Modellierung des Alkoholkonsums bei Nagetieren unter Verwendung von Zwei-Flaschen-Choice-Käfigtrinken zu Hause und Mikrostrukturanalyse

Dieses Protokoll beschreibt ein standardmäßiges Paradigma für das Trinken von Alkohol in einem Käfig mit intermittierendem Zugang zu zwei Flaschen, um den freiwilligen Alkoholkonsum bei Ratten zu modellieren. Darüber hinaus bietet es eine Schritt-für-Schritt-Anleitung, um das Standardprotokoll um ein DIY-Leckerkennungssystem zu erweitern, das eine mikrostrukturelle Analyse des Trinkverhaltens ermöglicht. Das Trinken von Zwei-Flaschen-Käfigen zu Hause ist ein weit verbreitetes präklinisches Paradigma zur Untersuchung des Alkoholkonsums bei Nagetieren.

Die Tiere erhalten Zugang zu zwei Trinkflaschen, eine mit Wasser und eine mit Ethanol. Es kann leicht implementiert werden, um den freiwilligen Alkoholkonsum ohne spezielle Geräte oder Analysen zu messen. Die Auflösung der mit diesem Ansatz gewonnenen Trinkdaten hängt davon ab, wie oft der Forscher das Flaschengewicht misst.

Folglich ist der Standardansatz nicht in der Lage, Trinkmuster zu erfassen, von denen bekannt ist, dass sie sich sowohl auf das Risiko als auch auf die Schwere der Alkoholmissbrauchsstörung auswirken. Unser Protokoll erfüllt die Notwendigkeit, die Datenauflösung in präklinischen Modellen zu erhöhen, indem es das Standard-Zwei-Flaschen-Auswahlparadigma durch ein kostengünstiges, selbstgebautes Lickometer-System ergänzt. Die Forscher werden in der Lage sein, verschiedene Messungen der Mikrostruktur des Trinkens leicht zu erfassen und präzise Schätzungen der Ethanolaufnahme mit hoher zeitlicher Auflösung zu erhalten.

Dieses Protokoll gibt den Forschern die Flexibilität, je nach experimentellem Bedarf entweder Standardflaschen oder ein mit einem Lickometer ausgestattetes Gerät zur Messung des Alkoholkonsums zu verwenden. Wichtig ist, dass die Messung der Mikrostruktur des Trinkens es den Forschern ermöglicht, individuelle Unterschiede im Trinkverhalten zu untersuchen und zu untersuchen, wie sich das Trinkverhalten als Reaktion auf experimentelle Interventionen verändert. Entfernen Sie zunächst die Filterdeckel aus den Käfigen.

Entfernen Sie montags, mittwochs und freitags die Flaschen am Dienstag, Donnerstag und Samstag von den Käfigdeckeln. Wiegen und notieren Sie das Anfangsgewicht der Ethanol- und Wasserflaschen für die Trinksession des Tages. Um die Sitzung zu starten, legen Sie die Montags-, Mittwochs- und Freitagsflaschen mit Klebeband nach oben auf die Käfigoberseite jeder Ratte, um zu verhindern, dass die Ratte die Flaschenetiketten kaut.

Entfernen Sie dienstags, donnerstags und samstags die Montags-, Mittwochs- und Freitagsflaschen aus jedem Käfig. Wiegen Sie jede Flasche und notieren Sie das Endgewicht der vorherigen Trinksitzung. Messen Sie dann das Körpergewicht jeder Ratte.

Lege die Wasserflaschen für Dienstag, Donnerstag und Samstag mit Klebeband nach oben auf jeden Käfigdeckel, um zu verhindern, dass die Ratte die Flaschenetiketten zerkaut. Um mit dem Bau von Sensoreinheit A zu beginnen, decken Sie eine zweipolige Buchse mit einem roten Schrumpfschlauch ab. Stecken Sie das rote und das schwarze Drahtende des Kabels in Pin 0 und Pin 1 auf der Sensorplatine und löten Sie sie fest.

Löten Sie auf ähnliche Weise fünf weitere Kabel mit deutlich farbigen Schrumpfschläuchen an. Um die Sensoreinheit A zu montieren, verbinden Sie die Sensorplatine A mit einem vierpoligen Kabel mit einem Kommunikations-Breakout-Endpunkt. Verbinden Sie dann den Endpunkt mit dem 3-Volt-Ausgang des Pegelwandlers.

Setzen Sie die Sensoreinheit A in das 3D-gedruckte Gehäuse ein und schließen Sie den Deckel vorsichtig. Nachdem Sie die Sensoreinheiten B und C auf ähnliche Weise gebaut haben, verketten Sie alle drei Sensoreinheiten mithilfe von Ethernet-Kabeln, um die Sensoreinrichtung abzuschließen. Um die Mikrocontroller-Schnittstelle einzurichten, stapeln Sie den modifizierten Datenlogger auf den Mikrocontroller.

Stapeln Sie dann den modifizierten Touchscreen auf den Datenlogger. Setzen Sie die microSD-Karte und den Adapter in den Datenlogger ein. Stecken Sie die vierpoligen Überbrückungskabel und ein zusätzliches Erdungskabel in den Mikrocontroller.

Beherbergen Sie die vollständig montierte Mikrocontroller-Schnittstelle in dem 3D-gedruckten Gehäuse, wobei die vierpoligen Überbrückungskabel und das Erdungskabel durch die Öffnung an der Oberseite geführt werden. Um das LIQ HDR-System in Käfigkomponenten einzubauen, befestigen Sie das Lickometer und die lasergeschnittene Acrylplatte mit zwei Sätzen Schrauben und Muttern an der Käfigoberseite. Installieren Sie als Nächstes den montierten Sipper-Blocker mit einem Schraubensatz auf der Käfigoberseite und stellen Sie sicher, dass beide Sipper-Blocker richtig mit den Sipper-Öffnungen ausgerichtet sind.

Um das LIQ HDR-System im Vivarium zu verwenden, montieren Sie jede Sensoreinheit auf das Vivarium-Regal. Ordnen Sie alle Buchsenkabel an und sichern Sie sie, um Überlappungen oder übermäßiges Verbiegen zu vermeiden. Montieren Sie die Mikrocontroller-Schnittstelle neben der Sensoreinheit A und stecken Sie den Stecker in den Pegelwandler, der mit der Sensoreinheit A verbunden ist. Befestigen Sie das zusätzliche Erdungskabel mit Isolierband an den Metallregalen.

Verbinden Sie alle männlichen Lickometer-Anschlusskabel sicher mit den passenden weiblichen Sensoranschlusskabeln. Schließen Sie das Netzteil an, um die Mikrocontroller-Schnittstelle einzuschalten. Um das mit einem Lickometer ausgestattete Zwei-Flaschen-Auswahlverfahren zu starten, verwenden Sie den Sipper, um die Sipper-Öffnungen an allen Käfigen abzudecken.

Wählen Sie vor der Aufnahme auf der Hauptseite der Benutzeroberfläche die richtige experimentelle Seite aus, die der Seite mit der Ethanolflasche für diesen Tag entspricht. Nachdem Sie alle Montags-, Mittwochs- und Freitagsflaschen installiert haben, tippen Sie auf der Hauptseite auf Start, um mit der Sensorkalibrierung zu beginnen. Sobald die Kalibrierung abgeschlossen ist, zeigt das System die kumulative Anzahl der Lecken für jede Flasche auf der Aufnahmeseite an.

Heben Sie alle Sipper-Blocker über die Käfigspitzen an, um Ratten den Zugang zu den Sippern zu ermöglichen. Setzen Sie alle Filterdeckel vorsichtig wieder in die Käfige ein. Tippen Sie auf dem Bildschirm auf Aktualisieren, um die Anzahl der Licks zu aktualisieren.

Tippen Sie dienstags, donnerstags und samstags auf Speichern Beenden, um die Aufzeichnung zu stoppen und zur Hauptseite der Benutzeroberfläche zurückzukehren. Um die SD-Karte für die Datenübertragung zu entfernen, tippen Sie auf SD auswerfen. Legen Sie die SD-Karte in einen Computer ein. Erstellen Sie dann eine Kopie der CSV-Datei mit dem Datum der Aufzeichnungssitzung auf dem Computer.

Um die nächste Aufnahmesitzung vorzubereiten, legen Sie die SD-Karte wieder in die Benutzeroberfläche ein und tippen Sie auf SD mounten. Die Ethanolaufnahme bei Ratten zeigte in den ersten Tagen des Zugangs zu zwei Flaschen ein Eskalationsmuster, gefolgt von einem Plateau. Viele Ratten zeigten kurz nach Beginn des Trinkens einen Binge-like Ethanolkonsum. Die Ethanolpräferenz war während des Rauschtrinkens signifikant höher als die von Wasser, blieb aber oft unter 50 %, wenn sie über 24 Stunden gemessen wurde.

Die kumulative Anzahl der vom LIQ HDR-System erkannten Lecks korrelierte stark mit der Veränderung des Flaschengewichts sowohl für Ethanol- als auch für Wasserflaschen über 24 Stunden. Ratten konsumierten während des Dunkelzyklus mehr Ethanol und Wasser als während des Lichtzyklus, wie in Trinkmustern dargestellt, die in 30-Minuten-Intervallen eingeteilt wurden. Das Binge-like Trinkverhalten konzentrierte sich auf die ersten fünf Minuten der Trinksession, wie die höher aufgelöste Datenanalyse zeigt.

Die Ethanolkonzentrationen im Blut, die 15 Minuten nach Beginn der Sitzung gemessen wurden, korrelierten gut mit der Anzahl der nachgewiesenen Lecken, selbst bei niedrigen Ethanolaufnahmen. Die mikrostrukturelle Analyse des Trinkens ergab eine ähnliche Anzahl von Lecken und Leckanfällen zwischen männlichen und weiblichen Ratten, die mit einer ähnlichen Ethanolaufnahme verbunden waren.