Name: Ein Modell zur Abstoßung von Rattentransplantaten bei der Darmtransplantation mit exteriorisierter Ileostomie zur Beurteilung der Längsschnittprognose (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-06-10T14:10:00.000+00:00
Duration: 8 min 25 s
Description: Erfahren Sie ein Rattenmodell zur Darmtransplantation mit Ileostomie zur Langzeitbeurteilung von Abstoßungsreaktionen. Diese Methode ermöglicht die Evaluation pharmakologischer Interventionen zur Verbesserung des Transplantatüberlebens.

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Alle Tierverfahren wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee der Graduate School of Medicine der Universität Osaka unter der Referenznummer 04-018-003 genehmigt und in Übereinstimmung mit den Richtlinien der Universität Osaka durchgeführt. Es wurden männliche Lewis (LEW) Ratten (mit einem Gewicht von 200-250 g, 7-9 Wochen alt) und männliche Fischer 344 (F344) Ratten (mit einem Gewicht von 200-250 g, 10-12 Wochen alt) verwendet. Vor der Operation wurde der Bauchbereich rasiert und mit 70% Ethanol sterilisiert. Einzelheiten zu den in dieser Studie verwendeten Reagenzien und Geräten sind in der Materialtabelle aufgeführt.
1. Operation am Spender
<ol>
	<li>Fasten Sie die Spenderratte 12 Stunden vor der Operation.</li>
	<li>Betäuben Sie die Spenderratte mit inhalativem Isofluran (nach institutionell anerkannten Protokollen). Positionieren Sie die Ratte senkrecht zum Bediener. Stellen Sie das Stereomikroskop während des Eingriffs auf eine 5-fache Vergrößerung ein. Verwenden Sie 5-0 Seide für die Ligatur. HINWEIS: Die Isofluran-Durchflussrate betrug 1,5 l/min. Isofluran wurde während des ersten Bauchschnitts zu 2,5 % verabreicht und während der Operation bei 1,5 % gehalten. Eine adäquate Anästhesie wurde durch das Fehlen eines Zehenreflexes beim Zehenkneifen bestätigt. Tragen Sie bei Bedarf Tierarztsalbe auf die Augen auf, um Trockenheit nach Bestätigung der Anästhesie zu verhindern.</li>
	<li>Führen Sie einen 8 cm langen Schnitt in der Mittellinie durch, um die Bauchhöhle zu öffnen. Verlängern Sie die obere Inzision bis zum Xiphoid-Prozess, um eine klare Visualisierung der Pfortader (PV) zu gewährleisten.</li>
	<li>Präparieren Sie das Treitz-Band und drehen Sie den Dünndarm um 180 Grad im Uhrzeigersinn, um die Darmrotation umzukehren.</li>
	<li>Beobachten Sie die mesenterialen Gefäßschlingen und wählen Sie eine gut vaskularisierte Transplantatstelle, die etwa 10 cm vom Ileum entfernt ist (Abbildung 1A1).</li>
	<li>Präparieren Sie das distale Mesenterium und ligieren Sie die Arteria mesenterica superior (SMA) und die Vena mesenterica superior (SMV) des distalen Ileums. Stellen Sie sicher, dass SMA/SMV von der proximalen Ligatur weggeschnitten werden. Eine unsachgemäße Ligatur kann zu Blutungen führen und die Durchblutung des Transplantats beeinträchtigen.</li>
	<li>Verschieben Sie den Magen und die Milz kraniell, um die PV deutlich freizulegen.</li>
	<li>Präparieren und ligieren Sie die mittlere Dickdarmarterie/-vene und die rechte Dickdarmarterie/-vene, die sich auf der linken Seite des SMA/SMV befinden.</li>
	<li>Präparieren Sie das Mesenterium auf der rechten Seite des SMA/SMV und ligieren Sie den Jejunalast. Vermeiden Sie eine Ligation zu nahe am SMV, um ein Abknicken zu verhindern (Abbildung 1A2).</li>
	<li>Trennen Sie die SMA-Basis vorsichtig mit einem Wattestäbchen und ligieren Sie das Mesenterium zwischen der Aorta über dem SMA und dem PV. In diesem Bereich befinden sich die oberen mesenterialen Lymphknoten und zahlreiche Lymphgefäße.</li>
	<li>Identifizieren und ligieren Sie die rechte Nierenarterie, die sich auf der rechten Seite der Aorta befindet (Abbildung 1A3).</li>
	<li>Injizieren Sie heparinisierte Kochsalzlösung (200 U / 2 mL) in die Penisvene.</li>
	<li>Bestimmen Sie die endgültige Transplantatlänge und ligieren Sie überschüssige Mesenterialäste. Liklassieren Sie die geraden Arterien sowohl am proximalen als auch am distalen Ende des Transplantats.</li>
	<li>Ligata unterhalb der SMA, dann die Aorta oberhalb der SMA ligieren und die SMA-Basis zusammen mit einem kreisförmigen Fleck der Aorta herausschneiden. Schneiden Sie die Pfortader am hepatischen Hilum und achten Sie dabei auf einen schrägen Schnitt, um eine große Anastomosenöffnung zu schaffen.<ol>
		<li>Fahren Sie fort, die proximalen und distalen Gefäßschlingen und den Darm zu durchtrennen. Legen Sie das extrahierte Transplantat in kalte Kochsalzlösung (4 °C) (Abbildung 1A4).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Entfernen Sie die proximale Aortenligatur, um eine Exsanguination einzuleiten und die Spenderratte einzuschläfern (gemäß institutionell anerkannten Protokollen).</li>
</ol>
2. Verarbeitung von Transplantaten
<ol>
	<li>Identifizieren Sie die Arteria mesenterica superior (SMA) und die Pfortader (PV).</li>
	<li>Perfundieren Sie das Transplantat vorsichtig mit 15 ml kalter Kochsalzlösung über die SMA (Abbildung 1B1). Vergewissern Sie sich, dass das gesamte Blut ersetzt wurde und die Farbe des Transplantats blass oder weiß wird.</li>
	<li>Waschen Sie das Lumen des Darmtransplantats und entfernen Sie den Stuhlinhalt.</li>
	<li>Bewahren Sie das Transplantat bis zur Transplantation in frischer, kalter Kochsalzlösung auf.</li>
</ol>
3. Operation des Empfängers
<ol>
	<li>Betäuben Sie die Empfängerratte mit inhalativem Isofluran (gemäß institutionell anerkannten Protokollen). Platzieren Sie die Ratte senkrecht zum Bediener.<ol>
		<li>Stellen Sie das Stereomikroskop auf 5× für allgemeine Eingriffe und auf 12,5 × während der Gefäßanastomose ein. Verwenden Sie 5-0 Seide für die Ligatur und 8-0 Synthetisches Polypropylen-Nahtmaterial für vaskuläre Anastomose. Legen Sie die Ratte auf ein Heizkissen, um eine Unterkühlung während der Operation zu vermeiden. HINWEIS: Die Isofluran-Durchflussrate betrug 1,5 l/min. Isofluran wurde während des ersten Bauchschnitts zu 2,5 % verabreicht und während der Operation auf 1,5 % reduziert. Die Anästhesie wurde durch das Fehlen eines Zehenreflexes nach einem Zehenkneifen bestätigt. Tragen Sie bei Bedarf tierärztliche Salbe auf die Augen auf, um Trockenheit nach Bestätigung der Anästhesie zu verhindern.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Vor der Operation 0,5 mg/kg Tacrolimus intramuskulär injizieren. Machen Sie einen Schnitt in der Mittellinie (~5 cm) und öffnen Sie die Bauchhöhle.</li>
	<li>Bewegen Sie den Darm und den Dickdarm kranial und präparieren Sie das Treitz-Band. Wickeln Sie den Darm und den Dickdarm in feuchte Gaze und legen Sie sie auf den Körper der Ratte.</li>
	<li>Präparieren Sie das Peritoneum über der Vena cava inferior (IVC) und der Aorta (Abbildung 1B2). Identifizieren und ligieren Sie die rechte Gonadenarterie und Vene. Suchen Sie den richtigen Harnleiter.</li>
	<li>Drehen Sie die Ratte um 90° gegen den Uhrzeigersinn, so dass der Kopf nach links zeigt. Klemmen Sie die IVC mit einer gebogenen Bulldog-Gefäßklemme über der rechten Nierenvene.</li>
	<li>Schneiden Sie die IVC-Wand mit einer Schere ein, um eine ovale Öffnung zu erhalten. Bündig mit Kochsalzlösung und legen Sie eine Bleinaht auf den kaudalen Rand der IVC (Abbildung 1B3-1). Stellen Sie sicher, dass die venöse Anastomosenöffnung groß ist (~1 cm), und dehnen Sie die PV-Wand an der Anastomose ausreichend.</li>
	<li>Platzieren Sie das Transplantat auf der linken Seite der Ratte und positionieren Sie PV und SMA in der Nähe der IVC und der Aorta. Richten Sie das distale Ileum zum Kopf hin aus. Wickeln Sie das Transplantat in kalte, feuchte Gaze und tragen Sie Eis auf, um eine niedrige Temperatur zu halten.</li>
	<li>Führen Sie die Bleinahtnadel (8-0 synthetisches Polypropylen-Nahtmaterial) durch den kaudalen Rand des PV. Verwenden Sie eine Moskitoklemmen, um die Nahtspannung zu kontrollieren.</li>
	<li>Nähen und binden Sie den Schädelrand des PV an die IVC (PV an IVC). Anastomosieren Sie die hintere PV-Wand (IVC zu PV) (Abbildung 1B3-2). Binden Sie die Haltenaht an der rechten Kante des PV fest. Als nächstes anastomosieren Sie die vordere PV-Wand (PV zu IVC).<ol>
		<li>Bevor Sie die Anastomose abschließen, klemmen Sie das Transplantat PV ein und injizieren Sie heparinisierte Kochsalzlösung. Binden Sie die Naht und lösen Sie die IVC-Klemme (Abbildung 1B3-3). HINWEIS: An der Anastomose kann es zu anfänglichen Blutungen kommen, die jedoch in der Regel spontan kontrolliert werden.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Klemmen Sie die Aorta über der Bifurkation der Beckenarterie mit einer gebogenen Bulldog-Klemme.</li>
	<li>Schnitt die Aortenwand ein. Legen Sie eine Stay-Naht (8-0 Naht aus synthetischem Polypropylen) auf den Schädelrand der Aorta und der SMA (~4-5 mm) (Abbildung 1B4-1). Halten Sie die Bleinaht mit einer Moskitoklemme fest, um die Spannung zu kontrollieren.</li>
	<li>Passen Sie ein weiteres 8:0 ab Nadel durch den kaudalen Rand der SMA und die Aorta. Binden Sie die Ratte zusammen und beginnen Sie mit der Anastomose (Abbildung 1B4-2). Binden Sie die Haltenaht zusammen.</li>
	<li>Drehen Sie die Ratte um 180°, so dass der Kopf nach rechts zeigt. Vervollständigen Sie die SMA-zu-Aorta-Anastomose auf der linken Seite. Vor der endgültigen Naht klemmen Sie das Transplantat PV ein und injizieren heparinisierte Kochsalzlösung. Binden Sie die Naht (Abbildung 1B4-3).</li>
	<li>Lösen Sie die Aorten- und PV-Klemmen für die Reperfusion (Abbildung 1B5). Es kann zu ersten Blutungen kommen, die aber mit sanftem Druck mit einem Wattestäbchen kontrolliert werden können. Die Schleimhaut des Transplantats sollte sich innerhalb von Minuten rosa färben (Abbildung 1B6).</li>
	<li>Drehen Sie die Ratte um 90°, so dass der Kopf zur gegenüberliegenden Seite zeigt. Machen Sie zwei 8-mm-Hautschnitte am rechten Bauch und zeigen Sie die proximalen und distalen Enden des ilealen Transplantats nach außen.<ol>
		<li>Nähen Sie die Haut und transplantieren Sie Serosa mit 5-0 Polydioxanon (PDS) (Abbildung 1B7). Schließen Sie den Schnitt in der Mittellinie mit 5-0 PDS, um die Operation abzuschließen. HINWEIS: Postoperative Ratten müssen bis zur vollständigen Wiedererlangung des Bewusstseins sorgfältig überwacht werden. Kehren Sie erst in den Käfig zurück, wenn das Brustbein liegt.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Postoperatives Management
<ol>
	<li>Um das Transplantat während der akuten Phase zu erhalten, injizieren Sie Tacrolimus in einer Dosis von 0,5 mg/kg intramuskulär an den postoperativen Tagen (POD) 1-13, 20 und 277. HINWEIS: Verabreichen Sie aufeinanderfolgende Injektionen abwechselnd auf den Beinen. Alternativ kann Tacrolimus subkutan verabreicht werden.</li>
	<li>Meloxicam in einer Dosis von 0,4 mg/kg subkutan auf POD 1-3 injizieren. HINWEIS: Empfängerratten verlieren in der Regel bis POD 7 an Gewicht, mit einer Erholung bis POD 14. Subkutane Kochsalzlösungsinjektionen können verabreicht werden, um die Dehydration aufgrund des Flüssigkeitsverlusts durch die Ileostomie zu mildern. Unerwartete Mortalität tritt in etwa 20% der Fälle vor POD 7 auf. Das Überleben und der allgemeine Gesundheitszustand sind danach in der Regel stabil.</li>
</ol>
5. Imagebeurteilung des Gesundheitszustands des Darmtransplantats
<ol>
	<li>Öffnen Sie ein Bild der Ileostomie in ImageJ. Konvertieren Sie das Bild in einen RGB-Stapel, indem Sie Bild &gt; Typ &gt; RGB-Stapel auswählen. HINWEIS: Wenn das Bild noch nicht im RGB-Format vorliegt, konvertieren Sie es zuerst mit Bild &gt; Typ &gt; RGB-Farbe in RGB-Farbe.</li>
	<li>Wählen Sie einen Bereich of Interest (ROI) aus, der nur den sichtbaren Schleimhautbereich des Ileostomas umfasst.</li>
	<li>Messen Sie die Intensität jedes Kanals (Rot, Grün und Blau) innerhalb des ausgewählten ROI.</li>
	<li>Berechnen Sie den Gesundheitswert des Transplantats mit der folgenden Formel: Punktzahl = <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/68412/68412eq001v2.jpg" style="margin: auto;"> HINWEIS: Normalisieren Sie die Endpunktzahl so, dass: Wenn die Punktzahl 10 &gt;, weisen Sie den Wert 10 zu. Wenn die Punktzahl 0 &lt;, weisen Sie den Wert 0 zu.</li>
</ol>

<ol><li>Pedersen, P. B., Henriksen, D. P., Brabrand, M., Lassen, A. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organ+failure%2C+aetiology+and+7-day+all-cause+mortality+among+acute+adult+patients+on+arrival+to+an+emergency+department%3A+A+hospital-based+cohort+study%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Emerg+Med%22%5BJournal%5D)">Organ failure, aetiology and 7-day all-cause mortality among acute adult patients on arrival to an emergency department: A hospital-based cohort study.</a> Eur J Emerg Med. 28 (6), 448-455 (2021).</li>
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</ol>

<table><tbody><tr><td>5-0 Seide geflochten 40cm schwarz&nbsp;</td><td>Alfresa Pharma</td><td>62-9965-34</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Seide geflochten 40cm weiß&nbsp;</td><td>Alfresa Pharma</td><td>62-9964-99</td><td></td></tr><tr><td>8-0 PROLENE BV130-5 45cm</td><td>ETHIKON</td><td>EP8730H</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 594 Anti-Maus IgG (H+L)</td><td>Invitrogen</td><td>Nr. A11005</td><td>Arbeitsumfang: 2ug/ml</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 647 Anti-Kaninchen Anti-Kaninchen IgG(H+L)</td><td>Invitrogen</td><td>Nr. A21245</td><td>Arbeitsumfang: 2ug/ml</td></tr><tr><td>Barraquer Micro Nadelhalter, 8mm CVD-Backe, 6"</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bulldog Gefäßklemme 35mm</td><td>Natsume</td><td>C-42-S-2</td><td></td></tr><tr><td>Fischer 344 (F344)&nbsp; &nbsp;</td><td>Japan SLC (Shizuoka, Japan)</td><td></td><td>Spender, männlich, 10 bis 12 Wochen alt</td></tr><tr><td>Lewis (LEW) Ratten&nbsp;</td><td>Japan SLC (Shizuoka, Japan)</td><td></td><td>Empfänger, männlich, 7 bis 9 Wochen alt</td></tr><tr><td>Mikroschere</td><td>YDM</td><td>CC06C</td><td></td></tr><tr><td>Mikrochirurgische Nahtzange - gebogen, Plattformen, runde Griffe: 15 cm/6 in</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ms mAb zu Kollagen I</td><td>ABCAM</td><td>AB90395</td><td>Arbeitskonz.: 1000x Verdünnung</td></tr><tr><td>NORMALE KOCHSALZLÖSUNG 500 mL</td><td>OTSUKA&nbsp;</td><td>Artikel-Nr.: 3311401A8024</td><td></td></tr><tr><td>Gefäß-Doppelklemme aus Kunststoff</td><td>Mikrochirurgie Ausbildung GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Prograf Injektion 5 mg</td><td>Astellas Pharma</td><td>Artikel-Nr.: 3999416A1028</td><td></td></tr><tr><td>Rb pAb zu Laminin</td><td>ABCAM</td><td>AB11575</td><td>Arbeitsumfang: 2ug/ml</td></tr><tr><td>Anästhesist für Kleintiere</td><td>Muromachi kikai</td><td>MK-A100</td><td></td></tr><tr><td>Operationsmikroskop OPMI-1FR</td><td>Carl Zeiss</td><td>OPMI-1FR</td><td></td></tr><tr><td>Nahtmaterial, 5/0 18 PDS II CLR MONO P, VA</td><td>ETHIKON</td><td>Z493G</td><td></td></tr></tbody></table>

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Das orthotope Nierentransplantationsmodell der Ratte trägt dazu bei, den Mechanismus der renalen Allotransplantatabstoßung zu untersuchen. Das aktuelle Modell erhöht das Überleben der Empfänger ohne Beeinträchtigung der Blutversorgung und venösen Reflux des Unterkörpers unter Verwendung einer End-to-End-Anastomose der Nierenimplantation und einer End-to-Side-"Tunnel" -Methode der Harnleiter-Blasen-Anastomose.

Ein orthotopes Nierentransplantationsmodell für die renale Allotransplantatabstoßung

Das hier beschriebene heterotope Hilfslebertransplantationsprotokoll der Ratte bietet ein praktisches Untersuchungswerkzeug zur Erforschung der Mechanismen der Abstoßung von Lebertransplantaten. Dieses Modell trägt dazu bei, die chirurgischen Hürden und den Stress der orthotopen Lebertransplantation bei Ratten zu verringern.

Heterotopes Hilfstransplantationsmodell für die ganze Leber von Ratten unter Verwendung einer Hepaticoureterostomie für Studien zur Abstoßung von Allotransplantaten

Dieses Protokoll beschreibt die Methode zur Etablierung eines Rattenmodells für Pouchitis. Das Modell des Ileumbeutels wurde durch die Durchführung einer Ileumbeutel-Analanastomose (IPAA) mit mikrochirurgischen Techniken hergestellt. Nach der Operation wurde die Ratte 4 Tage lang mit 4% Dextransulfat-Natrium (DSS) behandelt.

Ein Rattenmodell der Pouchitis nach Proktokolektomie und ilealer Pouch-Analanastomose unter Verwendung von Dextransulfat-Natrium

Postoperativen Ileus (POI) ist eine Komplikation der Bauchchirurgie führt zu einer erhöhten Morbidität und einen längeren Krankenhausaufenthalt. Da prophylaktische oder therapeutische Strategien fehlen verstärkte Forschung notwendig ist. Deshalb haben wir eine standardisierte und machbar Mausmodell, um die Pathophysiologie von POI zu untersuchen und mögliche therapeutische Optionen zu studieren.

Functional Assessment of Darmmotilität und Darmwand Entzündung in Nagetiere: Analysen in einem standardisierten Modell der intestinalen Manipulation

Wir präsentieren hier eine Ratte Nierentransplantation Modell zur nicht-invasiven Bestimmung von akuter Abstoßung mittels Positronen-Emissions-Tomographie mit 18F-FDG.

Nicht-invasive Bildgebung des akuten Abstoßung nach Nierentransplantation mit Rat<sup&gt; 18</sup&gt; F-FDG PET

Erfahren Sie ein Rattenmodell zur Darmtransplantation mit Ileostomie zur Langzeitbeurteilung von Abstoßungsreaktionen. Diese Methode ermöglicht die Evaluation pharmakologischer Interventionen zur Verbesserung des Transplantatüberlebens.

Ein Modell zur Abstoßung von Rattentransplantaten bei der Darmtransplantation mit exteriorisierter Ileostomie zur Beurteilung der Längsschnittprognose (Video) | JoVE Journal

Ein Modell zur Abstoßung von Rattentransplantaten bei der Darmtransplantation mit exteriorisierter Ileostomie zur Beurteilung der Längsschnittprognose

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