Name: Langzeit-Live-Bildgebung der Entwicklung der Puppenbein von Drosophila nach Entfernung der Puppen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-01-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 20 s
Description: Lernen Sie die Langzeit-Live-Bildgebung der Puppenbeinentwicklung von Drosophila nach Puppenentfernung. Diese Methode ermöglicht die Beobachtung dynamischer Zellformänderungen während der Morphogenese.

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<meta charset="utf8"></head><body>Erweiterte Live-Bildgebung der Morphogenese der Puppenbein von Drosophila ohne Puparium

<ol><li>Koto, A., Kuranaga, E., Miura, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temporal+regulation+of+Drosophila+IAP1+determines+caspase+functions+in+sensory+organ+development%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Temporal regulation of Drosophila IAP1 determines caspase functions in sensory organ development.</a> J Cell Biol. 187 (2), 219-231 (2009).</li>
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<li>Umetsu, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Local+increases+in+mechanical+tension+shape+compartment+boundaries+by+biasing+cell+intercalations%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">Local increases in mechanical tension shape compartment boundaries by biasing cell intercalations.</a> Curr Biol. 24 (16), 1798-1805 (2014).</li>
<li>Tran, N. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Programmed+disassembly+of+a+microtubule-based+membrane+protrusion+network+coordinates+3D+epithelial+morphogenesis+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO+J%22%5BJournal%5D)">Programmed disassembly of a microtubule-based membrane protrusion network coordinates 3D epithelial morphogenesis in Drosophila.</a> EMBO J. 43 (6), 568-594 (2024).</li>
<li>Hellerman, M. B., Choe, R. H., Johnson, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live-imaging+of+the+Drosophila+pupal+eye%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Live-imaging of the Drosophila pupal eye.</a> J Vis Exp. (95), e52120(2015).</li>
<li>O'Connor, J. T., Shannon, E. K., Hutson, M. S., Page-McCaw, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mounting+Drosophila+pupae+for+laser+ablation+and+live+imaging+of+the+dorsal+thorax%5BTitle%5D)+AND+%22STAR+Protoc%22%5BJournal%5D)">Mounting Drosophila pupae for laser ablation and live imaging of the dorsal thorax.</a> STAR Protoc. 3 (2), 101396(2022).</li>
<li>Ziserman, D., Roegiers, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live-cell+imaging+of+sensory+organ+precursor+cells+in+intact+Drosophila+pupae%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Live-cell imaging of sensory organ precursor cells in intact Drosophila pupae.</a> J Vis Exp. (51), e2706(2011).</li>
<li>Tögel, M., Pass, G., Paululat, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+of+Drosophila+wing+heart+development+during+pupal+stages%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging of Drosophila wing heart development during pupal stages.</a> Int J Dev Biol. 57 (1-2), 13-24 (2013).</li>
<li>Weavers, H., Franz, A., Wood, W., Martin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+in+vivo+tracking+of+inflammatory+cell+dynamics+within+Drosophila+pupae%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Long-term in vivo tracking of inflammatory cell dynamics within Drosophila pupae.</a> J Vis Exp. (136), e57871(2018).</li>
<li>Kojima, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Developmental+mechanism+of+the+tarsus+in+insect+legs%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Insect+Sci%22%5BJournal%5D)">Developmental mechanism of the tarsus in insect legs.</a> Curr Opin Insect Sci. 19, 36-42 (2017).</li>
<li>Mirth, C., Akam, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Joint+development+in+the+Drosophila+leg%3A+Cell+movements+and+cell+populations%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Joint development in the Drosophila leg: Cell movements and cell populations.</a> Dev Biol. 246 (2), 391-406 (2002).</li>
<li>Mirth, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ecdysteroid+control+of+metamorphosis+in+the+differentiating+adult+leg+structures+of+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Ecdysteroid control of metamorphosis in the differentiating adult leg structures of Drosophila melanogaster.</a> Dev Biol. 278 (1), 163-174 (2005).</li>
<li>Tajiri, R., Misaki, K., Yonemura, S., Hayashi, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+shape+changes+of+ECM-producing+cells+drive+morphogenesis+of+ball-and-socket+joints+in+the+fly+leg%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Dynamic shape changes of ECM-producing cells drive morphogenesis of ball-and-socket joints in the fly leg.</a> Development. 137 (12), 2055-2063 (2010).</li>
<li>Hiraiwa, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unveiling+the+cell+dynamics+during+the+final+shape+formation+of+the+tarsus+in+Drosophila+adult+leg+by+live+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Genes+Evol%22%5BJournal%5D)">Unveiling the cell dynamics during the final shape formation of the tarsus in Drosophila adult leg by live imaging.</a> Dev Genes Evol. , (2024).</li>
<li>ImageJ plugin page. , Signaling RIKEN. Available at: 
 <a target="_blank" href="https://signaling.riken.jp/en/en-tools/imagej/629/">https://signaling.riken.jp/en/en-tools/imagej/629/</a> (2024).</li>
<li>Pandey, R., Heidmann, S., Lehner, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epithelial+re-organization+and+dynamics+of+progression+through+mitosis+in+Drosophila+separase+complex+mutants%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Sci%22%5BJournal%5D)">Epithelial re-organization and dynamics of progression through mitosis in Drosophila separase complex mutants.</a> J Cell Sci. 118 (4), 733-742 (2005).</li>
<li>Kiehart, D. P., Galbraith, C. G., Edwards, K. A., Rickoll, W. L., Montague, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+forces+contribute+to+cell+sheet+morphogenesis+for+dorsal+closure+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Multiple forces contribute to cell sheet morphogenesis for dorsal closure in Drosophila.</a> J Cell Biol. 149 (2), 471-490 (2000).</li>
<li>Ashburner, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAshburner%2C+M+%22Drosophila%3A+A+Laboratory+Handbook%22">Drosophila: A Laboratory Handbook</a>. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. (1989).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>35 mm/Glasbodenschale</td><td>IWAKI</td><td>3911-035</td><td></td></tr><tr><td>Reinigungstücher</td><td>NIPPON PAPER CRECIA</td><td>S-200</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #3c Pinzetten</td><td>Fine Science Tools</td><td>11231-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5SF</td><td>Fine Science Tools</td><td>11252-00</td><td></td></tr><tr><td>Eppendorf Research plus 2-20 &micro; L</td><td>Eppendorf</td><td>3123000098</td><td></td></tr><tr><td>Fly strain: His2Av-mRFP, sGMCA</td><td>Bloomington Drosophila Stock Center</td><td>59023</td><td></td></tr><tr><td>FV3000</td><td>EVIDENT</td><td></td><td>inverses konfokales Mikroskop</td></tr><tr><td>FV31S-SW</td><td>EVIDENT</td><td></td><td>Software für FV3000</td></tr><tr><td>G40L</td><td>Shin-Etsu Silikon</td><td></td><td>Silikonfett</td></tr><tr><td>Micro Cover Glass 18 x 18 mm 0,13-0,17 mm</td><td>MATSUNAMI</td><td>C018181</td><td></td></tr><tr><td>Micro Slide Glas 76 x 26 mm 0,9-1,2 mm</td><td>MATSUNAMI</td><td>S7213</td><td></td></tr><tr><td>NEO-SABLE Größe 0 rund, fein</td><td>Pentel</td><td>XZBNR-0</td><td>Pinsel</td></tr><tr><td>SIL300CS-30CC</td><td>EVIDENT</td><td></td><td>Silikonöl</td></tr><tr><td>Stereomikroskop System SZX7</td><td>EVIDENT</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Terumo Spritze 50 mL</td><td>Terumo</td><td>SS-50ESZ</td><td></td></tr><tr><td>Transparentes doppelseitiges Klebeband</td><td>Scotch&nbsp;</td><td>665-1-12</td><td>Da die innere Schicht eine stärkere Haftung aufweist als die äußere Schicht, sollte die innere Schicht zum Fixieren von Puppen verwendet werden.</td></tr><tr><td>UPLSAPO10x</td><td>EVIDENT</td><td></td><td></td></tr><tr><td>UPLSAPO40XS</td><td>EVIDENT</td><td></td><td>Silikon-Tauchlinse</td></tr><tr><td>Vannas Federschere - 2,5 mm Cutting Edge</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-08</td><td>optional</td></tr></tbody></table>

langzeit-live-bildgebung der entwicklung der puppenbein von drosophila nach entfernung der puppen

Long-Term Live Imaging of Drosophila Pupal Leg Development After Puparium Removal

Hier wird ein Beispiel für eine 44-Stunden-Live-Bildgebung des sich entwickelnden adulten Drosophila-Beins im Puppenstadium beschrieben. Fliegen, die His2Av-mRFP17 (markierende Zellkerne) und sGMCA18 (GFP-markiertes Aktin-bindendes Protein Moesin, markierendes Aktin) exprimieren, wurden im weißen Puppenstadium gesammelt und für 15 Stunden bei 25 °C inkubiert. Das Puparium wurde entfernt und gemäß dem Protokoll montiert (Abbildung 2). Z-Stapel-Bilder des Tarsus und des Pretarsus in der Nähe der Beinspitze wurden erfolgreich alle 15 Minuten von 16 h bis 60 h APF bei Raumtemperatur (nicht streng, aber nahe 25 °C) aufgenommen. Die erste Hälfte der Bildserie ist in Abbildung 3 dargestellt, die zweite Hälfte in Abbildung 4 und der Film des Ganzen in Film 1. Als sich das Beingewebe schnell verengte, bildeten die Epithelzellen vorübergehend eine faszinierende Struktur, die Parthenon-ähnliche Struktur, die durch ihre apikobasalen Vorsprünge und basalen Verbindungen gekennzeichnet ist (Abbildung 3). Die Verringerung der Epitheldicke wurde auch nach fast vollständiger Fertigstellung der Kontur beobachtet (Abbildung 4). Der gesamte Prozess ist in Abbildung 1 dargestellt.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67597/67597fig1.jpg"> 
Abbildung 1: Die Übersicht über die endgültige Formbildung des adulten Tarsus der Drosophila während des Puppenstadiums. Der gesamte Prozess wurde in fünf Stufen unterteilt, basierend auf den morphologischen Veränderungen sowohl auf Gewebe- als auch auf zellulärer Ebene, die in Langzeit-Live-Imaging-Experimenten beobachtet wurden. Auf der linken Seite sind repräsentative Fotos oder oberflächengerenderte Bilder (sGMCA-Signal) dargestellt, die mehreren Zeitpunkten entsprechen. Kurze Beschreibungen der Ereignisse in jeder Phase finden Sie auf der rechten Seite. Diese Abbildung wurde von Hiraiwa et al.15 modifiziert. Siehe auch Film 1. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67597/67597fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67597/67597fig2.jpg"> 
Abbildung 2: Puppenentfernung und Montage für die Live-Bildgebung. (A) Eine weiße Puppe, die in einer Schale gesammelt wurde. (B) Die Puppe wurde in (A) nach einer 15-stündigen Inkubation bei 25 °C gezeigt. Die cyanfarbene Region zeigt das Operculum an. (C) Ein Foto, das eine Puppe zeigt, die an einem Stück doppelseitigem Klebeband klebt. (D-J) Eine Reihe von Bildern, die das Verfahren zur Entfernung von Puppen zeigen. (D) Das Operculum wird mit einer Pinzette angehoben. (E) Das Operculum wird entfernt. (F) Eine Pinzettenspitze wird zwischen der Puppenkutikula und dem Puparium eingeführt. (G) Das Puparium ist teilweise geöffnet. (H) Eine Pinzettenspitze wird wieder eingeführt. (I) Das Puparium öffnete sich, so dass nur ein kleiner Teil des hinteren Endes übrig blieb. (J) Die Puppe wird mit einem Pinsel angehoben. (K) Ein Beispiel für das Austreten von Körperflüssigkeit aus der Puppe. Die Flüssigkeit, die aus der Wunde austritt und von einer Pinzettenspitze gestochen wird, wird durch eine Pfeilspitze angezeigt. (L-N) Bilder und Illustrationen, die die Montage der Halterung zeigen. (L) Ein Bild von oben, das Puppen und destilliertes Wasser auf dem Boden einer Glasbodenschale zeigt. (M) Die Schale nach Abschluss der Montage der Halterung. Silikonfett wurde entlang der Kante um den Glasteil aufgetragen und ein Deckglas auf das Fett gelegt, um es abzudichten. (N) Schematische Zeichnung der Montageanordnung der Drosophila-Puppe für die Langzeit-Live-Bildgebung. (O) Eine berittene Puppe entwickelte sich fast erwachsen. (P) Eine berittene Puppe, die sich löst. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67597/67597fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67597/67597fig3.jpg"> 
Abbildung 3: Dynamische Formänderungen in den Tarsalepithelzellen in 16-27,5 h APF. (A) Eine Illustration der Puppe von der ventralen Seite gesehen. Das gestrichelte Rechteck entspricht dem in (B-E) beobachteten Bereich. L1: erstes Bein, L2: zweites Bein, L3: drittes Bein. (B,C,D,E) Standbilder aus der Live-Bildgebung des distalen Teils der Fußwurzel in der sGMCA (grün) und His2Av-mRFP (magenta), die die Fliege exprimiert. Das Gewebe verengt sich rapide und die Einkerbung der Gelenkregionen schreitet voran. (B',C',D',E') Vergrößerung von Bereichen, die von den gestrichelten Linien in (B,C,D,E) umgeben sind. Der Pfeil und die Pfeilspitze in (C') zeigen ein Beispiel für apikobasale Projektionen bzw. die Position der basalen Verbindungen. Die Parthenon-ähnliche Struktur beginnt sich in (B') zu bilden, ist in (C') vollständig ausgebildet, beginnt in (D') zu verschwinden und wird in (E') schwer zu erkennen. Distal ist in allen Figuren rechts und dorsal nach oben. Die Stufen werden in den unteren rechten Ecken in (B,C,D,E) angezeigt. Maßstabsleisten: B,C,D,E: 50 μm; B',C',D',E': 10 μm. Diese Abbildung wurde von Hiraiwa et al.15 modifiziert. Siehe auch Film 1. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67597/67597fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67597/67597fig4.jpg"> 
Abbildung 4: Formänderungen in der Epithelzellschicht des Tarsus in 41-60 h APF. (A,B,C,D) Standbilder aus demselben sequentiellen Datensatz der Live-Bildgebung wie in Abbildung 3. Gestrichelte Rechtecke in (A,B,C,D) werden in (A',B',C',D') vergrößert. Nach etwa 48 h APF (A-B') ist die äußere Formbildung, wie z. B. die Verlängerung von Borsten, Krallen und Pulvilli, fast abgeschlossen. Die Unterseite des invaginierten Gelenks bewegte sich proximal, und dann schritt die Bildung der Kugelgelenkstruktur nach etwa 54 h APF voran. Dabei wurde der morphologische Unterschied zwischen dem dorsalen und dem ventralen Epithel deutlich (Doppelpfeile und offene Doppelpfeile bei B',C',D'). Nach 54 h APF (C-D') nahm die Epithelschicht ihre Dicke ab, ohne den Umriss der Segmente kaum zu verändern. Dorsal ist bei allen Figuren nach oben und distal nach rechts. Maßstabsleisten: A,B,C,D: 50 μm; A',B',C',D': 20 μm.Diese Zahl wurde von Hiraiwa et al.15 zitiert. Siehe auch Film 1. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67597/67597fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67597/67597fig5.jpg"> 
Abbildung 5: Ein Beispiel für die Beinbeobachtung mit der Funktion Bright Z. (A,B) Bilder der entsprechenden Region, Tiefe und des Stadiums des dritten Schenkels des sGMCA (grün) und His2Av-mRFP (magenta), die die Fliege exprimieren, mit (B) oder ohne (A) unter Verwendung der Bright Z-Funktion. (A) Eine XY-Ebene in 59,1 μm Tiefe, die aus der Beobachtung der Tarsalregion im dritten Bein bei 16 h APF extrahiert wurde und ohne Verwendung der Bright Z-Funktion aufgenommen wurde. (A') Die Schnittansicht entspricht der gelben vertikalen Linie in (A). Die senkrechte Linie in (A') zeigt die Brennebene von (A) an. (B) Eine XY-Ebene in einer Tiefe von 61,6 μm, die aus der Beobachtung der Tarsalregion im dritten Schenkel bei 16 h APF extrahiert wurde und mit der Bright Z-Funktion aufgenommen wurde. Sowohl die PMT-Spannung als auch die Laserleistung wurden angepasst. Die Sichtbarkeit des Bildes ist im Vergleich zu (A) verbessert. (B') Die Schnittansicht entspricht der gelben vertikalen Linie in (B). Die gelbe vertikale Linie in (B') zeigt die Brennebene von (B) an. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67597/67597fig5large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
Ergänzende Datei 1: Ein Beispiel für die konfokale Mikroskopeinstellung für die Live-Bildgebung der Fußwurzelregion von 15-30 h APF. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67597/67597_Supplementary%20File%201.docx" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.</a>
Film 1: Langzeit-Live-Bildgebung des distalen Teils der Fußwurzel für 44 h. Es wurden die exprimierende Fliege sGMCA (grün) und His2Av-mRFP (magenta) verwendet. Die repräsentativste XY-Ebene wurde aus demselben Datensatz wie Abbildung 3 und Abbildung 4 extrahiert. Pfeilspitzen zeigen Beispiele für künftige gemeinsame Regionen. Sich schnell bewegende Zellen im Gewebe sind Makrophagen-ähnliche Zellen. Das stringartige Signal, das sich entlang der Tarsalsegmente erstreckt, ist ein Teil des Septums. Der Zeitstempel zeigt hh: mm. Distal ist nach rechts und dorsal nach oben. Dieser Film wurde von Hiraiwa et al.15<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67597/Movie%201.mp4" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.</a>

Langzeit-Live-Bildgebung der Entwicklung der Puppenbein von Drosophila nach Entfernung der Puppen

Over the past decades, significant progress has been made in understanding the mechanisms of cell fate determination. However, the process by which ...

long-term-live-imaging-drosophila-pupal-leg-development-after

Research

Forschung

JoVE Journal

Developmental Biology

Entwicklungsbiologie

Mesoscopic Fluoreszenz-Tomographie arbeitet darüber hinaus das Eindringen Grenzen der Gewebe-Schnitte Fluoreszenzmikroskopie. Die Technik basiert auf Multi-Projektion Beleuchtung und ein Photon Transport Beschreibung basiert. Wir zeigen in-vivo Ganzkörper-3D-Visualisierung der Morphogenese von GFP-exprimierenden Flügel Imaginalscheiben...

Mesoscopic Fluoreszenz-Tomographie für In-vivo Imaging der Entwicklungsländer Drosophila</em

In diesem Video, beschreiben wir eine Methode für Live Cell Imaging asymmetrisch geteilt Sinnesorgan Vorläuferzellen und epidermalen Zellen in...

Live-Cell-Imaging von Sinnesorgan Vorläuferzellen im Intact Drosophila Puppen

Quelle: Hellerman, M. B.B.. , et al. Live-Imaging des Drosophila J. Vis. Exp. (2015){TAG_ 28}}Das Video zeigt eine Live-Imaging-Technik zur Untersuchung der Augenmusterung bei einer Drosophila melanogaster-Puppe. Grün fluoreszierendes Protein (GFP)-markierte Marker ermöglichen die Visualisierung der zellulären Organisation und Differenzierung während der Bildung der sich entwickelnden Augenstruktur.

Live-Bildgebung des Drosophila-Puppenauges mittels Fluoreszenzmikroskopie

Dieses Papier zeigt die Verwendung eines schnellen konfokalen Mikroskop, um Bildzelle Verhalten direkt durch die Puppenhülle. Nach dem Verlassen der Puppenhülle intakt ist, erlaubt dieses Verfahren die Beobachtung und Messung von dynamischen Zellprozesse im Stadium der Drosophila-Entwicklung, die schwer direkt zu studieren.

Imaging Durch die Puppenhülle von<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Dieses Protokoll stellt eine effiziente Methode zur Bildgebung des lebenden Neuroepithels des Puppenaugen von Drosophila dar. Diese Methode kompensiert Gewebebewegungen und ungleichmäßige Topologie, verbessert die Visualisierung von Zellgrenzen durch die Verwendung mehrerer GFP-markierter Verbindungsproteine und verwendet ein einfach zu montierendes Bildgebungsgerät.

Live-Bilder aus dem Drosophila Pupal Augen

Dieses Protokoll beschreibt ein detailliertes Verfahren für die langfristigen ex vivo Kultur und die Bildgebung eines Imaginalscheibe Drosophila. Es zeigt Photorezeptordifferenzierung und Ommatidienrotation innerhalb der 10 Stunden Periode von Live-Aufnahmen des Auges Scheibe. Das Protokoll ist einfach und erfordert keine teure Einrichtung erforderlich.

Langfristige Live-Imaging von<em&gt; Drosophila</em&gt; Augen Disc

Hier präsentieren wir eine einfach zu bedienende und vielseitige Methode ausführen live imaging von Entwicklungsprozessen im allgemeinen und Muskel-Sehnen-Morphogenese insbesondere in lebenden Drosophila Puppen.

In Vivo Bildgebung der Muskel-Sehnen-Morphogenese in Drosophila Puppen

Hier präsentieren wir ein Protokoll für die live-Imaging Wunde Reparatur und der damit verbundenen entzündlichen Reaktion bei hoher räumlich-zeitliche Auflösung in Vivo. Diese Methode nutzt das Puppenstadium Drosophila Entwicklung ermöglichen langfristige imaging und Verfolgung von bestimmten Zellpopulationen im Laufe der Zeit und ist kompatibel mit effizienten RNAi vermittelte gen-Inaktivierung.

Langfristig In Vivo Verfolgung von entzündlichen Zelldynamik in Drosophila Puppen

Dieses Protokoll ist für die Bildgebung und Analyse der Dynamik der Zellorientierung und des Gewebewachstums in der Drosophila-Bauchepithelie konzipiert, während die Fruchtfliege einer Metamorphose unterzogen wird. Die hier beschriebene Methodik kann auf die Untersuchung verschiedener Entwicklungsstadien, Gewebe und subzellulärer Strukturen in Drosophila oder anderen Modellorganismen angewendet werden.

Bildgebung und Analyse der Gewebeorientierung und Wachstumsdynamik in der Entwicklung drosophila Epithelia während der Pupal-Stadien

Dieses Protokoll beschreibt ein Verfahren zur Montage von Drosophila-Larven, um länger als 10 h ununterbrochene Zeitraffer-Bildgebung bei intakten lebenden Tieren zu erreichen. Diese Methode kann verwendet werden, um viele biologische Prozesse in der Nähe der Larvenkörperwand abzubilden.

LarvaSPA, Eine Methode zur Montage von Drosophila Larva für Langzeit-Zeitraffer-Imaging

Hier stellen wir ein detailliertes Protokoll zur Verfügung, um Live-Bildgebung der asymmetrischen Teilung von Keimbahnstammzellen (GSCs) in der ovariellen Nische von Drosophila durchzuführen. Wir verwenden eine transgene Linie, die ubiquitär eine grün fluoreszierende Protein (GFP)-Fusion des Spektrosomproteins Par-1 exprimiert.

Erweiterte Live-Bildgebung von weiblichen Drosophila melanogaster Keimbahn-Stammzellnischen

Lernen Sie die Langzeit-Live-Bildgebung der Puppenbeinentwicklung von Drosophila nach Puppenentfernung. Diese Methode ermöglicht die Beobachtung dynamischer Zellformänderungen während der Morphogenese.

Langzeit-Live-Bildgebung der Entwicklung der Puppenbein von Drosophila nach Entfernung der Puppen

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