Name: Ein pädiatrisches Gehirnerschütterungsmodell bei Mäusen: Geschlossene Kopfverletzung mit Langzeiterkrankungen (CHILD) (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-02-07T13:40:00.000+00:00
Duration: 7 min 1 s
Description: Erfahren Sie das CHILD-TBI-Modell für pädiatrische Gehirnerschütterungen bei juvenilen Mäusen. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung langfristiger Neuroinflammation, Verhaltensdefizite und Hirnveränderungen nach milder traumatischer Verletzung.

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Die Experimente wurden an 2 Standorten reproduziert, der Universität von Bordeaux (Frankreich) und der Universität von Kalifornien Riverside (CA, USA).
In Bordeaux wurden alle Versuche an männlichen und weiblichen P17 C57Bl6J-Mäusen durchgeführt, die in der Tiereinrichtung der Universität gezüchtet wurden. Die ersten Züchter wurden aus einer kommerziellen Quelle gewonnen und unter Standardbedingungen mit einem 12/12-stündigen Dunkel-/Hellzyklus, einer Temperatur von 21 °C ± 1 °C und einer Luftfeuchtigkeit von 55 % ± 10 % aufgezogen, wobei Futter und Wasser ad libitum bereitgestellt wurden. Die Versuchsverfahren entsprechen den Vorschriften des Tierpflegeausschusses der Universität Bordeaux, den französischen Gesetzen zur Verwendung von Versuchstieren (Zulassung #29324-2021012118549817 v3), den Richtlinien des Europäischen Rates (86/609/EWG) und den ANARRIVE-Richtlinien. Da es sich bei diesem Protokoll um ein mildes Modell eines Schädel-Hirn-Traumas handelt, verursacht es keine Schmerzen oder Belastungen. Als solches ist keine spezifische Schmerzbehandlung außerhalb der regulären Schmerztherapie erforderlich. Die Entwöhnung der Jungtiere (TBI, Shams) war bei P25 wirksam.
In Riverside wurden E13-trächtige weibliche C57Bl6J-Mäuse kommerziell erhalten, und alle Experimente wurden an den resultierenden Würfen sowohl bei männlichen als auch bei weiblichen Welpen im Alter von P17 durchgeführt. Die Tiere wurden mit einem automatisierten 12/12-Stunden-Dunkel-Hell-Zyklus und einer Temperatur von 21 °C aufgezogen. Muttertiere und Jungtiere hatten ad libitum Zugang zu Nahrung und Wasser. Alle Versuchsverfahren wurden von der University of California, Riverside Institutional Animal Care and Use Committee, genehmigt und entsprachen dem Tierschutzgesetz und den Richtlinien des öffentlichen Gesundheitsdienstes. Alle Welpen (TBI, Sham) in dieser Einrichtung wurden auf P21 entwöhnt.
Die Einzelheiten zu den Tieren, Reagenzien und Geräten, die in dieser Studie verwendet wurden, sind in der Materialtabelle aufgeführt.
1. Vorbereitende Schritte
<ol>
	<li>Um eine Unterkühlung zu vermeiden, erwärmen Sie die Kammer für die Narkoseeinleitung und die Aufwachkäfige im Voraus mit Wärmekissen.</li>
	<li>Stellen Sie das stereotaktische Gerät so ein, dass der Impaktor in einem Winkel von 90° montiert ist.</li>
	<li>Vergewissern Sie sich, dass alle Teile richtig angezogen und gesichert sind und dass der Kolben fest mit dem Prallkörper verschraubt ist.</li>
	<li>Schneiden Sie ein Aluminiumblech zu, das zum stereotaktischen Gerät passt (in diesem Fall 18 cm x 30 cm). Das hier verwendete Aluminium ist in Standard-Aluminiumqualität. Wickeln Sie den stereotaktischen Rahmen mit der Folie ein, um ein Polster zu bilden, auf das das Tier gelegt wird. Sichern Sie die Position und Spannung der Folie mit normalem Laborband, um das Gewicht des Tieres zu tragen.</li>
	<li>Schalten Sie den Impaktregler ein und stellen Sie die Aufprallgeschwindigkeit in Abhängigkeit von der Schwere der Verletzung auf 2 m.s-1 für Grad 1 (G1) oder 3 m.s-1 für Grad 2 (G2) für einen schwereren Aufprall ein (die Änderung dieses Parameters wirkt sich auf die Schwere der Gehirnerschütterung aus).</li>
	<li>Wiegen Sie die Tiere aus. Bei P17 muss das Gewicht der Tiere bei C57Bl6-Mäusen über 5,9 g liegen. Tiere, die unter dieses Gewicht fallen, sind ausgeschlossen. HINWEIS: In einigen Studien wurden CD1-Mäuse verwendet, und für P17 wurde der Schwellenwert auf über 6,5 g (persönliche Daten) festgelegt.</li>
</ol>
2. Verfahren bei leichten Schädel-Hirn-Verletzungen bei Jugendlichen
<ol>
	<li>Betäuben Sie die Maus mit einer 5-minütigen Exposition gegenüber Isofluran. Stellen Sie die Gaszusammensetzung auf ein Gemisch von 2,5 % (in diesem Fall ist der Träger ein synthetisches Luftgemisch mit 21 % Sauerstoff) mit einer Durchflussmenge von 1,5 l/min ein. HINWEIS: Ab diesem Schritt müssen alle Aktionen schnell durchgeführt werden, da nicht betroffene Tiere innerhalb von 5 Minuten aufwachen.</li>
	<li>Positionieren Sie den Mauskopf unter dem Impaktor. Der Welpe sollte in allen Längen ausgebreitet werden. Die Spitze hat einen Durchmesser von 3 mm und ist mit Gummi überzogen, um die Wirkung des Metalls auf den Schädel zu minimieren.</li>
	<li>Senken Sie den Schlagkörper ab, indem Sie den Knopf in die Position Verlängern stellen.</li>
	<li>Senken Sie den Impaktor grob ab und positionieren Sie die Maus so, dass sich der Impaktor genau zwischen den Ohren befindet. Schieben Sie dann die Maus so, dass die Kolbenspitze nach vorne auf das Äquivalent einer Kolbenspitze und eine Kolbenspitze links vom Tier bewegt wird (siehe Abbildung 1). HINWEIS: Scheintiere werden leicht vom Kolben entfernt positioniert (kein Teil des Tieres darf berührt werden).</li>
	<li>Senken Sie den Schlagkörper so ab, dass er den Kopf des Tieres berührt (Abbildung 1E2).</li>
	<li>Stellen Sie den Impaktor auf Einzug (Abbildung 1E3).</li>
	<li>Um die Schwere der Verletzung zu bestimmen, den Kolben für die Güteklasse 1 (G1) um 1 mm nach unten bewegen. Für einen stärkeren Aufprall der Klasse 2 (G2) den Kolben um 3 mm nach unten bewegen (Abbildung 1E4).</li>
	<li>Legen Sie die Verweilzeit unabhängig vom Schweregrad auf 0,1 s fest (das Ändern dieses Parameters wirkt sich nicht auf den Schweregrad der Gehirnerschütterung aus).</li>
	<li>Drücken Sie Impact auf dem rechten Knopf (Abbildung 1E5).</li>
	<li>Stellen Sie den linken Knopf schnell in die Aus-Position, damit das System nicht überhitzt. Weitere Informationen finden Sie im Flussdiagramm (Abbildung 2).</li>
</ol>
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67667/67667fig01.jpg"> 
Abbildung 1: Positionierung der Impaktorspitze. (A) Die Impaktorspitze wird zunächst auf der Mittellinie zwischen den Ohren positioniert. (B) Die Spitze wird dann um 3 mm nach vorne verschoben (entspricht einem Spitzendurchmesser). (C) Zum Schluss wird die Kolbenspitze auf der linken Seite der Maus um 3 mm verschoben. (D,E) Mögliche Positionen der Impaktorspitze in Bezug auf den Magnetzylinder. (D) Der Schlagkörper hat 3 Positionen in Bezug auf den Kolbenkörper (neutral, eingefahren oder ausgefahren/Schlag) mit einem Abstand von 5 mm zwischen ihnen. (E) Positionen der Schlagkörperspitze in Bezug auf die Schädeloberfläche in den verschiedenen Phasen des Eingriffs. (1) Position des Schlagkörpers in der neutralen Stellung; (2) Der Kolben wird so bewegt, dass er den Schädel des Tieres sanft berührt (Schritt 2.5); (3) Der Schlagkörper wird dann auf Einfahren eingestellt (Schritt 3.6); (4) Der gesamte Körper des Schlagkörpers wird um x mm nach unten bewegt (Schritt 2.7). Für die Sorte G1 eine Schlaggeschwindigkeit (y) von 2 m.s-1 mit einer Tiefe von 1 mm (x) für G1 oder eine Schlaggeschwindigkeit (y) von 3 m.s-1 mit einer Tiefe von 3 mm (x) für G2. (5) Sobald der Hebelstoß gedrückt wird, bewegt sich die Schlagkörperspitze während der Verweilzeit mit einer y-Geschwindigkeit unter die Schädeloberfläche, wenn sie wieder in die neutrale Position zurückkehrt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67667/67667fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67667/67667fig02.jpg"> 
Abbildung 2: CHILD-Flussdiagramm. Flussdiagramm, das die Schritte zur Induktion von CHILD bei PND17-Mäusen detailliert beschreibt, farbcodiert, um verschiedene Phasen der Gehirnerschütterungsinduktion zu kennzeichnen. Zu den Fotos des Aufbaus gehören (A) der gesamte CHILD-Induktionsaufbau (das Anästhesiegerät ist nicht sichtbar), einschließlich des Aufprallreglers, des stereotaktischen Geräts mit dem Impaktor und der Spitze, die über einer gespannten Alufolie positioniert sind, und der Aufwachbox, die sich auf einem Heizkissen befindet. (B) Gummi-Schlagspitze (3 mm) mit Skala. (C) Die stereotaktische Vorrichtung mit Zinnfolie, die über den stereotaktischen Rahmen gespannt ist, und dem Schlagmagneten, bei dem die Schlagspitze über der Folie positioniert ist. (D) Rückgewinnungskammer, die auf dem Wärmekissen sitzt. (E) Der Prallregler mit zwei Steuerschaltern, hervorgehoben wie im Flussdiagramm (rotes Kästchen = ausfahren/einfahren/ausschalten; violettes Kästchen = Aufprallumschalter). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67667/67667fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
3. Nachsorge nach einem Trauma
HINWEIS: Die folgenden Schritte können für die Offline-Analyse auf Video aufgezeichnet werden, so dass der Experimentator CHILD an mehreren Tieren hintereinander durchführen kann. Nichtsdestotrotz sollte das Wohlergehen der Tiere regelmäßig und wiederholt bewertet werden.
<ol>
	<li>Notieren Sie die Dauer der Apnoe, falls vorhanden (unmittelbar nach dem Aufprall) und ob es während des Aufpralls zu einer Kopfdrehung kam.</li>
	<li>Positionieren Sie die Maus auf der rechten Flanke in einem Bergungskäfig.</li>
	<li>Notieren Sie sich die Aufrichtzeit der Maus (Aufbäumen auf 4 Beinen) und die Zeit der Wiederaufnahme eines Erkundungsverhaltens. In der Regel wachen Scheinmäuse innerhalb von 3-4 Minuten auf und nehmen 3-4 Minuten später ein Erkundungsverhalten wieder auf (Abbildung 3). CHILD-Mäuse wachen innerhalb von 7-12 Minuten nach dem Aufprall auf (Abbildung 3A) und setzen die Erkundung innerhalb von 12-18 Minuten nach dem Aufprall fort (Abbildung 3B), je nach Geschlecht und Schwere des Aufpralls (Abbildung 3A,B). HINWEIS: Wenn das betroffene Tier sein Erkundungsverhalten nicht innerhalb von 30 Minuten wieder aufnimmt, wird das Tier ausgeschlossen.</li>
	<li>Sobald sie vollständig genesen sind, bringen Sie die Tiere in ihren Heimatkäfig zurück. Zu diesem Zeitpunkt sollte das Verhalten von Schein- und KINDERMÄUSEN (Schweregrad G1 oder G2) genau ähnlich sein, und Tiergruppen sollten innerhalb des Wurfes nicht unterscheidbar sein. HINWEIS: Die Tiere können bis zu 18 Monate nach der Verletzung14 unter den zu Beginn der Methoden angegebenen Bedingungen gehalten werden. Die Bewertung der Verhaltensergebnisse kann mit einer Reihe von Tests in Verbindung mit MRT-Messungen, Miniskop-Bildgebung, Histologie und Immunhistochemie durchgeführt werden12. Die Immunhistochemie für GFAP und NeuN kann zu einem frühen Zeitpunkt verwendet werden, um das Modell und das Vorhandensein von Gewebeveränderungen zu validieren.</li>
</ol>
4. Immunhistochemie
HINWEIS: Einen Tag nach der Verletzung wurden Tiere aus der G2- und der Scheingruppe (n = 4 Mäuse für G2 und n = 4 für Sham) anästhesiert und transkardial mit 4 % Paraformaldehyd (PFA) perfundiert, das in phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) 0,1 M, pH 7,4 bei 4 °C hergestellt wurde. Die Gehirne wurden10 aus dem Schädel entnommen und über Nacht in die gleiche PFA-Lösung getaucht und dann vor dem Schneiden mit Natriumazid (0,1%) auf PBS übertragen. Anschließend wurden Koronale Schnitte mit Hilfe eines Vibratoms in 50 μm Dicke präpariert. Für eine lange Lagerung wurden die Schnitte bis zur Verwendung in kryoprotektives Medium (30 % Ethylenglykol und 20 % Glycerin in PBS) bei -20 °C gelegt. Um den Einfluss der Gehirnerschütterung auf die Gliose und den neuronalen Verlust des Gehirns zu charakterisieren, wurde eine Immunhistochemie durchgeführt, die auf GFAP und NeuN abzielt, wie hier unten beschrieben.
<ol>
	<li>Waschen Sie die Gehirnabschnitte 4 Mal für 10 Minuten in PBS.</li>
	<li>Die Schnitte werden 10 min lang bei Raumtemperatur (RT) in Blockierlösung (1 % BSA, 0,3 % Triton X-100 in PBS) übertragen.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Schnitte über Nacht bei 4 °C mit den folgenden Primärantikörpern, die in Blockierungslösung verdünnt sind: Hühner-Anti-GFAP (1:3000) und Kaninchen-Anti-NeuN (1:500).</li>
	<li>Die Scheiben 4 Mal für 10 min in PBS unter Rühren waschen.</li>
	<li>Übertragen Sie dann die Abschnitte in eine Blockierungslösung, die die sekundären fluoreszierenden Antikörper enthält, verdünnt 1:1000 für 1 h bei RT, Alexa-Fluor-488-nm Ziegen-Anti-Kaninchen und Alexa-Fluor-568-nm Ziegen-Anti-Huhn.</li>
	<li>Waschen Sie dann die Abschnitte 4 Mal für 10 min in PBS unter Rühren.</li>
	<li>Montieren Sie die Abschnitte mit einem Montagemedium auf Dias und fügen Sie ein Deckglas hinzu. Halten Sie die Dias bis zur Bildaufnahme bei 4 °C.</li>
	<li>Erfassen Sie Immunfluoreszenz mit einem Epifluoreszenzmikroskop und einer Mikromanager-Software. Verwenden Sie ein Stitching-Plugin mit einer 10-fachen Linse, um gekachelte Bilder von ipsilateralen und kontralateralen Hemisphären zu erhalten. HINWEIS: Negativkontrollfärbungen, bei denen der Primärantikörper oder Sekundärantikörper weggelassen wurde, zeigten keine nachweisbare Markierung. Für eine detailliertere Bildanalyse kann die Fiji-Software15 verwendet werden, um die Immunfärbeparameter in verschiedenen interessierenden Regionen16 zu quantifizieren.</li>
</ol>

<meta charset="utf8"></head><body>CHILD-Modell – Rekapitulation von juvenilen Gehirnerschütterungen und Langzeitfolgen bei Mäusen

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<li>Hunniford, V. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+systematic+assessment+of+preclinical+multilaboratory+studies+and+a+comparison+to+single+laboratory+studies%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">A systematic assessment of preclinical multilaboratory studies and a comparison to single laboratory studies.</a> eLife. 12, e76300(2023).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>BSA</td><td>Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l. 80 Rue de Luzais L'lsle-d'Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex Frankreich</td><td>A7030</td><td></td></tr><tr><td>C57Bl6J Mäuse&nbsp;</td><td>Charles River Laboratorium Frankreich CRLF 9 Alle. Moulin Berger, 69130 &Eacute; cully, Frankreich</td><td></td><td>Bordeaux</td></tr><tr><td>Elektromagnetischer Impaktor</td><td>Leica Biosystems, Richmond, IL USA</td><td>Impact One stereotaktischer Impaktor</td><td></td></tr><tr><td>Epifluoreszenzmikroskop</td><td>Olympus, BX41, Center Valley, PA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ethylenglykol</td><td>Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l 80 Rue de Luzais L'lsle-d'Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex Frankreich</td><td>102466</td><td></td></tr><tr><td>GFAP-Primärantikörper</td><td>Millipore, Billerica, MA</td><td>AB5541</td><td>Hühner-Anti-GFAP</td></tr><tr><td>GFAP-Sekundärantikörper</td><td>Molecular Probes, Invitrogen</td><td>A11034</td><td>Ziegen-Anti-Kaninchen AlexaFluor&nbsp; 488</td></tr><tr><td>Glycerol</td><td>Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l. 80 Rue de Luzais L'lsle-d'Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex Frankreich</td><td>G5516</td><td></td></tr><tr><td>Hochleistungs-Aluminiumfolie</td><td>Kirkland</td><td>RK611</td><td>bezogen bei Cosco</td></tr><tr><td>Micromanager Software&nbsp;</td><td>(NIH, USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>NeuN Primärantikörper</td><td>AbCam, Discovery Drive, Cambridge Biomedical Campus, Cambridge, CB2 0AX, UK</td><td>AB128886</td><td>Kaninchen Anti-NeuN</td></tr><tr><td>NeuN Sekundärantikörper</td><td>Molekulare Sonden, Invitrogen</td><td>A11041</td><td>Ziegen Anti-Hühner AlexaFluor 568</td></tr><tr><td>PBS</td><td>Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l. 80 Rue de Luzais L'lsle-d'Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex Frankreich</td><td>P5493</td><td></td></tr><tr><td>PFA</td><td>Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l. 80 Rue de Luzais L'lsle-d'Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex Frankreich</td><td>1.04003</td><td></td></tr><tr><td>Natriumazid</td><td>Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l 80 Rue de Luzais L'lsle-d'Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex Frankreich</td><td>26628-22-8</td><td></td></tr><tr><td>Stereotaktischer Rahmen - Basis</td><td>KOPF Instrumente 7324 Elmo St, Tujunga, CA 91042, &Eacute; tats-Unis</td><td>900-C</td><td></td></tr><tr><td>Stereotaktischer Rahmen - Elektrodenmanipulator</td><td>KOPF instruments 7324 Elmo St, Tujunga, CA 91042, &Eacute; tats-Unis</td><td>960</td><td></td></tr><tr><td>Stereotaktischer Rahmen - u-Rahmen</td><td>KOPF instruments 7324 Elmo St, Tujunga, CA 91042, &Eacute; tats-Unis</td><td>900-U</td><td></td></tr><tr><td>Triton x-100</td><td>Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l. 80 Rue de Luzais L'lsle-d'Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex Frankreich</td><td>X100</td><td></td></tr><tr><td>Vectashield</td><td>Vector laboratories</td><td>H-1000-10</td><td>Eindeckmedium</td></tr><tr><td>Vibratome</td><td>Leica Biosystems, Richmond, IL USA</td><td>VTS1000</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Jackson Labor The Jackson Laboratory 600 Main Street Bar Harbor, ME USA 04609</td><td></td><td>UCR</td></tr></tbody></table>

ein pädiatrisches gehirnerschütterungsmodell bei mäusen: geschlossene kopfverletzung mit langzeiterkrankungen (child) 

A Pediatric Concussion Model in Mice: Closed Head Injury with Long-Term Disorders (CHILD)

Das CHILD-Modell ist ein relativ schnelles und reproduzierbares Modell des mTBI bei pädiatrischen Mäusen, das auch Variationen in Schweregrad und Lokalisation zulässt. Die CHILD-Mäuse zeigten erwartungsgemäß signifikant längere Erholungszeiten nach einer geschlossenen Kopfverletzung (Abbildung 3). Bei der Aggregation von Kohorten (n = 36 weibliche Scheine, n = 140 männliche Scheine, n = 30 weibliche G1, n = 55 männliche G1, n = 32 weibliche G2, n = 141 männliche G2) wurde eine Verzögerung de...

Ein pädiatrisches Gehirnerschütterungsmodell bei Mäusen: Geschlossene Kopfverletzung mit Langzeiterkrankungen (CHILD) 

Concussions and mild traumatic brain injuries (mTBI) during childhood represent a significant health endangerment, with many patients later in life ...

a-pediatric-concussion-model-mice-closed-head-injury-with-long-term

Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Quelle: Yang, Z., et.al. Ein Modell für repetitive Gehirnerschütterungen bei Mäusen. J. Vis. Exp. (2016). Dieses Video zeigt die Induktion von wiederholten Gehirnerschütterungen bei einer Maus mit Hilfe eines elektromagnetischen Aufprallgeräts. Bei dem Verfahren wird die Aufprallspitze zwischen der interfrontalen und der lambdoiden Naht am Schädel einer anästhesierten Maus positioniert und mit einer Sondenspitze die Aufpralltiefe genau eingestellt. Der Aufprall wird mit einer kontrollierten...

Modellierung von repetitiven Kopfverletzungen im Mausmodell

Eine Gehirnerschütterung stellt die häufigste Art von traumatischen Hirnverletzungen dar. Daher kann ein repetitives Tiermodell mit Gehirnerschütterung, das die wichtigen Merkmale einer Verletzung bei Patienten repliziert, ein Mittel zur Untersuchung einer Gehirnerschütterung auf strenge, kontrollierte und effiziente Weise bieten.

Ein Repetitive erschütternder Head Injury-Modell in Mäusen

Athleten absorbieren mehrere hundert milde traumatische Hirnverletzungen (mTBI) / Gehirnerschütterungen jedes Jahr; Die Konsequenz dieser auf das Gehirn ist jedoch schlecht verstanden. Daher bietet ein Tiermodell von Einzel- und Wiederholungs-MTBI, das konsequent repliziert klinisch relevante Symptome bietet die Mittel, um die Studie von MTBI und Gehirnerschütterung voranzutreiben.

Ein Mausmodell der einzelnen und repetitiven milden traumatischen Gehirnverletzung

Das Protokoll beschreibt ein leichtes Schädel-Hirn-Trauma in einem Mausmodell. Insbesondere wird ein Schritt-für-Schritt-Protokoll zur Induktion einer leichten Mittellinien-geschlossenen Kopfverletzung und die Charakterisierung des Tiermodells vollständig erläutert.

Elektromagnetisch gesteuertes Closed-Head-Modell für leichtes Schädel-Hirn-Trauma bei Mäusen

In dieser Arbeit stellen wir ein Rattenmodell mit geschlossenem Schädel-Hirn-Trauma (mTBI) und dessen Validierung vor, das eine bemerkenswerte Ähnlichkeit mit dem menschlichen mSHT in Bezug auf Verhaltensmanifestationen während der akuten und subakuten Stadien aufweist.

Rattenmodell für leichte traumatische Verletzungen mit geschlossenem Kopf und seine Validierung

Dieses Protokoll stellt ein modifiziertes Mausmodell für repetitive milde traumatische Hirnverletzungen (rmTBI) vor, die über eine geschlossene Kopfverletzungsmethode (CHI) induziert werden. Der Ansatz zeichnet sich durch ein verdünntes Schädelfenster und eine Flüssigkeitsperkussion aus, um die Entzündung zu reduzieren, die häufig durch die Exposition von Hirnhäuten verursacht wird, sowie eine verbesserte Reproduzierbarkeit und Genauigkeit bei der Modellierung von rmTBI bei Nagetieren.

Modifiziertes Mausmodell für repetitives leichtes Schädel-Hirn-Trauma mit verdünntem Schädelfenster und flüssiger Perkussion

Hier beschreiben wir eine molekulare Auslesen der langfristigen olfaktorische...

A Molecular Auslesen Langfristige Olfactory Anpassung in<em&gt; C. elegans</em

Riech ensheathing Zellen (OECs) sind Neuralleistenzellen, die das Wachstum der primären Riechzellen zu ermöglichen. Diese spezielle Eigenschaft kann für die zelluläre Transplantation verwendet werden. Wir stellen hier ein Modell der zellulären Transplantation basierend auf der Verwendung von OECs in einer Kehlkopfnervenschädigung-Modell.

Transplantation von olfaktorischen Zellen ensheathing zu Funktionswiederherstellung nach peripheren Nervenschäden Bewerten

Echtzeit-Bildgebung des embryonalen Säugetier Cochlea ist eine Herausforderung, weil die Entwicklungsprozesse bei der Hand arbeiten auf einem zeitlichen Gradienten über zehn Tage. Hier präsentieren wir eine Methode zur Kultivierung und dann Abbilden embryonalen Cochlea Explantatgewebe von einem fluoreszierenden Reporter Maus über fünf Tage.

Langfristige Zeitraffer-Imaging von Maus Cochlear Explantate

Hier beschreiben wir eine Methode, um geschlossene Kopftraumatische Hirnverletzungen (TBI) in Drosophila zuzufügen. Dieses Verfahren stellt ein Tor zu den zellulären und molekularen Mechanismen, die TBI Pathologien mit der Vielzahl von experimentellen Werkzeuge und Techniken für Fliegen verfügbar zugrunde zu untersuchen.

Eine Methode, um geschlossene Kopftraumatische Hirnverletzung in Verursacht<em&gt; Drosophila</em

Erfahren Sie das CHILD-TBI-Modell für pädiatrische Gehirnerschütterungen bei juvenilen Mäusen. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung langfristiger Neuroinflammation, Verhaltensdefizite und Hirnveränderungen nach milder traumatischer Verletzung.

Ein pädiatrisches Gehirnerschütterungsmodell bei Mäusen: Geschlossene Kopfverletzung mit Langzeiterkrankungen (CHILD)

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