0 min), 15 min, 30 min, 60 min und 120 min nach der Verabreichung.</li>
</ol>
4. Echokardiographische Beurteilung der Herzfunktion
<ol>
	<li>Führen Sie eine Echokardiographie an jeder Maus zu Studienbeginn (0 Wochen), 12 Wochen und 24 Wochen nach der Fütterung mit HFD oder ND durch.</li>
	<li>Vor der Echokardiographie wird die Maus durch Inhalation von 3 % Isofluran betäubt, das mit einem Anästhesiegerät mit 100 % Sauerstoff verabreicht wird. Stellen Sie sicher, dass die Maus keine Reaktion auf das Einklemmen der Haut mit einer Zahnpinzette oder die Stimulation ihrer Zehen und ihres Schwanzes zeigt. Tragen Sie tierärztliche Salbe auf die Augen auf, um Trockenheit während der Anästhesie zu verhindern.</li>
	<li>Positioniere die Maus auf einem Heizkissen, um die Körpertemperatur zu halten, und befestige ihre Krallen an einer Elektrode, um eine stabile Rückenlage zu gewährleisten. Passen Sie die Isoflurankonzentration für die Erhaltungsanästhesie zwischen 1 % und 2 % an, um eine Zielherzfrequenz von etwa 450 Schlägen pro Minute aufrechtzuerhalten.</li>
	<li>Entfernen Sie das Fell der Maus mit Enthaarungscreme und tragen Sie Ultraschallgel auf die Brust auf. Entfernen Sie die Enthaarungscreme und das Ultraschallgel mit steriler Kochsalzlösung nach der Echokardiographie.</li>
	<li>Beurteilen Sie die Herzfunktion und die strukturellen Parameter mit einer 50 MHz Sonde.<ol>
		<li>Um eine optimale Ansicht der Längsachse des linken Ventrikels (LV) zu erhalten, positionieren Sie die Sonde auf der linken Seite des Brustkorbs des Tieres.</li>
		<li>Drehen Sie die Sonde je nach individueller Anatomie gegen den Uhrzeigersinn zwischen 15° und 45° relativ zur linken parasternalen Linie, wobei die Kerbe zur rechten Schulter zeigt. Passen Sie die x-Achse und die y-Achse im B-Modus15 an. HINWEIS: Eine geeignete LV-Längsachsenansicht sollte Folgendes umfassen: (i) die Aortenklappe und die Aortenwurzel; (ii) die LV-Kammer befindet sich in der Mitte des Blicks; iii) Die Achse von der Basis bis zur Spitze sollte parallel zu dem Wandler16 verlaufen.</li>
		<li>Drücken Sie den M-Modus 2x, um die Messlinie anzuzeigen. Positionieren Sie diese Linie auf Höhe des Papillarmuskels. Führen Sie anschließend Messungen für mindestens drei aufeinanderfolgende Herzschläge durch, um die Genauigkeit sicherzustellen. Tippen Sie auf Clip speichern , um den Cine-Loop in der Serie zu speichern.</li>
		<li>Identifizieren Sie die endsystolische Dimension als die Phase, die mit der EKG-T-Welle zusammenfiel, und bestimmen Sie die enddiastolische Dimension als die Phase, die der EKG-R-Welle entspricht.</li>
		<li>Neigen Sie das Bedienpad, so dass die obere linke Ecke am unteren und die untere rechte Ecke am höchsten ist. Stellen Sie die Sonde so ein, dass sie in Richtung der Herzspitze der Maus parallel zur Längsachse des Herzens eindringt, um eine transapikale Vier-Kammer-Ansicht zu erhalten.</li>
		<li>Wählen Sie nacheinander die Modi C (Farbdoppler) und PW (PW-Doppler), platzieren Sie das Probenvolumen am höchsten Geschwindigkeitspunkt, passen Sie die Probenahmerichtung an die Richtung des Blutflusses an und zeichnen Sie hämodynamische Informationen der Mitralklappe (E- und A-Welle) auf16. Tippen Sie auf Clip speichern, um den Cine-Loop in der Serie zu speichern.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Stoppen Sie die Isofluran-Inhalation, damit die Mäuse wieder zu Bewusstsein kommen. Bringen Sie die Tiere in ihre Käfige zurück, die in einer kontrollierten Umgebung mit einem 12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklus bei 0 und 12 Wochen untergebracht sind. Nach der 24-wöchigen echokardiographischen Untersuchung werden die Mäuse durch Gebärmutterhalsdislokation nach Isofluran-Inhalation human eingeschläfert.</li>
	<li>Führen Sie die Analyse der Ejektionsfraktion (EF), der Fraktionsverkürzung (FS), der linksventrikulären Hinterwand (LVPW), des linksventrikulären Innendurchmessers (LVID), des interventrikulären Septums (IVS) und des E/A-Verhältnisses mit dem Workstation-Dongle durch.</li>
</ol>
5. Histologische Färbung
<ol>
	<li>Nach Abschluss der echokardiographischen Analyse nach 24 Wochen wird die Maus durch Rückenmarksluxation nach Isofluran-Inhalation eingeschläfert.</li>
	<li>Präparieren Sie die Maus mit einer Augenschere und einer Pinzette. Trennen Sie die Rippen vorsichtig, um eine vollständige Freilegung des Herzens zu gewährleisten.</li>
	<li>Perfundierten Sie das Herz durch die Spitze mit Kochsalzlösung, bis die Leber blass wird, was auf eine erfolgreiche Durchblutung hinweist. Entfernen Sie das Herz und spülen Sie es gründlich mit Kochsalzlösung aus, um eine vollständige Blutentnahme zu gewährleisten.</li>
	<li>Führen Sie die Paraffineinbettungdurch 17.<ol>
		<li>Fixieren Sie das Herz mit 4% Formalin bei RT für mindestens 24 h.</li>
		<li>Stellen Sie die Dörrbox mit dem Herzen in einen Dörrautomaten, um einen allmählichen Dehydratisierungsprozess mit Gradientenalkohol und Wachsauslaugung bei 65 °C durchzuführen.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Gewebeschnitte vorbereiten17.<ol>
		<li>Legen Sie den zugeschnittenen Wachsblock mit den Papillarmuskeln zum Schneiden in ein Mikrotom mit einer Dicke von 4 μm und lagern Sie ihn zur pathologischen Färbung bei RT.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Führen Sie die Färbung mit MassonsTrichrom-18 - und Weizenkeim-Agglutinin-Färbung (WGA)19 durch.</li>
</ol>

<meta charset="utf8"></head><body>Mausmodell für diabetische Kardiomyopathie mittels fettreicher Diät und STZ-Injektion

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</ol>

<table><tbody><tr><td>Ultrosound-System für Tiere</td><td>Fujifilm Visual Sonics</td><td>VEVO 3100</td><td>Echokardiographie</td></tr><tr><td>Blutzuckermessgerät</td><td>Yuwell</td><td>GU100</td><td>Beurteilung des Blutzuckerspiegels</td></tr><tr><td>Zitronensäure</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>251275</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>RWD Life Science</td><td>R510-22</td><td>Anästhesie</td></tr><tr><td>Isofluran-Verdampfer</td><td>RWD Life Science</td><td>R500</td><td>Anästhesie</td></tr><tr><td>Mausinsulin (INS) ELISA Kit</td><td>Wuhan Feiyue Biotechnology Co., Ltd</td><td>FY-EM14029</td><td>Bewerten Sie den Seruminsulinspiegel</td></tr><tr><td>Nair Haarentfernungscreme</td><td>Nair</td><td>255g</td><td>Entfernen Sie das Fell der Maus</td></tr><tr><td>Nagetierdiät mit 60% kcal Fett</td><td>Research Diets Inc</td><td>D12492</td><td>Fettreiche Diät Fütterung</td></tr><tr><td>Natriumcitrat</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S4641</td><td></td></tr><tr><td>Sterilfilter</td><td>Merck Millipore</td><td>SLHV033N</td><td></td></tr><tr><td>Streptozocin</td><td>Solarbio</td><td>S8050</td><td></td></tr><tr><td>Ultraschallgel</td><td>Keppler</td><td>KL-250</td><td>Echokardiographie-Workstation</td></tr><tr><td>Dongle</td><td>Fujifilm Visual Sonics</td><td>Vevo LAB</td><td>Echokardiographische Datenanalyse</td></tr></tbody></table>

modellierung und bewertung des modells der murinen diabetischen kardiomyopathie

Modeling and Evaluation of Murine Diabetic Cardiomyopathy Model

Diese Studie beinhaltete die zufällige Einteilung von Mäusen in zwei Gruppen: die ND-Gruppe und die HFD/STZ-Gruppe, mit 6 Mäusen in jeder Gruppe. Nach der abschließenden Echokardiographie und den OGTT-Tests 24 Wochen nach der Fütterung wurden die Mäuse euthanatisiert, um ihr Herzgewebe für eine histologische Beurteilung zu entnehmen.
HFD/STZ verursachte eine deutliche Körpergewichtszunahme, die nach 12 Wochen ihren Höhepunkt erreichte und im Vergleich zur ND-Gruppe signifikant höher war. Nach der Verabreichung von STZ wurde bei den Mäusen der HFD/STZ-Gruppe eine deutliche Abnahme des Körpergewichts beobachtet. Im Gegensatz dazu nahmen die Mäuse in der ND-Gruppe über den folgenden Zeitraum von 12 Wochen stetig an Körpergewicht zu (Abbildung 2A). Die zufälligen Blutzuckerspiegel der HFD/STZ-Gruppe waren während der gesamten Fütterungszeit immer signifikant höher als die der ND-Gruppe (Abbildung 2B). Die OGTT-Kurve der HFD/STZ-Gruppe war deutlich höher als die der ND-Gruppe. Es zeigte sich, dass der Blutzuckerspiegel in beiden Gruppen nach 15 Minuten erreichte und dann abnahm (Abbildung 2C,D). Im Verlauf der Studie waren die Seruminsulinspiegel in der ND-Gruppe in den ersten 12 Wochen zunächst höher als in der HFD-Gruppe. Nach der Verabreichung von STZ wurde jedoch ein umgekehrter Trend bei den Seruminsulinspiegeln beobachtet (Abbildung 2E, F).
Herzen, die einer HFD/STZ ausgesetzt waren, zeigten im Vergleich zur ND-Gruppe sowohl eine diastolische als auch eine systolische Dysfunktion, die sich als schwache Amplitude des interventrikulären Septums (IVS) und der Pulsation der linksventrikulären hinteren Wand (LVPW) (Abbildung 3), verminderte Ejektionsfraktion (EF) und fraktionelle Verkürzung (FS) (Abbildung 4A,B), erhöhte enddiastolische linksventrikuläre interne Dimension (LVID), infrassierte IVS und LVPW (Abbildung 4C,D,E) zeigte. und verringertes E/A-Verhältnis (Abbildung 4F) in der HFD/STZ-Gruppe innerhalb von 24 Wochen.
Der kardiale Umbau, der auf Stoffwechselstörungen zurückzuführen ist, ist in Abbildung 5A,B dargestellt. Eine histologische Untersuchung ergab einen Anstieg der kardialen Fibrose und des Anteils der von Kardiomyozyten besetzten Fläche innerhalb der HFD/STZ-Gruppe im Vergleich zur ND-Gruppe (Abbildung 5C).
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67189/67189fig02.jpg"> 
Abbildung 2: Veränderung des Körpergewichts, des zufälligen Blutzuckers, des OGTT und des Seruminsulinspiegels während der Fütterungszeit. (A) Verschiebung des Körpergewichts von Mäusen während der Fütterungszeit. Die Gewichtskurve zeigte vor 12 Wochen ein ähnliches Aufwärtsmuster, wobei in der Gruppe eine steilere Steigung beobachtet wurde. Nach dem 12-wöchigen Zeitraum wurde in der HFD/STZ-Gruppe eine bemerkenswerte Gewichtsreduktion beobachtet, während die ND-Gruppe ihren Aufwärtstrend bei der Gewichtszunahme beibehielt. (B) Zufällige Blutzuckerspiegel änderten sich während der Fütterungszeit. Der Blutzuckerspiegel blieb in der ND-Gruppe stabil, während er in der HFD/STZ-Gruppe weiter anstieg, mit einem deutlichen Anstieg nach 12 Wochen. (C) und (D) Blutzuckerspiegel während der OGTT bei 12- und 24-wöchiger Fütterung. (E,F) Seruminsulinspiegel nach 12 Wochen und 24 Wochen für die ND- und HFD/STZ-Gruppe. Nach 12-wöchigen Experimenten zeigte der Insulinspiegel in der HFD/STZ-Gruppe einen bemerkenswerten Anstieg im Vergleich zur ND-Gruppe. Nach 24 Wochen kehrte sich dieser Trend jedoch um, wobei der Insulinspiegel in der HFD/STZ-Gruppe deutlich niedriger war als in der ND-Gruppe. Die Daten werden als Mittelwert ± SD dargestellt. Die P-Werte wurden durch ungepaarten t-Test berechnet. **: P &lt; 0,01, ***: P &lt; 0,001, ****: P &lt; 0,0001; ND (n = 6) vs. HFD/STZ (n = 6). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67189/67189fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67189/67189fig03.jpg"> 
Abbildung 3: Repräsentative M-Mode-Echokardiographie und E/A-Welle der Mitralklappe nach 0, 12 und 24 Wochen. Es gab Unterschiede in der Höhe der E- und A-Peaks zwischen den beiden Gruppen, wobei der E-Peak &gt; der A-Peak nach 0 Wochen und der E-Peak in der HFD/STZ-Gruppe nach 24 Wochen fast gleich dem A-Peak war. Der M-Mode-Farbdoppler-Ultraschall zeigte, dass die Amplitude der IVS- und LVPW-Pulsation in der HFD/STZ-Gruppe nach 12 und 24 Wochen schwächer war. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67189/67189fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67189/67189fig04.jpg"> 
Abbildung 4: Quantitative Ergebnisse der kardialen Struktur und Funktion. (A) Ejektionsfraktionen (EF); (B) Bruchteils-Leerverkäufe (FS); (C) Linksventrikulärer enddiastolischer Innendurchmesser (LVID, d); (D) Interventrikuläres enddiastolisches Septum (IVS, d); (E) Linksventrikuläre enddiastolische Hinterwand (LVPW, d); (F) E/A-Verhältnis. Nach 12 Wochen zeigte die HFD/STZ-Gruppe eine diastolische Dysfunktion, die sich in einem erhöhten LBID- und E/A-Verhältnis und einer normalen EF manifestierte. Nach 24 Wochen nahmen sowohl die systolischen als auch die diastolischen Funktionen ab, was zu einer Verdickung von LVPW und IVS, einer signifikanten Abnahme von EF und FS, einem weiteren Anstieg der LVID und einer weiteren Abnahme des E/A-Verhältnisses führte. Die Daten werden als Mittelwert ± SD dargestellt. Die P-Werte wurden durch ungepaarten t-Test berechnet. *: P &lt; 0,05, **: P &lt; 0,01, ***: P &lt; 0,001, ****: P &lt; 0,0001; ND (n = 6) vs. HFD/STZ (n = 6). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67189/67189fig04large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67189/67189fig05.jpg"> 
Abbildung 5: Mäuse in der HFD/STZ-Gruppe führen nach 24 Wochen zu einem kardialen Remodeling. (A) Repräsentative WGA-Färbung von Herzgewebe in jeder Gruppe. (B) Repräsentative Masson-Färbung von Herzgewebe in jeder Gruppe. (C,D) Quantifizierte Querschnittsfläche und fibrotische Fläche des LV. Signifikant erhöhte Fibrose und kardiale Hypertrophie wurden in der HFD/STZ-Gruppe im Vergleich zur ND-Gruppe beobachtet. Die Daten werden als Mittelwert ± SD dargestellt. Die P-Werte wurden durch ungepaarten t-Test berechnet. : P &lt; 0,001, ****: P &lt; 0,0001; ND (n=6) vs. HFD/STZ (n=6). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67189/67189fig05large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>

Modellierung und Bewertung des Modells der murinen diabetischen Kardiomyopathie

The underlying pathophysiological mechanisms of diabetic cardiomyopathy (DbCM), a leading cause of mortality among patients with type 2 diabetes mellitus ...

modeling-and-evaluation-of-murine-diabetic-cardiomyopathy-model

Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Beschrieben ist ein Protokoll zur Etablierung eines Doxorubicin-induzierten dilatativen Kardiomyopathie-Modells (DCM) bei Mäusen durch intraperitoneale Langzeitinjektion von Doxorubicin.

Ein Doxorubicin-induziertes Murinmodell der dilatativen Kardiomyopathie in vivo

Das vorliegende Protokoll beschreibt die Bestimmung der Druck-Volumen-Beziehung durch transösophageale Stimulation, die als wertvolles Werkzeug zur Beurteilung der diastolischen Funktion in Mausmodellen der Herzinsuffizienz dient.

Ein schrittmachergesteuertes Verfahren zur Beurteilung herzfrequenzabhängiger diastolischer Funktionen in murinen Herzinsuffizienzmodellen

Dieses Protokoll stellt einen detaillierten Ansatz zur Replikation eines Mausmodells der Hyperlipidämie-induzierten Herzinsuffizienz mit erhaltener Ejektionsfraktion (HFpEF) vor. Das Design kombiniert die Verabreichung des Adeno-assoziierten Virus 9-kardialen Troponin-T-Low-Density-Lipoprotein-Rezeptors (AAV9-cTnT-LDLR) und Poloxamer-407 (P-407).

Ein Mausmodell der Hyperlipidämie-induzierten Herzinsuffizienz mit erhaltener Ejektionsfraktion

Hier stellen wir ein Protokoll zur Etablierung eines Mausmodells der diabetischen Kardiomyopathie und ein Maus-Elektroakupunktur-Fixierungsgerät für die Anwendung der Elektroakupunktur bei Mäusen vor, das die Mäuse während der Behandlung schonender fixieren kann.

Herstellung von Maus-Elektroakupunktur-Fixierungsgeräten für die Elektroakupunktur-Vorbehandlung bei diabetischer Kardiomyopathie Mausmodell

Eine standardisierte Maus-Modell der Subarachnoidalblutung durch intraluminale Kreis von Willis Perforation beschrieben. Schiff Perforation und Subarachnoidalblutung durch intrakranielle Drucküberwachung überwacht. Neben verschiedenen Vitalparameter erfasst und gesteuert werden, um physiologische Bedingungen aufrecht zu erhalten.

Einem Mausmodell der Subarachnoidalblutung

Hier beschreiben wir die Einzelheiten des Verfahrens der intestinalen Ischämie-Reperfusion bei Mäusen, die ohne Mortalität in reproduzierbarer Verletzungen führt die Standardisierung dieser Technik auf dem Gebiet zu fördern. Dieses Modell der intestinalen Ischämie-Reperfusions-Verletzung kann die zellulären und molekularen Mechanismen der Schädigung und Regeneration zu studieren verwendet werden.

Murine Modell der intestinalen Ischämie-Reperfusionsschaden

Fettgewebe Stammzellen (ASC) leicht zu isolieren und aus dem Fett von normalen Ratten geerntet. ASC Blätter können mit Handy-Blatt Engineering erstellt werden und können in Zucker Diabetiker fetthaltige Ratten ausstellenden voll-dicke Haut Mängel mit freiliegenden Knochen und dann bedeckt mit einem Bilayer künstlicher Haut transplantiert werden.

Schaffung und Transplantation von einem Fettgewebe-derived Stem Cell (ASC) Blatt in einem diabetischen Wundheilung Modell

Dieses Manuskript beschreibt einen murinen calvarial Osteolyse Modell durch die Einwirkung von CoCrMo Partikel, die ideale Tiermodell für die Beurteilung der Wechselwirkungen zwischen Abriebpartikeln und verschiedenen Zellen in aseptischen Lockerung darstellt.

Konstruktion und Evaluation eines murinen Calvarial Osteolyse-Modells durch die Einwirkung von CoCrMo Partikel in aseptischen Lockerung

Hier präsentieren wir Ihnen ein Protokoll zur Tachykardie-induzierten Kardiomyopathie bei Schweinen zu produzieren. Dieses Modell stellt einen potenten Weg, um die Hämodynamik der progressiven chronischen Herzinsuffizienz und die Auswirkungen der angewandten Behandlung zu studieren.

Tachykardie-induzierten Kardiomyopathie als Vorbild chronischer Herzinsuffizienz bei Schweinen

Eine Methode zur Erzeugung einer Doxorubicin-induzierten Kardiomyopathie-Modell im Erwachsenen Zebrafisch (Danio Rerio) wird hier beschrieben. Zwei alternative Möglichkeiten, intraperitoneale Injektion werden vorgestellt und Bedingungen zur Verringerung der Unterschiede zwischen den verschiedenen Versuchsgruppen werden diskutiert.

Doxorubicin-induzierten Kardiomyopathie Model in Erwachsenen Zebrafisch

Erfahren Sie die Modellierung der diabetischen Kardiomyopathie bei Mäusen durch Hochfettdiät und Streptozotocin-Injektionen. Diese kosteneffiziente Methode ermöglicht die Untersuchung kardialer Dysfunktion und struktureller Veränderungen.

Modellierung und Bewertung des Modells der murinen diabetischen Kardiomyopathie

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