Chronische Schädelfenstertechnik für wiederholte kortikale Aufzeichnungen während der Anästhesie bei Schweinen

Diese Forschung zielt darauf ab, eine skalierbare und zuverlässige Methode für chronische kortikale Aufzeichnungen bei Schweinen zu entwickeln, die die Herausforderungen des Geräteversagens und der Gewebereaktionen angeht und die Neurowissenschaften, Diagnostik und Forschung verbessert. Um Informationen über längere Zeiträume aus dem Gehirn zu extrahieren, konzentrieren sich die aktuellen Technologien darauf, eine stabile und zuverlässige Schnittstelle zwischen der Elektrode und dem Gehirn zu schaffen, die konsistente Signale von derselben neuronalen Population gewährleistet. Elektrokortikographie und intrakranielle Aufzeichnungen werden in der Regel für längere Gehirnaufnahmen verwendet.

Diese Elektroden verbleiben an der gleichen Stelle, aber die Gewebegrenzfläche der Elektrode ändert sich aufgrund von Gewebereaktionen und Gerätefehlern. Identifizieren Sie zunächst den Bregma-Punkt, indem Sie gerade Linien zwischen jedem Ohr und dem kontralateralen Auge zeichnen. Der Bregma-Punkt befindet sich am Schnittpunkt dieser Linien.

Machen Sie mit einem Skalpell einen Schnitt leicht seitlich zum Bregmapunkt. Setzen Sie den Schnitt mit einem Kauterisator durch die Haut fort. Nachdem Sie das sterile Tuch platziert haben, machen Sie mit einem Skalpell den ersten Schnitt an der markierten Seite in der Dermis.

Setzen Sie den Schnitt mit einem Kauterisator durch die Haut fort. Nach dem Einsetzen des Retraktors heben Sie die Haut mit einer Pinzette an und durchtrennen das avaskuläre Bindegewebe zwischen dem Periost und dem Unterhaut, um Flexibilität für das spätere Nähen zu erhalten. Platzieren Sie einen weiteren Retraktor, um die zusätzliche Flexibilität der Haut zu ermöglichen.

Bohren Sie mit einem abgerundeten Bohrer ein Loch mit einem Durchmesser von 10 Millimetern frontal zur sagittalen Nahtlinie und lateral zur Mittelliniennaht. Sobald die Dura sichtbar wird, wechseln Sie zu einem kleineren Bohrer, um die maximale Breite des Lochs auf Dura-Ebene zu erreichen. Schneiden Sie die Kanten des Lochs mit Rongeuren ab.

Vergewissern Sie sich, dass das Schädelfenster vollständig in das Bohrloch passt und lückenlos bis zum Boden reicht, und bestimmen Sie die entsprechende Tiefe. Während Sie das Schädelfenster festhalten, markieren Sie die Positionen der Schraubenlöcher mit einer Handbohrmaschine. Entfernen Sie das Schädelfenster und bohren Sie die markierten Löcher bis zu einer Tiefe von mindestens vier Millimetern.

Setzen Sie dann das Schädelfenster wieder ein. Nachdem Sie die Nadel aus dem Schmetterlingsinfusionsset entfernt haben, messen Sie die Tiefe des Schraubenlochs durch das Schädelfenster mit dem stumpfen Schmetterling. Setzen Sie eine Schraube mit passender Länge in das Loch ein und befestigen Sie sie.

Platzieren Sie einen U-Verbinder unter der Schraube, die den Schädel perforiert und die Dura berührt. Führen Sie zwei Nadeln senkrecht zum Nervenverlauf im Abstand von etwa zwei Zentimetern ein. Durchstechen Sie die Haut erneut, etwa drei Zentimeter vom Einstichpunkt entfernt.

Führen Sie die Cooner-Drähte durch die Nadeln und entfernen Sie die Nadeln, wobei die Drähte teilweise unter der Haut verbleiben. Nachdem Sie die Mikroelektrokortikographie-Elektrode in Alkohol getaucht haben, legen Sie sie in den ZIF-Clip Headstage. Bringen Sie die Mikroelektrokortikographie-Elektrode mit einem Mikromanipulator vorsichtig mit einem Wattestäbchen an ihren Platz.

Verbinden Sie die Erdungsdrähte der Elektrode mit einem Krokodilstecker mit der Erdungsschraube. Legen Sie sterile Gaze auf die Elektrode, um einen festen Gewebekontakt zu gewährleisten. Tröpfeln Sie Kochsalzlösung mit Körpertemperatur auf die Gaze, um ein Austrocknen des Gewebes zu verhindern.

Wenden Sie dann über den peripheren Draht eine elektrische Stimulation auf den Nervus ulnaris an, um kleine Bewegungen in der Vordergliedmaße hervorzurufen. Vorschau spontaner und evozierter Gehirnsignale. Platzieren Sie die Schädelfensterkappe, um das Schädelfenster zu schließen, und stellen Sie sicher, dass sie genau in das Schädelfenster passt und keine zusätzliche Befestigung erforderlich ist.

Legen Sie einen Antibiotikabeutel auf die Schädelfensterkappe. Verschließen Sie die Haut subkutan mit der vergrabenen vertikalen Matratzentechnik mit einzelnen resorbierbaren Nähten, die fünf bis 10 Millimeter voneinander entfernt sind. Binden Sie die letzten drei Nähte, nachdem alle Nähte gelegt wurden.

Legen Sie anschließend die intradermalen Nähte kontinuierlich an, beginnend ein bis zwei Zentimeter lateral der Inzisionsstelle und tunneln Sie unter der Haut zur Hautschicht, aber unter deren Oberfläche. Binden Sie einen Knoten am seitlichen Ende, um Reizungen oder das Lösen der Naht zu vermeiden. Legen Sie dann die durchgehende Naht zwischen die subkutanen Nähte, bis die andere Seite des Schnitts erreicht ist.

Machen Sie einen neuen Schnitt in der Dermis mit einem Skalpell leicht seitlich der Mittellinie. Setzen Sie den Schnitt mit einem Kauterisator durch die Haut fort. Anschließend wird die Knochenhaut eingeschnitten, so dass das Implantat sichtbar wird.

Entfernen Sie zum Schluss mit einem Wattestäbchen in sanften kreisenden Bewegungen das Bindegewebe aus der Öffnung, bis die Dura sichtbar wird. Diese Abbildung zeigt die Stabilität und Modulation von ereigniskorrelierten Potentialen oder ERPs, die zu verschiedenen Zeitpunkten und unter unterschiedlichen Stimulationsbedingungen aufgezeichnet wurden. ERPs, die zu drei Zeitpunkten aufgezeichnet wurden, zeigten nahezu identische Wellenformen, was die hohe Reproduzierbarkeit der Schädelfenstertechnik über die Zeit zeigt.

Die Spitzenamplituden und die Variabilität zwischen den Kanälen bleiben über die Sitzungen hinweg stabil, was auf eine gleichbleibende Signalqualität hinweist, während eine leichte Verzögerung in der ersten Sitzung wahrscheinlich Entwicklungsänderungen widerspiegelt. Die hochfrequente Stimulation erhöhte die N1-Peakamplitude signifikant, was die Empfindlichkeit des ERP gegenüber neuroplastischen Veränderungen in Verbindung mit einer erhöhten Schmerzempfindlichkeit bestätigt. Dieser Ansatz reduziert die mit dauerhaften Implantaten verbundenen Risiken, indem Geräteausfälle und Reaktionen an der Elektrode vermieden werden.

Dies wiederum erhöht die Aufnahmetreue und führt zu äußerst zuverlässigen Aufnahmen. Diese Methode senkt auch die Forschungskosten und verbessert den Tierschutz. Es kann auch in anderen Spezies eingesetzt werden oder um Zugang zu anderen Gehirnbereichen zu erhalten.