Mausmodell der thorakalen Aortendissektion, induziert durch orale β-Aminopropionitril- und subkutane Angiotensin-II-Infusion

Diese Studie etabliert ein Mausmodell der thorakalen Aortendissektion (TAD) durch BAPN- und Angiotensin-II-Induktion und bietet ein detailliertes Verfahren, das ein wertvolles Werkzeug für die Erforschung der TAD-Pathogenese oder therapeutischer Ansätze bietet. Die BAPN-Angiotensin-II-Kombination bietet eine Methode zur Etablierung von murinen TAD-Modellen, die eine hohe TAD-Inzidenzrate erreichen und pathophysiologische Merkmale replizieren, die denen ähneln, die bei humanen TAD beobachtet werden. In Zukunft wird unser Forschungsteam klinische und Grundlagenforschung integrieren, um die kardiovaskuläre Pathogenese zu veranschaulichen, wobei die Entdeckung neuartiger therapeutischer Strategien durch mechanistische Erkenntnisse und translationale Innovation im Vordergrund steht.

[Moderator] Wiegen Sie jede Maus und notieren Sie das maximale Körpergewicht, um die für das Experiment erforderliche Angiotensin-II-Masse zu berechnen. Verwenden Sie die Berechnungsvorlage, um die Angiotensin-II-Masse für jede Maus anhand des maximalen Körpergewichts zu bestimmen. Berechnen Sie dann die Gesamtmasse von Angiotensin II, die erforderlich ist, um 130 Mikroliter Angiotensin II-Lösung pro Maus herzustellen. Verwenden Sie die mitgelieferte Vorlage, um das für das Experiment benötigte Füllvolumen von Angiotensin-II-Lösung und Kochsalzlösung zu bestimmen. Wiegen Sie die berechnete Menge an Angiotensin II in einem sterilen Mikroröhrchen mit einer Analysenwaage. Geben Sie das berechnete Volumen normaler Kochsalzlösung in das Mikroröhrchen. Mit einem Wirbelmischer das Pulver gründlich auflösen, bis keine sichtbaren Partikel mehr übrig sind. Wiegen Sie jede osmotische Pumpe, einschließlich des Pumpenkörpers und des Strömungsmoderators, mit einer Analysenwaage. Befestigen Sie ein Füllröhrchen an einer frisch geöffneten sterilen 1-Milliliter-Spritze und aspirieren Sie vorsichtig die vorbereitete Angiotensin-II-Lösung. Halten Sie das Füllrohr nach oben und entfernen Sie alle Luftblasen aus der Spritze. Führen Sie das Ende des Füllrohrs vorsichtig in die obere Öffnung der Osmosepumpe ein, bis das Rohr nicht mehr eingeführt werden kann. Halten Sie die Pumpe aufrecht und drücken Sie langsam auf den Spritzenkolben, bis die Angiotensin-II-Lösung am Auslass erscheint. Halten Sie dann an und entfernen Sie das Füllrohr vorsichtig. Setzen Sie anschließend den Strömungsdämpfer vorsichtig und langsam in die Pumpenöffnung ein, bis kein Spalt mehr zwischen dem Moderator und der Oberseite der Pumpe übrig bleibt. Wiegen Sie die beladene Pumpe mit der Analysenwaage und notieren Sie den Wert. Legen Sie die gefüllten Pumpen vor der Implantation mindestens sechs Stunden lang mit dem Moderatorkopf nach oben bei 37 Grad Celsius in sterile Kochsalzlösung. Platzieren Sie die Maus in Bauchlage auf der Operationsfläche. Verwenden Sie ein Skalpell, um vorsichtig einen 1 Zentimeter langen Querschnitt in die Haut zu machen. Verwenden Sie eine gebogene Pinzette, um den Schneiderand zu greifen, und ein anderes Paar Pinzetten, um das Unterhautgewebe stumpf zu präparieren, um eine Tasche für die osmotische Pumpe zu schaffen. Führen Sie die gefüllte Pumpe so in die Tasche ein, dass der Kopf des Strömungsmoderators zum kaudalen Ende der Maus zeigt. Richten Sie die Schneideränder sauber aus und schließen Sie die Haut mit 6-0 nicht resorbierbaren Nähten. Diese Abbildung veranschaulicht die Inzidenz von Aortendissektion und -ruptur in allen Versuchsgruppen. Eine Aortendissektion trat bei 100 % der Mäuse in der BAPN-plus-Angiotensin-II-Gruppe auf, wobei 35 % eine Ruptur erlitten und damit die in der BAPN- oder BAPN-plus-Kochsalzlösung-Gruppe beobachtete Inzidenz von 55 % oder 60 % übertraf, während bei den Kontrollen keine Dissektion oder Ruptur auftrat. Die Morphologie der groben Aorta zeigte eine fortschreitende Deformation in den Gruppen BAPN, BAPN plus Kochsalzlösung und BAPN plus Angiotensin II im Vergleich zu den Aorten bei den Kontrollen. Die maximalen thorakalen Aortendurchmesser waren in allen BAPN-behandelten Gruppen im Vergleich zu den Kontrollen signifikant größer, wobei es keine signifikanten Unterschiede zwischen den behandelten Gruppen gab. Hämatoxylin- und Eosin-Färbungen zeigten bei den Kontrollen dünne, gleichmäßige Aortenwände, während alle BAPN-behandelten Gruppen eine Verdickung und entzündliche Infiltration aufwiesen. Die Elastin-Van-Gieson-Färbung zeigte intakte elastische Fasern bei den Kontrollen und eine fortschreitende Faserfragmentierung mit falscher Lumenbildung in allen BAPN-behandelten Gruppen.