Name: Etablierung eines Mausmodells für den Kammerwassermangel Trockenes Auge (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-11-01T14:40:00.000+00:00
Duration: 5 min 21 s
Description: Lernen Sie die Etablierung eines Mausmodells für Kammerwassermangel-Trockenes Auge durch Exzision der extraorbitalen und infraorbitalen Tränendrüsen. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung schwerer Trockenheits-Syndrome mit minimalem operativen Trauma.

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Diese Studie wurde teilweise unterstützt von den Guizhou Provincial Science and Technology Projects (QKHJC-ZK[2024]ZD043), dem Fujian Provincial Science Fund for Distinguished Young Scholars (2023J06053 [zu S.O]), der Natural Science Foundation of China (Nr.82101084 [zu S.O.] und dem China Scholarship Council (CSC, 202306310049 [zu Y.W.]).

Weibliche C57BL/6 (C57) Mäuse im Alter von 7-8 Wochen wurden in dieser Studie verwendet. Alle Verfahren entsprachen den ARVO-Richtlinien für die Verwendung von Tieren in der Augen- und Sehforschung und wurden von der Tierethikkommission der Medizinischen Universität Guizhou genehmigt (Zulassung Nr. 2305193). Unter einer Spaltlampenuntersuchung wurden keine Läsionen der Augenoberfläche beobachtet.
1. Präoperative Schritte
<ol>
	<li>Sterilisieren Sie die Instrumente mit einem Schnellsterilisator: Nadelhalter, eine 5-0-Nahtnadel mit Faden, eine chirurgische Augenschere und eine Pinzette.</li>
	<li>Betäuben Sie die Maus mit 1,25% Avertin durch intraperitoneale Injektion in einer Dosis von 0,3 ml/100 g.</li>
	<li>Platzieren Sie die Maus nach Abschluss der Anästhesie in der Position des lateralen Dekubitus und entfernen Sie die Haare aus dem Operationsbereich. Meloxicam 20 mg/kg intraperitoneal 30 min präoperativ verabreichen, mit nachfolgenden Dosen alle 8 h postoperativ.</li>
	<li>Desinfizieren Sie das Operationsfeld mit drei abwechselnden Anwendungen von Jodophor und Alkohol.</li>
	<li>Etablierung des Modells des trockenen Auges
	<ol>
		<li>Platzieren Sie die Maus in der Position des seitlichen Dekubitus. Legen Sie den Operationsbereich unter einem Operationsmikroskop frei.</li>
		<li>Bestätigen Sie die Tiefe der Anästhesie durch eine Zehenklemme, bevor Sie den Schnitt vornehmen. Klemmen Sie die Haut auf der rechten Seite des Gesichts der Maus mit einer Zahnzange fest und machen Sie einen Schnitt in der Mitte der Linie, die die äußere Ohrmuschel und die Unterkieferlinie mit dem inneren Augenwinkel schneidet. Legen Sie das Muskelgewebe frei; Entfernen Sie das am Muskel befindliche ELG vorsichtig.</li>
		<li>Verlängern Sie den Hautschnitt bis zum inneren Augenwinkel, trennen Sie den Muskel stumpf und lokalisieren Sie die hellrote Drüse unter dem Muskel. Ziehen Sie das ILG ab und entfernen Sie es.</li>
		<li>Nähen Sie den Schnitt mit einem vorsterilisierten 5-0-Nylon-Nahtmaterial mit einer aufgesetzten Nadel mit Hilfe eines Nadelhalters, einer ophthalmochirurgischen Schere und einer Pinzette.</li>
		<li>Tragen Sie am Ende der Operation Ofloxacin-Salbe auf, um eine Infektion zu verhindern.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Nach dem Entfernen des einseitigen ELG und ILG werden die Mäuse in eine Umgebung mit einem rhythmischen Hell-Dunkel-Zyklus von 12:12 h mit freiem Zugang zu Futter und Wasser gebracht. Dadurch entsteht ein einseitiges Modell des trockenen Auges, während das kontralaterale Auge mit inneren und äußeren Tränendrüsen als normale Kontrollgruppe dient.</li>
</ol>
2. Messung der Tränenproduktion
<ol>
	<li>Betäuben Sie die Maus intraperitoneal mit 1,25 % Avertin in einer Dosis von 0,3 ml/100 g.</li>
	<li>Führen Sie die Messung der Tränensekretion mit gut verpackten und kommerziell sterilisierten Phenolrotfäden unter Vollnarkose durch.</li>
	<li>Ziehen Sie das zu messende untere Augenlid vorsichtig nach unten. Positionieren Sie die Spitze des phenolroten Fadens in das innere und äußere Drittel des unteren Augenlids und starten Sie den Timer sofort.</li>
	<li>Führen Sie den Test jeweils an einem Auge für eine Dauer von 15 s durch.</li>
	<li>Ziehen Sie nach der vorgegebenen Zeit das untere Augenlid vorsichtig zurück und entfernen Sie vorsichtig den phenolroten Faden nach unten.</li>
	<li>Verwenden Sie die Skala auf dem Außenbeutel des roten Phenolfadens, um von der Oberseite des Fadens bis zum gesamten roten Teil zu messen.</li>
	<li>Verwenden Sie eine elektronische Stoppuhr, um die Dauer des Tests genau aufzuzeichnen.</li>
</ol>
3. Vorbereitung von eingefrorenen Gewebescheiben
<ol>
	<li>Führen Sie bei den Mäusen nach der Erstickung mit CO2 eine schnelle Gebärmutterhalsdislokation durch.</li>
	<li>Benutze eine Schere und eine Pinzette, um die Augäpfel vorsichtig herauszuziehen.</li>
	<li>Betten Sie die Augäpfel in eine Verbindung mit optimaler Schnitttemperatur ein und verwenden Sie ein gefrorenes Mikrotom, um gefrierende Gewebescheiben mit einer Dicke von 5-7 μm zu erhalten28.</li>
	<li>Lagern Sie alle Objektträger in einer Probenbox bei Raumtemperatur für ca. 30 min. Anschließend werden sie in einen Ultratiefkühlschrank bei -80 °C umgestellt.</li>
</ol>
4. Hämatoxylin- und Eosin-Färbung (H&E)
<ol>
	<li>Nehmen Sie gefrorene Gewebescheiben aus dem Ultratiefkühlschrank, legen Sie sie flach in eine Taschentuchbox und trocknen Sie sie in einem Abzug.</li>
	<li>Die Scheiben mit 1x PBS waschen, 5 min abdecken und dann das PBS entfernen. Decken Sie die Probe mit 4 % Paraformaldehyd ab und achten Sie darauf, dass der Deckel geschlossen ist, um eine Verdunstung zu verhindern. Nach 15 min bei Raumtemperatur spülen Sie die Proben 3 x 5 min in 1x PBS.</li>
	<li>Legen Sie die Probe in ein Gestell und tauchen Sie sie 5 Minuten lang in 0,5%igen Hämatoxylin-Farbstoff</li>.
	<li>Spülen Sie die Probe 5 Minuten lang mit Leitungswasser ab, um überschüssige Farbe abzuwaschen. Tauchen Sie es anschließend 1-2 s lang in 0,1%igen Salzsäurealkohol, um die Unterscheidung zu erleichtern.</li>
	<li>Legen Sie den Probenhalter für 15 Minuten in Leitungswasser, um die unspezifischen Flecken zu entfernen.</li>
	<li>Lassen Sie überschüssiges Wasser ab und tauchen Sie die Probe 3 Minuten lang in 0,05%ige Eosin-Färbelösung.</li>
	<li>Waschen Sie die Probe in Leitungswasser und tauchen Sie sie nacheinander 2 Minuten lang in 75%, 80%, 95% und zwei Runden 100%igen Alkohol.</li>
	<li>Tauchen Sie den Probenhalter für jeweils 2 Minuten in zwei Runden Xylol.</li>
	<li>Legen Sie den Halter zum Trocknen in einen Abzug und montieren Sie die Probe mit Einbettmedium, um Beschädigungen und Blasenbildung zu vermeiden.</li>
	<li>Lagern Sie die gefärbten Proben in einer Box bei Raumtemperatur und fotografieren Sie sie mit einem Biomikrografie-System.</li>
</ol>
5. Immunfluoreszenz-Färbung
<ol>
	<li>Nehmen Sie die Probe aus dem Gefrierschrank, legen Sie sie flach in die Box und trocknen Sie sie in der Haube.</li>
	<li>Waschen Sie die Probe mit 1x PBS, decken Sie sie 5 Minuten lang ab und saugen Sie die überschüssige Flüssigkeit ab. Decken Sie die Probe mit 4 % Paraformaldehyd ab, geben Sie Wasser in die immunhistochemische Nassbox und schließen Sie den Deckel, um eine Verdunstung zu verhindern. Lassen Sie es 15 Minuten bei Raumtemperatur ziehen; Spülen Sie die Probe dann 3 x 5 min in 1x PBS. 
	HINWEIS: Behandeln Sie die Probe während dieses Vorgangs vorsichtig.</li>
	<li>Entfernen Sie überschüssiges PBS von der Probenoberfläche und wischen Sie die Restflüssigkeit vorsichtig mit Filterpapier um den Gewebeabschnitt herum. Die Probenoberfläche mit einer Zellpermeabilisierungslösung (0,2 % Triton X-100) bedecken und 20 Minuten bei Raumtemperatur inkubieren, um die Membran zu permeabilisieren.</li>
	<li>Entfernen Sie die Permeabilisierungslösung und spülen Sie die Probe 3 x 5 min mit 1x PBS.</li>
	<li>Gießen Sie das PBS von der Probenoberfläche aus und wischen Sie die Restflüssigkeit vorsichtig mit Filterpapier um den Gewebeabschnitt herum ab. Decken Sie die Probe mit vorgewärmter Blockierlösung (2 % BSA) ab. Schließen Sie den Deckel, um eine Verdunstung zu verhindern, und inkubieren Sie ihn 1 h lang bei Raumtemperatur.</li>
	<li>Während des Blockierungsprozesses wählen Sie den geeigneten Antikörper entsprechend den experimentellen Anforderungen aus, bereiten Sie den Primärantikörper mit Immunfluoreszenz-Antikörperverdünnungsmittel (1 % BSA) gemäß dem empfohlenen Verhältnis vor und zentrifugieren Sie den vorbereiteten Primärantikörper in einer 4 °C-Zentrifuge bei 2.000 × g, 10 min. 
	HINWEIS: Alle oben genannten Geräte werden auf Eis oder bei niedrigen Temperaturen betrieben. Es wird empfohlen, etwa 120 μl Primärantikörper pro Probe zu verwenden.</li>
	<li>Verwerfen Sie den primären Antikörper oder gießen Sie ihn ab. Waschen Sie die Probe 3 x 10 min mit 1x PBS-Puffer. Nach dem Abgießen des PBS spülen Sie die Probe mit frischem 1x PBS aus. Stellen Sie sicher, dass das PBS den Objektträger während des ersten Spülgangs abdeckt.</li>
	<li>Während der Primärantikörper gespült wird, wählen Sie den geeigneten Sekundärantikörper anhand seiner Kategorie aus. Verdünnen Sie es mit 1 % BSA-Verdünnungsmittel im Verhältnis 1:300. Der vorbereitete Antikörper wird in einer Zentrifuge bei 4 °C 2 000 × g 10 min lang geschleudert. Führen Sie den gesamten Vorgang auf Eis oder bei niedriger Temperatur im Dunkeln durch.</li>
	<li>Spülen Sie den Objektträger mit PBS ab, wischen Sie die Flüssigkeit vorsichtig mit Filterpapier um die Probe herum, verwenden Sie eine Saugpumpe, um die verbleibende Flüssigkeit aufzusaugen, und geben Sie den vorbereiteten Sekundärantikörper schnell in die Probe. Abdecken und 1 h bei Raumtemperatur inkubieren. Stellen Sie sicher, dass alle Prozesse im Dunkeln durchgeführt werden.</li>
	<li>Entsorgen Sie den Sekundärantikörper, spülen Sie ihn mit 1x PBS-Puffer aus und waschen Sie ihn 3 x 10 Minuten. Stellen Sie sicher, dass der PBS den Objektträger vollständig bedeckt. Gehen Sie vorsichtig mit der Probe um, um ein Ausspülen zu vermeiden.</li>
	<li>Gießen Sie das 1x PBS ab, wischen Sie überschüssige Flüssigkeit mit Filterpapier ab, verwenden Sie eine Saugpumpe, um die restliche Flüssigkeit zu entfernen, und montieren Sie die Probe mit einem Einbettmedium, das DAPI enthält. Legen Sie den Deckel auf die Gleitplatte und lagern Sie ihn in einem 4° C Gefrierschrank, mit Alufolie vor Licht geschützt. Achten Sie darauf, die Probe nicht zu beschädigen und Luftblasen zu bilden.</li>
	<li>Fotografieren Sie die gefärbte Probe mit einem konfokalen Laser- oder aufrechten Fluoreszenzmikroskop. Stellen Sie sicher, dass die Bildgebung innerhalb einer Woche durchgeführt wird, um eine Fluoreszenzlöschung zu verhindern.</li>
</ol>
6. Extraktion von Hornhaut-mRNA
<ol>
	<li>Führen Sie bei den Mäusen nach der Erstickung mit CO2 eine schnelle Gebärmutterhalsdislokation durch. Verwenden Sie dann eine Schere und eine Pinzette, um die Augäpfel vorsichtig zu extrahieren, waschen Sie sie 3x in 1x PBS und legen Sie den Augapfel in eine Petrischale, die 1x PBS enthält.</li>
	<li>Schneide unter dem Mikroskop mit einer Schere und einer Pinzette den Augapfel vom hinteren Pol des Augapfels ab, um die Linse zu trennen. Reinigen Sie die überschüssige Sklera und Iris, aber lassen Sie die 0,5 mm weiße Sklera und die gesamte Hornhaut. Extrahieren Sie die mRNA aus den Augäpfeln der Maus mit einem RNA-Extraktionskit gemäß den Anweisungen.</li>
</ol>
7. Reverse Transkriptions-PCR
<ol>
	<li>Bestimmen Sie vor der reversen Transkription die RNA-Konzentration mit einem UV-Spektrophotometer.</li>
	<li>Nehmen Sie 1 mg RNA basierend auf der gemessenen RNA-Konzentration. Führen Sie die reverse Transkriptionsreaktion mit einem reversen Transkriptionskit durch.</li>
	<li>Nach Zugabe der Reaktionskomponenten geben Sie die Mischung in ein 200-μl-Zentrifugenröhrchen, mischen sie unter leichtem Schütteln, zentrifugieren Sie bei niedriger Geschwindigkeit, um Luftblasen zu vermeiden, und geben Sie sie sofort zur Reaktion in einen normalen Thermocycler.</li>
	<li>Analysieren Sie die cDNA aus dem reversen Transkriptionsprozess direkt per real-time PCR oder lagern Sie sie in einem -20 °C heißen Gefrierschrank.</li>
</ol>
8. Quantitative PCR-Reaktionen in Echtzeit (qRT-PCR)
<ol>
	<li>Richten Sie ein 10-μl-Reaktionssystem gemäß den Anweisungen ein, die mit dem Real-Time-PCR-Kit geliefert wurden29: 3,6 μl DEPC-behandeltes Wasser, Sense-Primer 0,2 μM, Anti-Sense-Primer 0,2 μM, 1 μl cDNA, 5 μl Mix. Siehe Tabelle 1 für Details zu den Primern.</li>
	<li>Je nach Gruppierung der Experimente wird das Reaktionssystem in eine 96-Well-Platte oder ein Acht-Streifen-Röhrchen für die qRT-PCR gegeben. Sobald das qRT-PCR-System konfiguriert ist, stellen Sie sicher, dass die Mischung gut vermischt ist, und verwenden Sie eine Tischzentrifuge für eine kurze Zentrifugation, um die Flüssigkeit von der Röhrchenwand abzuschütteln. Überprüfen Sie das Röhrchen vor der qRT-PCR immer auf Luftblasen.</li>
	<li>Führen Sie die Reaktion in dreifacher Ausfertigung durch und berechnen Sie die durchschnittliche Ct (Zyklusschwelle).</li>
</ol>

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<li>Mao, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Downregulation+of+p38+mapk+signaling+pathway+ameliorates+tissue-engineered+corneal+epithelium%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+A%22%5BJournal%5D)">Downregulation of p38 mapk signaling pathway ameliorates tissue-engineered corneal epithelium.</a> Tissue Eng Part A. 28 (23-24), 977-989 (2022).</li>
<li>Mcnamara, N. A., Gallup, M., Porco, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishing+pax6+as+a+biomarker+to+detect+early+loss+of+ocular+phenotype+in+human+patients+with+sjogren%27s+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Invest+Ophthalmol+Vis+Sci%22%5BJournal%5D)">Establishing pax6 as a biomarker to detect early loss of ocular phenotype in human patients with sjogren's syndrome.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 55 (11), 7079-7084 (2014).</li>
<li>Thacker, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Benzalkonium+chloride-induced+dry+eye+disease+animal+models%3A+Current+understanding+and+potential+for+translational+research%5BTitle%5D)+AND+%22Indian+J+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Benzalkonium chloride-induced dry eye disease animal models: Current understanding and potential for translational research.</a> Indian J Ophthalmol. 71 (4), 1256-1262 (2023).</li>
<li>Singh, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Developing+a+model+for+aqueous+deficient+dry+eye+secondary+to+periglandular+cicatrizing+conjunctivitis%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">Developing a model for aqueous deficient dry eye secondary to periglandular cicatrizing conjunctivitis.</a> Exp Eye Res. 244, 109949(2024).</li>
<li>Singh, S., Sharma, S., Basu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rabbit+models+of+dry+eye+disease%3A+Current+understanding+and+unmet+needs+for+translational+research%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">Rabbit models of dry eye disease: Current understanding and unmet needs for translational research.</a> Exp Eye Res. 206, 108538(2021).</li>
</ol>

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

Wir haben erfolgreich ein Mausmodell für die wässrige Mangelkrankheit des trockenen Auges etabliert, indem wir sowohl das ELG als auch das ILG chirurgisch herausgeschnitten haben, mit dem Ziel, Veränderungen der Augenoberfläche unter den Bedingungen der Kammerwassermangelkrankheit des trockenen Auges zu untersuchen. Wir dokumentierten akribisch die morphologischen und physiologischen Veränderungen, die in diesem Mausmodell des trockenen Auges beobachtet wurden, die aus der doppelten Exzision von ELG und ILG resultierten....

Das Trockene Auge ist weltweit die häufigste Erkrankung der Augenoberfläche, mit schätzungsweise 5% bis 50% der Bevölkerung, die an der Krankheit leiden1. Augentrockenheit und Beschwerden, die durch trockene Augen verursacht werden, können, wenn sie anhalten, zu Sehstörungen und instabilen Tränenfilmen führen, was wiederum zu Schäden an der Augenoberfläche führt2. Einige Patienten mit trockenem Auge können sogar unter chronischen Schmerzen leiden2.
Gemäß dem 2017 TFOS DEWS II Dry Eye Consensus ist das trockene Auge eine komplexe Erkrankung, die mehrere Faktoren umfasst und durch die Störung des natürlichen Gleichgewichts des Tränenfilms gekennzeichnet ist. Dieser Zustand wird von einer Reihe von Augensymptomen, einer Instabilität des Tränenfilms, einer erhöhten Osmolarität der Tränen, Entzündungen und Schäden an der Augenoberfläche sowie neuropathischen Schmerzen begleitet, die für das Verständnis des Fortschreitens der Krankheit entscheidend sind3. In dieser Rückkopplungsschleife kann das trockene Auge die Epithelzellen der Hornhaut schädigen, die Stromadicke der Hornhaut und die Dichte der Endothelzellen verringern, die Aktivierung und Aggregation von Immunzellen auf der Hornhautoberfläche auslösen, die Muzinsekretion durch Becherzellen reduzieren und eine Immundysfunktion in der Tränendrüse verursachen, was die Erkrankung weiter verschlimmert4,5,6,7,8,9,10. Der Konsens unterscheidet drei Hauptformen des Syndroms des trockenen Auges: das wässrige Mangelsyndrom des trockenen Auges, das verdunstende trockene Auge und eine Kombination aus beiden, die als gemischtes trockenes Auge3 bekannt ist. Kammerwassermangel Trockenes Auge ist mit strukturellen und funktionellen Veränderungen der Tränendrüsen verbunden11. Zu diesen Veränderungen gehören Azinusatrophie, duktaler Verschluss, der den Tränenfluss blockiert, Lymphozyteninfiltration, die auf eine Immunantwort hinweist, und eine Verringerung der Sekretion von Proteinen, die für die Erhaltung der Gesundheit und Stabilität des Tränenfilms unerlässlich sind12,13.
Die Tränendrüse ist eine röhrenförmige exokrine Drüse, die für die Produktion von Wasserkomponenten im Tränenfilm verantwortlich ist13,14, einschließlich Wasser, Elektrolyten und Proteinen, und trägt zur Aufrechterhaltung der Stabilität der Mikroumgebung der Augenoberfläche bei15,16. Die Gesundheit und die visuelle Klarheit des Auges hängen vom Vorhandensein des Tränenfilms ab, der eine kritische optische Schicht auf der Oberfläche der Hornhaut bildet und eine reibungslose Schmierung der Hornhaut und der Bindehaut gewährleistet17. Der Tränenfilm fördert die Stoffwechselaktivität der Zellen der Augenoberfläche und wirkt als Reiniger, indem er Verunreinigungen und potenzielle Reizstoffe effektiv von der Augenoberfläche entfernt, wodurch das physiologische Gleichgewicht und der Komfort des Auges erhalten bleiben18,19.
Bei Nagetieren, wie Ratten und Mäusen, bestehen die Tränendrüsen aus zwei Lappen: dem inneren und dem äußeren Orbitallappen. Der äußere Orbitallappen befindet sich unterhalb des Ohrs, und sein Funktionsteil ist durch einen verlängerten Kanal mit dem Auge verbunden. Dieser Gang greift in der Augenhöhle in den Tränendrüsenlappen ein, bevor er das Auge erreicht, und ist an der Tränenproduktion beteiligt20. Der innere Orbitallappen, auch intraorbitale Tränendrüse genannt, befindet sich unter der bulbären Bindehaut des äußeren Canthus. Das ILG ist kleiner als das ELG. Eine eingeschränkte Tränendrüsenfunktion kann zu einem Kammerwassermangel des trockenen Auges führen, der, wenn er unbehandelt bleibt, zu Hornhautgeschwüren und Sehverlust führen kann21.
Tiermodelle für den Quellenmangel des trockenen Auges können in drei Interventionsmethoden eingeteilt werden: chirurgische Induktionsmodelle, medikamenteninduzierte Modelle und transgene Modelle. Das chirurgische Induktionsmodell beinhaltet die Entfernung des ELG. Dieses Modell ist jedoch aufgrund des Vorhandenseins von ILG22 nicht stabil. Die systemische Injektion des cholinergen Rezeptorblockers Scopolamin ist in der medikamenteninduzierten model23 üblich. Topische Anwendungen von Atropin24 und Benzalkoniumchlorid25 können ebenfalls die Muzin- und Tränensekretion reduzieren. Concanavalin-A kann lokal in die Tränendrüsen von Kaninchen injiziert werden, um eine immune Tränenadenitis zu verursachen und damit ein Modell für einen Kammerwassermangel zu etablieren trockenes Auge26. Darüber hinaus können transgene Tiere wie NOD, Aly/aly, NFS/sld, IQI/Jic, Id3 KO und andere Mausstämme die Symptome und Phänotypen des primären Sjögren-Syndroms27 nachahmen, um das trockene Auge mit Kammerwassermangel zu replizieren.
In dieser Studie beinhaltete das zentrale experimentelle Design einen chirurgischen Eingriff, um das ELG und das ILG der Maus schmerzfrei und präzise zu entfernen. Diese Tränendrüsen sind wichtig für die Aufrechterhaltung der Augenfeuchtigkeit und -feuchtigkeit; Ihre Entfernung führt zu einer signifikanten Verringerung der Tränensekretion und ahmt den Gewässermangel des trockenen Auges bei Mäusen nach. Dieser Ansatz ermöglicht die Beobachtung und Analyse des Verhaltens von Mäusen, physiologischer Reaktionen und Veränderungen des Augengewebes im Zustand des trockenen Auges und bietet eine wichtige experimentelle Grundlage für pathologische Studien und die Bewertung von Behandlungsoptionen für Erkrankungen des trockenen Auges.

<table><tbody><tr><td>10 mL Spritze</td><td>Zhejiang KDL Medical Devices Co., Ltd. China</td><td></td><td></td></tr><tr><td>5-0 Nahtnadel</td><td>Suzhou 66 Vision Co., Ltd. China</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Absolute Ethanol</td><td>Shanghai Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd., China</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488, Esel Anti-Maus IgG</td><td>Invitrogen</td><td>811493</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 594, Esel Anti Kaninchen IgG</td><td>Invitrogen</td><td>A21207</td><td></td></tr><tr><td>Anti-Keratin 12 Antikörper EPR17882</td><td>Abcam</td><td>ab185627</td><td></td></tr><tr><td>Anti-PAX6 Antikörper</td><td>Abcam</td><td>ab5790</td><td></td></tr><tr><td>Autoklav</td><td>Hirayama. Japan</td><td></td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6 Maus</td><td>Shanghai Slack Laboratory Animal Co., Ltd.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bei Raumtemperatur Eppendorf zentrifugieren</td><td>. Deutschland</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ddH2O</td><td>Shanghai Bioengineering Co., Ltd. China</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Elektronische Waagen</td><td>Shanghai Auhaus Biotech Co., Ltd. China</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fluoreszenz-Invers-Phasenkontrast-Mikroskopiesystem</td><td>TE-2000U, Nikon. Japan</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Frieren Sie die Kassette</td><td>ein Jiangsu Shitai Experimental Equipment Co., Ltd. China</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Frieren Sie die Schneideklinge</td><td>ein Xiamen Taijing Biotechnology Co., Ltd. China</td><td></td><td></td></tr><tr><td>H-1200 mit DAPI Eindeckmedium</td><td>Xiamen Juin Biotechnology Co., Ltd. China</td><td></td><td>Einbettmedium mit DAPI</td></tr><tr><td>H-5000 Tablet Eindeckmittel</td><td>Vektor. USA</td><td></td><td>Einbettmedium</td></tr><tr><td>HCl</td><td>Shanghai Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd., China</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hämatoxylin-Eosin-Färbekit</td><td>Auragene. USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Jod</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ki-67 Antikörper</td><td>Abcam</td><td>ab16667</td><td></td></tr><tr><td>flüssiger Stickstoff</td><td>Xiamen Yidong Gas Co., Ltd. China</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikroskopischer Nadelhalter</td><td>Suzhou 66 Vision Co., Ltd. China</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikroskopische Zahnzange</td><td>Suzhou 66 Vision Co., Ltd. China</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikroskopisch zahnlose Pinzette</td><td>Suzhou 66 Vision Co., Ltd. China</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Modell 3050 gefrorene Schneidemaschine</td><td>Leica, Deerfield, IL. USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>OCT Shanghai</td><td>Maokang Biotechnology Co., Ltd. China</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ofloxacin Salbe</td> Ophthalmische <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Natriumfluorescein Teststreifen</td><td>Tianjin Jingming New Technology Development Co., Ltd. China</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyd-Pulver</td><td>Sigma. USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Phenol roter Baumwollfaden</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Schnellsterilisator Sterilisator</td><td>Suzhou 66 Vision Co., Ltd. China</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rekombinantes menschliches SPRR1b-Protein&nbsp;</td><td>Abcam</td><td>ab167925</td><td></td></tr><tr><td>Gekühlte Tischzentrifuge</td><td>Eppendorf. Deutschland</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Schiebehalter</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Spaltlampe</td><td>Topcon. Japan</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Probenbox</td><td>Lambolide (Fuzhou) Biotechnology Co., Ltd. China</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tert-Amylalkohol</td><td>Shanghai. Macklin Biochemical, China</td><td>A800283</td><td>500 mL</td></tr><tr><td>Tribromethanol</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma. USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ultratiefkühlschrank</td><td>Thermo Fisher Scientific. USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aufrechte Fluoreszenzmikroskopische Aufnahme</td><td>Leica DM2500. USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aufrechte normale Mikromikrographie-Anlage</td><td>Eclipse 50i, Nikon. Japan</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Xylol</td><td>Shanghai Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd., China</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zeiss Operationsmikroskop</td><td>VISU150, Carl ZEISS. Deutschland</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

etablierung eines mausmodells für den kammerwassermangel trockenes auge

Establishment of A Mouse Model of Aqueous Deficiency Dry Eye

Die Krankheit des trockenen Auges ist eine weit verbreitete Erkrankung, von der 5%-50% der Weltbevölkerung betroffen sind. Untersuchungen im Tiermodell spielen eine entscheidende Rolle für das Verständnis der zugrundeliegenden Mechanismen. Aus diesem Grund haben wir ein Mausmodell für das Trockene Auge entwickelt, indem wir sowohl die extraorbitalen Tränendrüsen (ELG) als auch die intraorbitalen Tränendrüsen (ILG) chirurgisch entfernt haben, um die Pathologie der Augenoberfläche im Zusammenhang mit dem Kammerwassermangel des trockenen Auges zu untersuchen. Zwei Wochen nach der Operation zeigten die Mäuse schwere Manifestationen des trockenen Auges, einschließlich verminderter Tränensekretion, Unregelmäßigkeiten des Hornhautepithels, positiver Fluorescein-Natrium-Färbung und Neovaskularisation. Die histologische Untersuchung mittels Hämatoxylin- und Eosin-Färbung ergab eine Infiltration von entzündlichen Zellen und eine Dysplasie des Hornhautepithels. Die Immunfluoreszenzfärbung und die quantitative Reverse-Transkriptions-Polymerase-Kettenreaktion zeigten eine verminderte Expression der normalen Hornhautepithel-Biomarker K12 und Pax6 und eine erhöhte Expression von Sprr1b im Hornhautepithel. Diese okulären Manifestationen deuteten auf eine abnormale Differenzierung des Hornhautepithels hin. Darüber hinaus zeigte die Immunfluoreszenzfärbung von Ki67 die zunehmende Zellproliferation. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass sich das ELG plus ILG-Exzisionsmodell als geeignet erwies, um Veränderungen der Augenoberfläche zu untersuchen und die Mechanismen aufzuklären, die dem Kammerwassermangel des trockenen Auges zugrunde liegen.

Um die Wirkungen und zugrunde liegenden Mechanismen des trockenen Auges durch wässrige Defizienz auf der Augenoberfläche zu untersuchen, etablierten wir ein Mausmodell des trockenen Auges durch wässrige Defizienz, indem wir sowohl die ELG als auch die ILG chirurgisch entfernten (Abbildung 1A). Nach einem Zeitraum von zwei Wochen nach der Entfernung der Tränendrüsen war die Tränenproduktion bei den Mäusen mit trockenem Auge (nach Entfernung der Tränendrüsen) im Vergleich zur Normalgruppe deut...

Hier präsentieren wir eine Methode zur Etablierung eines Mausmodells des wässrig-defizienten trockenen Auges durch Exzidierung der extraorbitalen und infraorbitalen Tränendrüsen und bewerten die Veränderungen der Augenoberfläche beim wässrigen Mangel-Trockenauge.

Etablierung eines Mausmodells für den Kammerwassermangel Trockenes Auge

Dry eye disease is a prevalent condition affecting 5%-50% of the global population. Animal model investigations play a crucial role in understanding its ...

establishment-of-a-mouse-model-of-aqueous-deficiency-dry-eye

Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Dieses Video zeigt eine Technik zur Induktion einer chronischen experimentellen autoimmunen Erkrankung des trockenen Auges bei Ratten. Nach der Injektion einer Antigen-Adjuvans-Emulsion, die Autoantigene und fremde Antigene enthält, in vordefinierten Intervallen in eine Ratte wird bei der immunisierten Ratte eine chronische Augenentzündung induziert, indem dieselben Antigene in das Gewebe der Augenoberfläche injiziert werden.

Eine Technik zur Induktion des chronischen experimentellen autoimmunen trockenen Auges bei Ratten

Injizieren Sie die Emulsion ohne Anästhesie subkutan an der Basis der Rattenschwänze. Injizieren Sie dann am 14. Tag auf ähnliche Weise 200 Mikroliter desselben Antigens und unvollständiges Freund-Adjuvans. Am selben Tag injizieren Sie intraperitoneal 300 Nanogramm Pertussis-Toxin in 100 Mikroliter PBS.

Dieses Video zeigt eine Methode zur Beurteilung der Hornhautglätte und der Stabilität des Tränenfilms in einem Autoimmun-Rattenmodell. Es hebt die Auswirkungen von Drüsenfunktionsstörungen auf die Stabilität des Tränenfilms hervor, die für das Verständnis der Krankheit des trockenen Auges entscheidend sind.

Beurteilung der Hornhaut- und Tränenglätte in einem Autoimmunmodell für Ratten mit trockenem Auge

Dieser Bericht beschreibt eine Methode, um chronisches experimentelles Autoimmun-Trockenauge in Lewis-Ratten durch Immunisierung mit einer Emulsion von Ratten-Tränendrüsenextrakt, Ovalbumin und komplettem Freund-Adjuvans zu induzieren, gefolgt von der Injektion von Tränendrüsenextrakt und Ovalbumin in die Forniceal-Subconjunctiva und Tränendrüsen Sechs Wochen später.

Ein chronisches Autoimmun-Trockenaugen-Rattenmodell mit Zunahme im Effekt-Speicher T-Zellen in Augapfel-Gewebe

Dieser Artikel beschreibt die Entwicklung einer Methode, um akute oder chronische trockene Augenerkrankungen bei Kaninchen zu induzieren, indem Concanavalin A in alle Teile des Orbital-Tränendrüsensystems injiziert wird. Diese Methode, die den bereits gemeldeten überlegen ist, erzeugt ein reproduzierbares, stabiles Modell des trockenen Auges, das für die Untersuchung pharmakologischer Wirkstoffe geeignet ist.

A Rabbit Model of Aqueous-Deficient Dry Eye Disease Induced by Concanavalin A Injection into the Lacrimal Dlands: Application to Drug Efficacy Studies

Ein neuartiger Ansatz wird vorgestellt, um chronische trockene Augenerkrankungen bei Kaninchen zu induzieren, indem alle orbitalen Tränendrüsen operativ entfernt werden. Diese Methode, die sich von den zuvor berichteten unterscheidet, produziert ein stabiles, reproduzierbares Modell eines wässrigen mangelhaften trockenen Auges, das gut geeignet ist, Tränenphysiologie und Pathophysiologie und Augentherapeutika zu studieren.

Etablierung eines schweren Trockenauges modell mit vollständiger Dakryoadenektomie bei Kaninchen

Hier etablieren wir ein Rattenmodell der Tränendrüsendysfunktion, um eine Grundlage für die Untersuchung des wässrig-defizienten trockenen Auges zu schaffen.

Ein Rattenmodell für trockenes Auge mit durch Scopolamin induzierter Funktionsstörung der Tränendrüse

Die Hornhaut ist einzigartig, es fehlt Gefäßgewebe. Allerdings kann robuste Wachstum der Blutgefäße und das Überleben in der Hornhaut durch potente angiogenen Faktoren ausgelöst werden. Daher kann die Hornhaut mit uns ein wertvolles Instrument für die angiogenen Studien. Dieses Protokoll zeigt, wie die Maus-Modell der Hornhaut Tasche Test und wie die Angiogenese durch angiogene Faktoren mit diesem Modell induziert Beurteilung durchzuführen.

Ein Maus-Modell der Cornea Pocket-Assay für die Angiogenese-Studie

Die Fähigkeit, Harnwegsinfektionen (HWI) zu modellieren, ist entscheidend, um die bakterielle Pathogenese verstehen und die Entwicklung neuartiger Therapeutika vorantreiben zu können. Das Ziel dieser Arbeit ist es, Mausmodelle für experimentelle Harnwegsinfektionen und katheterassoziierte Harnwegsinfektionen zu demonstrieren, die die beim Menschen beobachteten Ergebnisse rekapitulieren und vorhersagen.

Aufbau und Charakterisierung von UTI und CAUTI in einem Mausmodell

Lernen Sie die Etablierung eines Mausmodells für Kammerwassermangel-Trockenes Auge durch Exzision der extraorbitalen und infraorbitalen Tränendrüsen. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung schwerer Trockenheits-Syndrome mit minimalem operativen Trauma.

Etablierung eines Mausmodells für den Kammerwassermangel Trockenes Auge

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