Name: Verbesserte Methodik für die Flüssigkeitsabgabe in die Lunge der Maus: Intubation mit einem Consumer-Otoskop (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-06-17T12:40:00.000+00:00
Duration: 13 min 50 s
Description: Lernen Sie eine verbesserte Intubationsmethode für Mäuse mit einem Consumer-Otoskop zur zuverlässigen Flüssigkeitsabgabe in die Lunge. Diese Technik minimiert Gewebetrauma und reduziert Variabilität bei pulmonalen Therapiestudien.

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Es ist zwingend erforderlich, dass diese Verfahren vom institutionellen Ausschuss für Tierpflege und -verwendung (IACUC), der im Protokoll aufgeführt ist, überprüft und genehmigt werden, und dass das Veterinärpersonal konsultiert wird, bevor fortgefahren wird. Die IACUC an unserer Institution genehmigte das Protokoll vor Beginn des Experiments und überprüfte den Videoinhalt vor der Einreichung. Unterstützung und Schulung wurden durch das Tulane Department of Comparative Medicine erhalten, um den höchsten Pflegestandard für alle unsere Labortiere zu gewährleisten.
1. Einrichten
HINWEIS: Siehe Abbildung 2 für die Einrichtung.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67676/67676fig02.jpg"> 
Abbildung 2: Die für die geführte Intubation verwendete Station ist wie abgebildet vorbereitet. Von links: Pipetten für die Verabreichung, Sprudelschlauch zur Bestätigung der korrekten Platzierung des Endotrachealtubus, Pinzette, Spatel, pädiatrisches Nasenspekulum (besprochen, aber für dieses Verfahren nicht benötigt), helfende Hände, Lupenlicht, Mausständer mit Nasenkonus, faseroptische Sonde, Anästhesie-Induktionskammer. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67676/67676fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<ol>
	<li>Reinigen Sie den mit dem Intubationskit gelieferten Sicherheitskeil mit einem Isopropanol-Vorbereitungspad. Schieben Sie den sauberen Sicherheitskeil (grün im Video) auf die 20 G flexible Kanüle und entsorgen Sie die mitgelieferte Nadel sicher. HINWEIS: Das verwendete Nagetier-Intubationskit (Materialtabelle) enthält Intubations-Sicherheitskeile. Dabei handelt es sich um kleine, konische Hüllen, die über einen flexiblen Katheter von 20 G x 1 Zoll passen. Sie verhindern, dass der Katheter die Carina beschädigt.</li>
	<li>Besorgen Sie sich die anderen benötigten Werkzeuge, darunter ein Mobiltelefon, ein handelsübliches Otoskop, ein Mausstativ mit Nasenkonus, eine fein gezackte, gebogene Pinzette, den vorbereiteten Endotrachealtubus (aus 1.1) und das faseroptische Licht, falls Sie ihn verwenden. Reinigen Sie all diese vor dem Gebrauch mit Isopropanol-Vorbereitungspads.</li>
	<li>Nehmen Sie ca. 20 cm flexiblen Schlauch. Biege es in eine U-Form, füge an einem Ende einen Luer-Lock-Anschluss hinzu und befestige es mit einem Drehbinder. Geben Sie 200-300 μl steril gefiltertes Wasser oder Tusche in das Röhrchen. Im Folgenden wird diese Anordnung als "Blasenrohr" bezeichnet.</li>
	<li>Machen Sie eine Nahtschlaufe, indem Sie ~13 cm geflochtene Seidennaht der Größe 0 in einen Kreis binden. Platzieren Sie diese Schlaufe oben auf dem Ständer und stellen Sie sicher, dass beide Seiten der Naht gesichert sind und der Ständer sauber ist. Platzieren Sie den Mausständer auf der Metallbasis für Lupenlicht. Positionieren Sie die helfenden Hände an der Stelle, an der sich der Mund der Maus befinden wird. HINWEIS: Viele Anbieter stellen austauschbare Ständer her (siehe Materialtabelle), und einer kann im Labor kostengünstig hergestellt werden 4,7,14. Zur Aufhängung des Tieres wurde eine geflochtene Seidennaht der Größe 0 verwendet. Die Verwendung anderer Materialien für den gleichen Zweck wurde jedoch beschrieben 4,13.</li>
	<li>Platzieren Sie eine Maus in der Anästhesie-Induktionskammer. Verwenden Sie eine konstante Durchflussmenge O2 bei 0,8 l/min und 2 % Isofluran. Betäuben Sie das Tier ausreichend (siehe Hinweis), damit es während des Setzens des Nasenkegels nicht erwacht. Unterdrücken Sie die Atemfrequenz der Maus nicht signifikant. Regelmäßige Atemzüge helfen bei der Wertschätzung der Stimmlippen. HINWEIS: Die Atemfrequenz der Maus sollte normal sein. Dieses Kriterium wird verwendet, um die geeignete Anästhesietiefe zu bestimmen. Dies kann von Tier zu Tier variieren und 200 Atemzüge/min überschreiten. Daher ist es weder praktisch noch notwendig, die Atemzüge zu zählen oder eine Zehenkneifung zu verwenden. ACHTUNG: Dieser Vorgang kann bei Bedarf abgebrochen werden. Die Tiere sollten jedoch nicht länger als unbedingt erforderlich in der Induktionskammer bleiben.</li>
	<li>Schließen Sie das Otoskop an ein Mobiltelefon an und stellen Sie sicher, dass der Video-Feed stabil ist. VORSICHT: Um die Isofluran-Exposition der Forscher während dieses Verfahrens zu minimieren, verwenden Sie ein chemisches Atemschutzgerät, wenn Sie mehrere Intubationen durchführen oder in dieser Methode trainieren. Alternativ können Sie den Eingriff in einem Abzug durchführen.</li>
</ol>
2. Tierhaltung
<ol>
	<li>Sobald das erste Tier schläft, nehmen Sie es aus der Induktionskammer, ziehen Sie es ab und legen Sie die oberen Zähne auf die Länge der Naht. Üben Sie leichte Spannung auf das Tier aus, um die Positionierung der Naht beizubehalten, während Sie die Maus wieder auf den Ständer legen. HINWEIS: Im Durchschnitt werden die Tiere insgesamt 2 Minuten lang betäubt, einschließlich Induktion. Dies verringert das Risiko für das Tier erheblich, macht eine ophthalmologische Schmierung überflüssig und verhindert die Bildung von Speichel. Arbeiten Sie daran, die Tiere so kurz wie möglich sediert zu halten.</li>
	<li>Stellen Sie den Halswinkel leicht nach hinten ein (stellen Sie den Hals in eine leichte Verlängerung, 5°-15°). Schieben Sie den Nasenkegel vorsichtig über die Nasenlöcher. Drücken Sie den Kegel nicht fest nach unten, da er die Naht beeinträchtigen und die Maus aufhängen kann.</li>
	<li>Fassen Sie die Zunge mit einer großen, fein gezackten, gebogenen Pinzette so fest wie möglich an der Unterlippe. Ziehe es nach unten und weg von den oberen Zähnen zu einer Seite der unteren Zähne. ACHTUNG: Längeres Tressen, übermäßige Spannung oder Quetschen der Zunge können die Gesundheit der Tiere beeinträchtigen. Bitte überwachen Sie die Zunge auf Anzeichen eines Traumas (Blutergüsse, Blutungen, Schwellungen oder Austrocknung), und brechen Sie den Eingriff ab, wenn Sie beobachtet werden, und alarmieren Sie das Tierarztpersonal.</li>
	<li>Wenn Sie helfende Hände verwenden, stützen Sie die Pinzette in dieser Position ab. Abhängig von der Erfahrung und der Sehschärfe des Forschers kann eine beleuchtete Lupe bei der richtigen Positionierung des Tieres helfen.</li>
	<li>Führen Sie das faseroptische Licht (falls verwendet) durch den flexiblen Katheter, wobei der Intubationssicherheitskeil (grün im Video) an Ort und Stelle ist. HINWEIS: Befestigen Sie das Glasfaserkabel nicht zu fest an der Lichtquelle. Wenn Sie zu stark drücken, ist es schwierig, das Licht zu entfernen, während der Endotrachealtubus an Ort und Stelle bleibt.</li>
</ol>
3. Visuelle Wertschätzung der Stimmbänder und der Intubation
<ol>
	<li>Mit dem Otoskop in der nicht dominanten Hand drücken Sie es leicht auf die Zunge. Richten Sie dann die Kamera und ihre Lichtquelle aus, um die Stimmbänder in der Nähe des Zungenansatzes zu visualisieren. HINWEIS: Leichte Abweichungen in der Anatomie und der Gewebefarbe können die Orientierung erschweren. Verwenden Sie die Bewegung, die mit der Atmung verbunden ist, um die strukturelle Identifizierung zu bestätigen.</li>
	<li>Führen Sie die Kanüle bei eingeschaltetem faseroptischem Licht (falls verwendet) entlang der Oberseite des Otoskops durch und halten Sie leichten Kontakt mit der Basis der Zunge oder dem Lippenteil des Otoskops als Referenz. Schieben Sie es in den Mund der Maus zwischen die weiche Palette und die Lippe des Otoskops. HINWEIS: Wenn das faseroptische Licht nicht verwendet wird, kann der in Schritt 4 beschriebene "Blasenschlauch" zu diesem Zeitpunkt am Katheter befestigt werden. Helles, fokussiertes Licht im Mund der Maus ist für diese Änderung des Verfahrens erforderlich.</li>
	<li>Stellen Sie den Annäherungswinkel so ein, dass der Katheter sehr flach ist. Unmittelbar nach dem Einführen des Katheters (weniger als 1 mm über die Stimmlippen hinaus) heben Sie die Spitze des Katheters an, so dass sie fast parallel zur Tischplatte ist. Dadurch wird verhindert, dass der Epiglottis den Katheter dorsal in die Speiseröhre drückt. Besonders während des Trainings, bei Schwierigkeiten oder zu Beginn der eigenen Erfahrung ist die Verwendung des Video-Feeds von unschätzbarem Wert, um den Endotrachealtubus zwischen den Stimmlippen zu platzieren. HINWEIS: Die Speichelproduktion behindert die Sicht auf die Stimmlippen nicht, während dieser Vorgang abgeschlossen ist. Die Verwendung eines Baumwollapplikators mit Speerspitze zur Entfernung von behinderndem Speichel wird jedoch in früheren Publikationen bei der Intubation von Ratten beschrieben19. Diese Methode kann sich als nützlich erweisen, wenn Speichel zu einem Problem wird.<ol>
		<li>Wenn Sie auf Widerstand stoßen, entfernen Sie sofort den Katheter und lassen Sie die Atmung wieder normal werden. Wenn Blutungen beobachtet werden, wenden Sie sich an das Tierarztpersonal. HINWEIS: Beim Vorschieben des Katheters sollte es fast keinen Widerstand geben.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Bestätigung der Platzierung des Endotrachealtubus
<ol>
	<li>Bestätigen Sie visuell mit dem Otoskop, dass sich der Endotrachealtubus an der richtigen Stelle befindet. Stellen Sie außerdem sicher, dass die Sonde korrekt platziert wird, indem Sie berücksichtigen, dass die Luftröhre während der Platzierung weniger Widerstand leistet als die Speiseröhre. Beachten Sie, dass sich der Endotrachealtubus in der richtigen Position ~5 mm hinter den Stimmlippen befindet. Achten Sie darauf, dass das Licht der Glasfaserquelle durch die Halshaut scheint, um erneut zu bestätigen, dass die Platzierung korrekt ist. HINWEIS: Der Intubationssicherheitskeil sollte verhindern, dass der Endotrachealtubus zu weit eingeführt wird. Der Sicherheitskeil verhindert ein Trauma der Carina; Es muss jedoch nicht den Fortschritt verhindern. Es sollte als Sicherheitsmerkmal verwendet werden und die optimale Tiefe ist oft flacher, als der Keil zulässt.</li>
	<li>Halten Sie dann den Endotrachealtubus fest und entfernen Sie das faseroptische Licht. Stellen Sie sicher, dass der Katheter mit der "Bubble-Methode" (siehe unten) korrekt platziert wird, anstatt mit einem Spiegelbeschlagen.</li>
	<li>Nehmen Sie das in Schritt 1.3 vorbereitete Blasenröhrchen. Bereiten Sie es vor dem Eingriff vor und verwenden Sie es für alle Tiere wieder. ACHTUNG: Die 200-300 μl Wasser oder Tinte im Luftpolsterrohr sollten niemals abgesaugt werden. Um dies zu vermeiden, stellen Sie sicher, dass die Flüssigkeit weit vom Luer-Lock entfernt ist.</li>
	<li>Wenn der Endotrachealtubus an Ort und Stelle ist, fixieren Sie den Blasenschlauch mit dem Luer-Lock. Das Tidalvolumen sollte sofort ersichtlich sein. Ist dies nicht der Fall, ist der Endotrachealtubus falsch platziert. Entfernen Sie es schnell und lassen Sie die normale Atemfrequenz der Maus zurückkehren. ACHTUNG: Wenn der Katheter in der Speiseröhre verlegt wird, wird die Luftröhre zusammengedrückt und eine ausreichende Atmung verhindert. Eine Fehlplatzierung geht oft mit einer erschwerten Atmung (einschließlich eines nennenswerten Beitrags der Interkostalmuskulatur) und/oder einer dramatisch verringerten Atemfrequenz einher. Darüber hinaus kann das Kanulieren der Speiseröhre zu einem Muskelkrampf führen, der eine spätere Intubation erschwert; Aus diesem Grund empfehlen wir den Einsatz mehrerer Tiere während des Trainings.</li>
</ol>
5. Intratracheale Entbindung
VORSICHT: Ähnlich wie bei der Zungenzugmethode bei der oropharyngealen Entbindung besteht bei der Entbindung durch Intubation die Gefahr, dass das Tier ertränkt wird. Bei jugendlichen und erwachsenen Mäusen sind 50 μl ein im Allgemeinen sicheres Flüssigkeitsvolumen, das in der Lunge verteilt werden kann.
<ol>
	<li>Wenn Sie eine Spritze zur Verabreichung verwenden: Nehmen Sie den Blasenschlauch und den Luer-Lock vom Katheter ab, setzen Sie eine geladene Luer-Slip-Spritze auf und drücken Sie den Kolben, um das gewünschte Volumen (maximal 50 μl) abzugeben.</li>
	<li>Wenn Sie eine Pipette zur Verabreichung verwenden: Pipettieren Sie das gewünschte Volumen (maximal 50 μl) direkt in den Katheter und lassen Sie die Maus die Lösung inhalieren. HINWEIS: Wenn Sie trainieren, sollten Sie einen Indikator wie verdünnte, gefilterte Tusche oder Methylenblau verwenden.</li>
	<li>Um eine diffuse Abgabe an die Lunge zu gewährleisten, spülen Sie die abgegebene Flüssigkeit mit bis zu 500 μl Luft in die Lunge20. Dies kann entweder mit einer vorgeladenen 0,5-ml-Luer-Lock-Spritze oder einem P1000-Pipettierer mit Filterspitze erfolgen, die sich beide als zuverlässig erwiesen haben. Falls gewünscht, können mehrere Vertiefungen des Pipettierers durchgeführt werden, ohne eine negative Aspiration der abgegebenen Flüssigkeit zu riskieren. VORSICHT: Wenn Sie das Tier mit dieser Methode impfen, sollten Sie erwägen, die Inokulumkonzentration zu verringern, da die Verabreichungseffizienz im Vergleich zur oropharyngealen Aspiration oder intranasalen Verabreichung erhöht ist. HINWEIS: Bei der Spülung des Inokulums mit Luft kann die Verwendung von mehr als dem Tidalvolumen (~200 μL) erforderlich sein. Die Verwendung von 500 μl birgt jedoch kein Risiko für ein Barotrauma, da es nur etwa die Hälfte der vitalen Kapazität ausmacht21. Erwachsene Mäuse haben eine inspiratorische Reservekapazität von etwa ~800 μL, so dass selbst wenn die Maus unmittelbar vor dem Spülen inspiriert hat, kein Barotrauma auftritt21. Überlegen Sie, ob niedrigere Luftspülvolumina Ihren Anforderungen an die Verteilung des Inokulums entsprechen könnten (100-200 μl wurden empfohlen).</li>
</ol>
6. Bewertung der Lieferung
HINWEIS: Dies geschieht nur, wenn man das Verfahren trainiert oder übt.
<ol>
	<li>Euthanasieren Sie das Tier auf humane Weise gemäß dem genehmigten IACUC-Protokoll. Hier wurden die CO2 -Asphyxie als primäre Methode der Euthanasie und die Zervixluxation als konfirmatorische Methode der Euthanasie eingesetzt.</li>
	<li>Öffnen Sie die Brustwand und entfernen Sie die Lunge. Öffnen Sie dazu das Bauchfell, greifen Sie von der kaudalen Seite auf das Zwerchfell zu und punktieren Sie es mit einer kleinen Schere, wo das Herz zu sehen ist. Dies führt dazu, dass sich die Lunge zurückzieht und mehr Platz gibt, um die Brusthöhle zu öffnen, indem die Rippen durchtrennt werden. HINWEIS: Wenn eine Perfusion erforderlich ist, um das Blut in der Lunge zu reduzieren, führen Sie den Eingriff in diesem Stadium durch den rechten Ventrikel des Herzens durch.</li>
	<li>Spülen Sie die Lunge nach dem Entfernen kurz mit 1 ml sterilem PBS. Legen Sie sie flach auf eine weiße Oberfläche (wie einen chirurgischen Schwamm), um die maximale Fläche freizulegen und gleichzeitig die relative Positionierung des Lappens beizubehalten.</li>
	<li>Fotografieren Sie die Lunge ex vivo (wir haben ein Mobiltelefon verwendet), öffnen Sie die Bilder in ImageJ und quantifizieren Sie die gefärbten und ungefärbten Bereiche, indem Sie den Umriss der Farbstofffront nachzeichnen. Quantifizieren Sie den gefärbten Bereich mit einem unabhängigen verblindeten Forscher, um Verzerrungen zu vermeiden. HINWEIS: Bei Verwendung von Lumineszenz und IVIS, wie in Abbildung 3 gezeigt, sollte anstelle von Schritt 6 eine In-vivo-Live-Bildgebung durchgeführt werden.</li>
</ol>

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<li>Rayamajhi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-surgical+intratracheal+instillation+of+mice+with+analysis+of+lungs+and+lung+draining+lymph+nodes+by+flow+cytometry%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry.</a> J Vis Exp. (51), e2702(2011).</li>
<li>Hattori, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+expression+profiling+of+IL-17A-treated+synovial+fibroblasts+from+the+human+temporomandibular+joint%5BTitle%5D)+AND+%22Mediators+Inflamm%22%5BJournal%5D)">Gene expression profiling of IL-17A-treated synovial fibroblasts from the human temporomandibular joint.</a> Mediators Inflamm. 2015, 436067(2015).</li>
</ol>

Weltweit sind Atemwegserkrankungen die häufigste Todesursache bei Kindern unter 5 Jahren und eine der Hauptursachen für Morbidität und Mortalität bei Erwachsenen1. Im Jahr 2021 war die SARS-CoV2-Infektion die dritthäufigste Todesursache in den USA2. Mausmodelle werden häufig zur Untersuchung von Lungenerkrankungen wie Asthma, Lungenentzündung, chronisch obtrusiven Lungenerkrankungen und Lungenfibrose verwendet. Fast alle diese Modelle erfordern die Abgabe von flüssigen Mitteln an die Lunge. Dies kann durch direkte Kanulation der Luftröhre (typischerweise unter direkter Visualisierung unter Verwendung einer chirurgischen Cut-Down-Technik), intranasale Verabreichung oder oropharyngeale Aspiration nach der etablierten Zungenzugmethodeerfolgen 3,4,5. Diese Techniken haben jedoch alle Nachteile. Die Bildung von Narbengewebe nach der chirurgischen Cut-Down-Technik macht sie ungeeignet für Studien, die eine wiederholte Verabreichung von Wirkstoffen an die Lunge erfordern, und die beiden letztgenannten Techniken können zu einer variablen Lungenabgabe führen. Darüber hinaus kann bei der Anwendung der Zungenzugmethode ein Gewebetrauma der Zunge ausgeprägt sein, und die Verabreichungseffizienz hängt vom Forscher ab, der das Verfahren durchführt, siehe Abbildung 1.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67676/67676fig01.jpg"> 
Abbildung 1: Die geführte Intubation und die IT-Instillation führen zu einer verbesserten Abgabe an die Lunge und einer geringeren Variabilität im Vergleich zum Zungenzug. (A) Drei verschiedene Untersucher verabreichten 50 μl verdünnte indische Tinte durch Zungenzug, die etablierte Methode zur oropharyngealen (OP) Verabreichung. Zwei Forscher gaben auch Tinte an die Lunge ab, indem sie wie beschrieben intubierten. (B) Die Lunge wurde 1-4 h nach der Entbindung entnommen und unter 2-facher Vergrößerung fotografiert. Die Fotos wurden mit ImageJ auf fleckige Flächen untersucht. (n=6 (Intubation) oder 9 (OP-Verabreichung), Ergebnisse aus 2 oder 3 unabhängigen Replikaten von 2 -3 verschiedenen Forschern, p&lt;0,0001 Welch's T Test) (C) Die Variabilität in der Lungenverabreichung wurde ebenfalls als prozentuale Abweichung vom Mittelwert berechnet. Die OP-Verabreichung war weitaus variabler. (p = 0,0317, walisischer T-Test, GraphPad Prism 10.2.3 alle Statistiken und Grafiken) (C57BL/6J Männliche und weibliche Mäuse wurden verwendet, sie waren ~10 Wochen alt.) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67676/67676fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
Die Anatomie der Maus macht die Intubation schwierig und zeitintensiv. Der Mund ist klein, und das bukkale Gewebe kann die Sicht des Forschers auf die Rima glottidisbehindern 6. Darüber hinaus sind die Stimmlippen sehr klein, und es kann schwierig sein, sie zu sehen, da sie nahe am Zungenansatz liegen. Schließlich ist es schwierig, die korrekte Platzierung des Endotrachealtubus zu bestätigen, da das kleine Tidalvolumen oft nicht in der Lage ist, einen Spiegel zu beschlagen7. Diese Schwierigkeiten haben zu einer Reihe innovativer Techniken zur Intubation von Mäusen geführt. Zu diesen verbesserten Verfahren gehören die Verwendung eines neonatalen Laryngoskops und eines Drahtes, um einen Katheter in die Luftröhrezu schieben 8,9, die Verwendung einer faseroptischen Lichtquelle zur Führung und Versteifung des Katheters10,11 und die Verwendung einer Live-Videoübertragung6. In jüngerer Zeit hat die Verwendung eines klinischen Otoskops die orotracheale Intubation unterstützt12. Andere haben Transillumination eingesetzt, um die Stimmritze sichtbar zu machen und Mäuse zu intubieren 7,13,14. Diese Methoden haben jedoch viele Nachteile. Die Verwendung von Enthaarungsmitteln am Hals der Maus und die Nähe der Tiere zu einer heißen Lichtquelle machen die Durchleuchtung zu einem nicht idealen Ansatz. Die Verwendung der Nadel im Katheter oder das Einführen von scharfen Instrumenten in den Mund bedeutet, dass einige Methoden zur Versteifung des Katheters die Tiere einem unangemessenen Risiko aussetzen. Schließlich birgt ein Schnitt über der Luftröhre zur Bestätigung der Platzierung erhebliche Nachteile, einschließlich der Notwendigkeit von Sterilität und der Ansammlung von Narbengewebe. Bisher hat sich die intratracheale Instillation durch Intubation als zu schwierig für eine breite Einführung erwiesen15 und die Fortschritte in der methodischen Entwicklung sind isoliert und von vielen Laboratorien ungenutzt geblieben15. Weitere Studien haben sich auf die Wahl des Anästhetikums während der Entbindung konzentriert und festgestellt, dass Ketamin Vorteile gegenüber Isofluran5 haben kann. Da Isofluran jedoch keine kontrollierte Substanz ist und nach Abschluss des Eingriffs schnell nachlässt, bietet es attraktive Vorteile, so dass wir diese Form der Anästhesie verwendet haben, während wir andere Aspekte dieser Methodik optimiert haben16,17.
Die von uns beschriebene Methode überwindet die Visualisierungsherausforderungen, die andere zu lösen versucht haben, mindert die Risiken für Versuchstiere, verringert die Zeit, die benötigt wird, um kleine Volumina intratracheal über einen Endotrachealtubus zu injizieren, erhöht das Flüssigkeitsvolumen, das die Lunge erreicht, und bietet eine verbesserte Methode zur Bestätigung der Platzierung des Endotrachealtubus. Die Verwendung eines Aufhängeständers, magnetischer helfender Hände (Krokodilklemmen an flexiblen Armen, die an einer Basis befestigt sind) und hellerer Beleuchtung ermöglichen es einem einzelnen Forscher, eine effiziente intratracheale Entbindung durchzuführen. Die Visualisierung wird durch ein Otoskop für zu Hause mit WIFI-Konnektivität erleichtert. Dieses Gerät ist günstiger als kommerzielle Intubationsinstrumente. Darüber hinaus ermöglicht die WIFI-Konnektivität einen gleichzeitigen Video-Feed auf einem tragbaren Gerät (z. B. einem Mobiltelefon), wodurch es für das Training geeignet ist. Bei der Intubation kann entweder eine faseroptische Lichtquelle verwendet werden, die durch einen 20 g x 1" flexiblen (PTFE) Katheter gefädelt wird (Nadel entfernt), oder der Katheter ohne Licht. Die Tiefenkontrolle erfolgt durch zwei Methoden - das Hinzufügen eines Intubationssicherheitskeils (ein konischer Schutz am Katheter) und die Tiefenbeobachtung im Video-Feed. Die Platzierung des Endotrachealtubus wird mit der "Blasenmethode" bestätigt, um das Tidalvolumen klarer zu visualisieren als mit der traditionellen Spiegelnebelmethode18. Dies ist für das Tier weniger belastend, als sich auf eine Trachealobstruktion zu verlassen, um den Atemdrang10 zu modifizieren und die Platzierung zu bestätigen. Die kombinierte Verwendung von Verlängerungsschläuchen, die an den Katheter gekoppelt sind, um eine erfolgreiche Intubation zu bestätigen (im Folgenden als Bubble-Methode bezeichnet), vereinfacht von Watanabe et. al7, und ein Consumer-Video-Otoskop in einem einzigen Verfahren macht die Intubation zu einer praktischen Methode für die therapeutische Verabreichung an die Lunge und zu einer deutlichen Verbesserung der Zungenzugmethode (siehe Abbildung 1). Wenn Sie eine zuverlässige, konsistente und erschwingliche Methode für die nicht-chirurgische Flüssigkeitsabgabe in die Lunge von Mäusen suchen, insbesondere ohne den Einsatz von kontrollierten Substanzen (wie Ketamin) oder teuren Geräten, kann die folgende Methode ideal sein.

<table><tbody><tr><td>Fiber Optic LightiFiber Optic Lighting Kit, Maus</td><td>Kent Scientific&nbsp;</td><td>ETI-12ETI--02</td><td>Eine Komponente der Glasfaserbaugruppe, kompatibel mit anderen Leuchten und dem Ersatz-Glasfaserkabel unten</td></tr><tr><td>Alternative Faseroptische Baugruppe</td><td>Braintree Scientifuc</td><td>RW-A37 47</td><td>eine Alternative, nicht diskutiert (aber wir sehen keinen Grund, warum sie nicht funktionieren würde)</td></tr><tr><td>Alternative Faseroptische Montage</td><td>Harvard Gerät</td><td>72-9075</td><td>eine Alternative, nicht diskutiert (aber wir sehen keinen Grund, warum sie nicht funktionieren würde)</td></tr><tr><td>Alternative faseroptische Montage</td><td>Handgefertigt von Labor</td><td>N/A</td><td>Anleitung hier unter Verwendung eines Gummistopfens: DOI 10.3791/50318</td></tr><tr><td>Alternative faseroptische Montage</td><td>Handgefertigt von Labor</td><td>N/A (unten aufgeführte Materialien)</td><td>Hergestellt aus einem konischen 50-ml-Deckel, Klebeband und 0,75 mm faseroptischen</td></tr><tr><td>Faser-Intubationsständer, Maus</td><td>Kent Wissenschaftlich&nbsp;</td><td>ETI--01</td><td>Verstellbarer Ständer für die Intubation, viele selbstgebaute Versionen verfügbar, Spitzengestelle und Holzplattformen verwendet, einige Alternativen aufgelistet, viele geeignete Alternativen verfügbar.</td></tr><tr><td>Alternative Intubationsständer</td><td>Braintree Scientifuc</td><td>RIS 100</td><td>eine Alternative, nicht diskutiert (aber wir sehen keinen Grund, warum sie nicht funktionieren würde)</td></tr><tr><td>Alternative Intubationsständer</td><td>Natsume Seisakusho</td><td>KN-1014</td><td>eine Alternative, nicht diskutiert (aber wir sehen keinen Grund, warum sie nicht funktionieren würde)</td></tr><tr><td>Alternative Intubationsständer</td><td>Vetland</td><td>000A3467</td><td>eine Alternative, nicht diskutiert (aber wir sehen keinen Grund, warum sie nicht funktionieren würde)</td></tr><tr><td>Alternative Intubationsständer</td><td>Handgefertigt von Labor</td><td>N/A</td><td>Hergestellt aus einem 3-Ringordner hier: DOI 10.3791/60844 (mehrere alternative Methoden veröffentlicht)</td></tr><tr><td>Nicht resorbierbares geflochtenes Seidennaht, Größe 0</td><td>Fine Science Tools&nbsp;</td><td>18020-00</td><td>nicht länger als 1 Zoll beschädigt die Carina&nbsp;</td></tr><tr><td>Safelet IV Katheter 20G x 1"</td><td>Nipro</td><td>NPRCI+2025</td><td>Oder ähnlich</td></tr><tr><td>RS-5358 Mikro-Präparierzange</td><td>Fisher</td><td>RS-5358</td><td>Oder ähnlich, beinhaltet helfende Hände&nbsp;</td></tr><tr><td>Lupe mit Licht und Ständer, EOOKU Flexible Magnetic Helping Hand, 5X& 10X 12V 108pcs LED-Perlen Lupenlampe, 3 Modi einstellbare schwenkbare Schwanenhalsarme & Heavy Duty Bodenplatte</td><td>Amazon</td><td>https://www.amazon.com/Magnifying- EOOKU-Flexibel-verstellbarer-Schwanenhals /dp/B0C5MC6QNW/ref=sr_1_5?crid=F4 PZY6UOCEE9& dib=eyJ2IjoiMSJ9..com gj5cKLw4v3CDSkrQKcs73kXqVtnJl JpBKEp_FcTCIEQSO3EirxEYoH ySohcPg0ZDhmnFwGeLit22nM SJxpz1MPP0 q6-PwbPzzMT0RWB_pXkmSBiAo5xB J4QSf8_BoLZ4u8S8lfIo5WI9-VuXj75X eo0LQfyfy gaSMgW58XO2bbasOfaw cwxZXs5cTqCUmKh5bRn7A19_ cY2a0-x_ly-27RXXPinVbBNW00Ww8jY55x fnWFCaK5lnPb4VxSV6iTCOhMnkm TopFiA3rCLNXcBDGCwfLdw22w 17T0c_rRhh-Mrew . TtsVr89Bo5YLvaXvarcbKxJ07GK zMMVSg5op4U5eyvA& dib_tag= se& keywords=Vergrößerung+Glas+mit +Licht+EOOKU+3+in+1& qid=1709661 709& sprefix=Vergrößerung+Glas+mit+ Licht+eooku+3+in+1%2Caps%2C98& sr=8-5</td><td>Oder ähnlich, jede gebogene, fein gezackte Pinzette funktioniert&nbsp;</td></tr><tr><td>Ohrenschmalzentfernung - Ohrenschmalzentferner-Werkzeug mit 8 Stück Ohrset - Ohrenreiniger mit Kamera - Ohrenschmalzentfernungsset mit Licht - Ohrkamera mit 6 Ohrlöffeln - Ohrenreiniger für iOS & Android (Schwarz)</td><td>Amazon</td><td>https://www.amazon.com/Ear-Wax- Entfernen-Android%EF% BC%88Schwarz%EF%BC%89/dp/B0 9KZ8TS7L/ref=pd_lpo_sccl_1/147 -1203879-4147304?pd_rd_w=Lt8 Ta& content-id=amzn1.sym.1ad20 66f-97d2-4731-9356-36b3edf1ae 04& pf_rd_p=1ad2066f-97d2-4731 -9356-36b3edf1ae04& pf_rd_r= MDQ3AHH4AC8T2KFX1RBE& pd_rd_wg=ja4H2& pd_rd_r=52d9 372c-b34b-4f6a-93f6-974754d96 3d9& pd_rd_i=B09KZ8TS7L& PSC=1</td><td>oder ähnlich, mehrere Marken verfügbar&nbsp;</td></tr><tr><td>AZIMOM PMMA Kunststoff End Glow Glasfaserkabel 0,75 mm (0,02 Zoll) 100 m (328 Fuß) / Rolle für Sternenhimmel Decke Alle Arten von LED-Lichtmotor Treiber Quelle</td><td>Amazon</td><td>https://www.amazon.com/AZIMOM -Kunststoff-schneidbare-Decke-1 Stück0-00 98in328ft / dp / B07WC9JV5N / ref=sr _1_9?dib=eyJ2IjoiMSJ9.K7NmvB hJOux4zdNBKSPo-ac4HYPDPUS F85Qlra7o7G2FQl9MQLj1D7QtPJ cxnAeDiYm_yNWPhwj44nhSfwqM vs1AtulruHGEsfjLEAjRGSFpNLgN H-Ewc190MluERArk91lR9Od6ceB Hkz2AJad11hVUkWEOb0-emUWW b2U4fNN0upQKgyD1vE eU0DtClQ73tDe22z4CXrSLP7vC D9jF2APfz1liHou_zdiAyCSFb1Df bC8Ymce6zXV0qOD3gQFkm6j NV5bN1DG8SH_BaV4vofzj98T JVRnNElEzUzjx0rY..AMHl3h-jIz GTeGjvej0Nq8FTPLEPmfiQ UDPz_U6ctI0& dib_tag=se& Schlüsselwörter=fiber%2Boptic%2Blight %2Bstrands& qid=1722619884& sr =8-9& th = 1</td><td>Oder ähnlich, Faser wird verwendet, um das Gerät in Linie 7 zu bauen</td></tr><tr><td>50 ml konisches Röhrchen</td><td>Cell Treat</td><td>, 229421</td><td>jeder undurchsichtige 50 ml-Schraubverschluss mit konischem Deckel aus Kunststoff funktionieren sollte. Kommt nicht in Kontakt oder Nähe mit dem Tier, daher ist keine Sterilität erforderlich&nbsp;</td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>VetOne</td><td>Consult Tierarzt</td><td></td></tr><tr><td>Innoculum&nbsp;</td><td>N/A</td><td>Spezifisch für Ihr Experiment</td><td></td></tr><tr><td>Pipettenspitzen (Filter)</td><td>N/A</td><td>Sterilfilter p100 und p1000 Spitzen verwendet</td><td>Marke/Lieferant nicht relevant&nbsp;</td></tr><tr><td>Induktionskammer</td><td>N/A</td><td>Wie bei Ihrer Institution verfügbar</td><td>Marke/Lieferant nicht relevant&nbsp;</td></tr><tr><td>Isopropanol Prep Pads</td><td>N/A</td><td>Für die Reinigung von Instrumenten</td><td>Marke/Lieferant nicht relevant&nbsp;</td></tr><tr><td>Schläuche&nbsp;</td><td>N/A</td><td>flexible Schläuche mit kleinem Durchmesser funktionieren&nbsp;</td><td>Für den Bau von "Bubble Tube"&nbsp; (unseres hat einen Durchmesser von ~3 mm und wurde aus einer Infusionsleitung entnommen)</td></tr><tr><td>Luer-Lock</td><td>N/A</td><td>passend für Ihren obigen Schlauch</td><td>Für den Bau von "Bubble Tube"</td></tr><tr><td>3M Halbgesichtsmaske Atemschutzmaske</td><td>3M</td><td>17-986-9B</td><td>zur Begrenzung der Gasbelastung</td></tr><tr><td>Twist Tie</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>, um die U-Form des Blasenschlauchs beizubehalten</td></tr></tbody></table>

verbesserte methodik für die flüssigkeitsabgabe in die lunge der maus: intubation mit einem consumer-otoskop

Improved Methodology for Liquid Delivery to the Mouse Lung: Intubation using a Consumer Otoscope

Wie in Abbildung 1 und Abbildung 3 zu sehen ist, führte die intrapulmonale Inokulation mit der traditionellen Zungenzugmethode (oropharyngeale Verabreichung) zu einer lückenhaften, inkonsistenten Tintenverteilung und einer größeren Variabilität zwischen den Forschern. Im Gegensatz dazu führte die IT-Instillation nach der Intubation zu einer konsistenteren Verabreichung sowohl in die rechte als auch in die linke Lunge und war weniger variabel (Abbildungen 1C und Abbildung 3D). In der Lunge von Tieren, die durch oropharyngeale Aspiration mit Zungenzug Tinte erhalten, ist die Tinte subtil und nur in der Nähe der großen Atemwege von Tieren vorhanden (Abbildung 1A). Im Gegensatz dazu breitete sich die Tinte bei geführter Intubation viel weiter in das Gewebe aus und markierte einen weitaus größeren Bereich der Lunge. Beim Vergleich der mit Tinte gefärbten Lungenoberfläche zwischen den Methoden erwies sich die Intubationsmethode als dem Zungenzug weit überlegen (Abbildung 1B). Die Variabilität in der Menge der zugeführten Tinte war auch unter den Intubationsbedingungen drastisch geringer (Abbildung 1C). Die vergrößerte Färbung der Lungenfläche und die geringere Variabilität in der Flüssigkeitsmenge, die die Lunge erreicht, deuten stark darauf hin, dass die IT-Abgabe dem Zungenzug überlegen ist.
Wie in Video 1 zu sehen ist, haben herkömmliche Endoskope (wie bereits veröffentlicht) eine zu lange Brennweite, um die Stimmlippen zu erfassen und die Platzierung des Endotrachealtubus zu leiten 6,19. Im Gegensatz dazu hatten Videobilder, die mit einem Consumer-Otoskop aufgenommen wurden (Abbildung S1 und Zeitstempel: 6:34 und 7:05 im Video), eine viel bessere Auflösung, was zu einer verbesserten Visualisierung der Stimmritze führte.
Diese Intubationsmethode umfasst mehrere Überprüfungen der Sondenplatzierung in der Luftröhre. Das Tidalvolumen der Maus war bei Verwendung der Blasenmethode (Abbildung S2 und Zeitstempel: 8:25) leicht erkennbar und dient als endgültige Sicherheit, dass die abgegebene Flüssigkeit in die Lunge gelangt.
Um die Varianz der beiden Verabreichungsmethoden weiter zu beurteilen, untersuchten wir die Transgenexpression im Lungengewebe nach Inokulation von Mäusen mit 1 x 1011 vg AAV6.2-Luciferase unter Verwendung der beiden verschiedenen Methoden (oropharyngeale Instillation durch die Zungenzugmethode oder intratracheale Verabreichung nach geführter Intubation). Sieben Tage nach der Verabreichung des Vektors wurden Lumineszenzmessungen mit einem In-vivo-Bildgebungssystem (IVIS) durchgeführt (Abbildung 3A). Dann berechneten wir die mittlere Ausstrahlung über beide Lungen. 10 min vor der Bildgebung (30 s Exposition) wurden ihnen 200 μl Luciferin (15 mg/ml) subkutan injiziert. Wie in Abbildung 3B gezeigt, hatten Tiere, denen der Vektor durch oropharyngeale Instillation verabreicht wurde, ein Lumineszenzsignal, das sowohl im Brust- als auch im Nasenbereich weit verbreitet war. Im Gegensatz dazu zeigten Tiere, denen der Vektor durch intratracheale Verabreichung mittels geführter Intubation verabreicht wurde, eine konzentrierte Lumineszenz in der Lunge. Die durchschnittliche Ausstrahlung bei intubierten Tieren war im Vergleich zur oropharyngealen Verabreichung wesentlich höher, was auf eine verbesserte Effizienz der Vektorabgabe in die Lunge und eine verringerte Variabilität der Verabreichung hinweist, berechnet anhand der Differenz zum Mittelwert (Abbildung 3C und Abbildung 3D).
Die positiven Ergebnisse der Intubationsmethode waren eine replizierbare Instillation von bis zu 50 μl in die Lunge der Maus (durchgeführt in Abbildung 1 und Abbildung 3), mit diffuser Verteilung in der gesamten Lunge (wie in Abbildung 1 gezeigt) und nicht in anderen Bereichen (wie den oberen Atemwegen/der Nase, wie in Abbildung 3 zu sehen).
Jegliche Schädigung des Tieres, übermäßiger Stress, verringertes Flüssigkeitsvolumen, das die Lunge erreicht, schlechte Verteilung des Inokulums in der Lunge oder längerer Trainingsbedarf hätten ein negatives Ergebnis dargestellt, sind aber nicht eingetreten.
Video 1: Eine traditionelle endoskopische Ansicht des Oropharynx und der Stimmlippen der Maus ist unscharf und schwer effektiv zu nutzen. Die Brennweite von 3 cm dieses Endoskops bedeutet, dass die Stimmlippen und die Ausrichtung schwer zu erkennen sind. Zunge unten links. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67676/Video1%20T.%20Parks%20Remcho%20(1).mp4" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um dieses Video herunterzuladen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67676/67676fig03.jpg"> 
Abbildung 3: Die Intubation führt zu einer größeren Abgabe an die Lunge mit geringerer Variabilität im Vergleich zur OP-Aspiration. (A) 6-10 Wochen alte weibliche BALB/c-Mäuse wurden mit 1x1011 vg AAV6.2-Luciferase (Penn Vector Core) dosiert und 7 Tage später mit in vivo Biolumineszenz-Bildgebung (IVIS) untersucht. 10 min vor der Bildgebung (30 s Exposition) wurden ihnen 200 μl Luciferin (GoldBio, 15 mg/ml) subkutan injiziert. (Erstellt mit biorender.com) (B) Repräsentative IVIS-Bilder von Mäusen, die AAV6.2-Luciferase durch OP-Aspiration (Zungenzug, links) oder IT-Verabreichung (Intubation, rechts) erhielten. Die interessierenden Bereiche sind gleich groß, und die durchschnittliche Strahldichte innerhalb des Bereichs wird in der Abbildung angezeigt. (C) Quantifizierung des Luciferase-Signals bei OP-Aspiration (n=7) im Vergleich zu Intubationsmäusen (n=5). p&lt;0,0001 durch ungepaarten Welsh-t-Test mit der After-Log-Transformation von Luciferase-Rohdaten. (D) Abweichung vom Mittelwert in Prozent der mittleren durchschnittlichen Strahldichte. (p=0,0381, walisischer T-Test) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67676/67676fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
Abbildung S1: Gezeigt werden Beispielbilder aus dem Consumer-Otoskop, das im beschriebenen Protokoll für die geführte Intubation verwendet wird (links) und einem Endoskop mit ähnlichen Kosten und Verfügbarkeit (rechts). Beachten Sie die deutlichen Unterschiede in der Schärfe zwischen den Bildern. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67676/FigureS1.jpeg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.</a>
Abbildung S2: Ein Beispielbild, das das Blasenrohr im Einsatz zeigt. Das Atemzugvolumen bewegt das Tröpfchen in der Blasenröhre schnell um mehrere Zentimeter. Das Tröpfchen bewegt sich nur sehr wenig, wenn sich der Schlauch in der Speiseröhre befindet. Die Atemfrequenz und das Atemzugvolumen konnten mit dieser Methode geschätzt werden. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67676/FigureS2.jpeg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.</a>
Abbildung S3: Eine grundlegende Beleuchtungsbaugruppe, die den Kauf eines teuren faseroptischen Beleuchtungssets überflüssig macht. Eine 20 G Nadel wurde durch ein konisches 50 mL dickes 0,75 mm Glasfaserkabel geschoben und mit einer Rasierklinge auf Länge (~1m) geschnitten und mit Klebeband fixiert. Das Fixieren des Katheters war aufgrund des festen Sitzes auf dem Glasfaserkabel nicht erforderlich. Das Befestigen des konischen Deckels über einer Handy-Taschenlampe führt zu einer ausreichenden Lichttransduktion, um eine Intubation in einem abgedunkelten Raum durchzuführen. Diese Montage senkt die Kosten, die ein Labor, das diese Technik einsetzt, übernehmen muss, weiter. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67676/FigureS3.jpeg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.</a>

Verbesserte Methodik für die Flüssigkeitsabgabe in die Lunge der Maus: Intubation mit einem Consumer-Otoskop

Consistent delivery of liquids, including potential therapies, to the lungs is critical for modeling pulmonary disease and pre-clinical therapeutic ...

improved-methodology-for-liquid-delivery-to-mouse-lung-intubation

Research

Forschung

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie und Infektion

Wiederholte Messungen von Nagetier Atemfunktion und Probenahme von Atemwegs Entzündungszellen sind wünschenswert, aber in der Regel nicht möglich. Hier beschreiben wir eine wiederholbare Methode für oral Intubation Mäuse, wiederholte Messungen der Atemwege Hyperreaktivität und die Entnahme von Atemwegs-inflammatorischen Zellen ermöglicht.

Eine reversible, nicht-invasive Methode für Airway Resistance-Messungen und bronchoalveolären Lavage Sampling in Mäuse

Dieses Video beschreibt eine einfache und zuverlässige Methode zum Einbringen von Flüssigkeit in die Luftröhre zur Lungeninstillation, Fixierung und Lungenvolumenmessung.

Lungeninstillation und -fixierung: Einbringen von Flüssigkeit in die Luftröhre und Fixieren der Lunge zur Messung des fixierten Lungenvolumens

Wir haben eine einfache, zuverlässige und relativ kostengünstiges Verfahren zur Intubation bei Mäusen durch direkte Laryngoskopie mit einem Otoskop mit einem 2,0-mm-Spekulum entwickelt. Diese Technik ist atraumatisch und für wiederholte Messungen bei chronischen Experimente eingesetzt werden. Wir finden es besser als zuvor berichtet, Tracheostoma oder chirurgischen Techniken.

Intubation bei Mäusen<em&gt; Über</em&gt; Direkte Laryngoskopie Mit einem Otoskop

Dieses Papier beschreibt eine striaghforward und effiziente Methode zur Intubation Mäusen Lungenfunktion Messungen oder pulmonale Instillation, dass die Mäuse sich zu erholen und zu späteren Zeitpunkten untersucht werden können. Das Verfahren beinhaltet eine kostengünstige LWL-Lichtquelle, die direkt beleuchtet die Luftröhre.

Eine einfache Methode der Maus Lung Intubation

Die Verwendung eines Modells, das den Zustand von Lungenerkrankungen in Menschen nachahmt, ist für die Untersuchung der Pathophysiologie und / oder Ätiologie von bestimmten Krankheiten und für die Entwicklung von therapeutischen Eingriff. Hier eine nicht-invasive Methode, die intratracheale Intubation direkt liefern kann exogene Materialien Maus Lunge wird vorgestellt.

Nichtinvasive Intratracheale Intubation, die Pathologie und Physiologie der Maus Lung Study

Intubation vermittelte intratracheale (IMIT) Instillation von Reagenzien ist ein ausgezeichnetes, nicht-invasive Methode zur Untersuchung Atemwegserkrankungen, sowie ein Verfahren zum Einträufeln therapeutische Reagenzien direkt in die Lunge. Es ist eine schnelle und hoch reproduzierbare Methode, die sich für vorklinische Tests ist.

Intubation vermittelte Intratracheale (IMIT) Instillation: eine nichtinvasive, lungenspezifischen Delivery System

Dieser Artikel stellt eine schnelle und einfache Methode zur Bleomycin direkt in die Luftröhre Maus über Intubation verabreicht wird. Die wichtigsten Vorteile dieser Methode sind, dass sie in hohem Maße reproduzierbar, leicht zu beherrschen ist, und nicht spezialisierte Ausrüstung oder langwierige Wiederherstellungszeiten erfordern.

Ein verbessertes Verfahren zur schnellen Intubation der Luftröhre in Mice

Die intratracheale (IT) Verabreichung von Versuchsmitteln bei Mäusen führt oft zu einer asymmetrischen Abgabe in die distale Lunge.  In diesem Bericht beschreiben wir einen direkten intrabronchialen (IB) Ansatz, um jede Lunge bei lebenden Mäusen nicht operativ zu nulaten.  Dieser Ansatz kann verwendet werden, um Wirkstoffe selektiv in eine Lunge zu verabreichen, oder kann angepasst werden, um die symmetrische Wirkstoffabgabe in beide Lungen zu verbessern.

Direkte intrabronchiale Verabreichung zur Verbesserung der selektiven Agentenablagerung innerhalb der Mauslunge

Das Ziel dieses Artikels ist es, eine verfeinerte Methode der Intubation der Labormaus zu beschreiben. Die Methode ist nichtinvasiv und daher ideal für Studien, die eine serielle Überwachung der Atemfunktion und/oder die Instillation von Behandlungen in die Lunge erfordern.

Wiederholte orotracheale Intubation bei Mäusen

In dieser Arbeit schlagen wir ein Protokoll für die intratracheale Lipopolysaccharid-Abgabe (LPS) mittels nicht-invasiver oropharyngealer endotrachealer Intubation vor. Diese Methode minimiert das Trauma des chirurgischen Eingriffs für das Tier und gibt LPS genau in die Luftröhre und dann in die Lunge ab.

Nichtinvasive intratracheale Lipopolysaccharid-Instillation bei Mäusen

Dieses Protokoll beschreibt eine einfache, kostengünstige, videounterstützte Methode zur orotrachealen Intubation, die eine schnelle und visuell geführte Intubation bei erwachsenen Ratten unter Isoflurananästhesie ermöglicht.

Videounterstützte orotracheale Intubation bei Ratten mit einem kostengünstigen, smartphone-verbundenen Otoskop

Lernen Sie eine verbesserte Intubationsmethode für Mäuse mit einem Consumer-Otoskop zur zuverlässigen Flüssigkeitsabgabe in die Lunge. Diese Technik minimiert Gewebetrauma und reduziert Variabilität bei pulmonalen Therapiestudien.

Verbesserte Methodik für die Flüssigkeitsabgabe in die Lunge der Maus: Intubation mit einem Consumer-Otoskop

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