Name: Durch Elektroschock induzierte Anfallsaktivität bei Drosophila-Larven (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-06-06T16:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 10 s
Description: Erfahren Sie, wie Drosophila-Larven zur Identifizierung neuartiger antiepileptischer Verbindungen eingesetzt werden. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung neuronaler Mechanismen und die Bewertung therapeutischer Interventionen.

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</ol>

<table><tbody><tr><td>Elektrodenhalter</td><td>World Precision Instruments&nbsp;</td><td>Nr. M3301</td><td></td></tr><tr><td>Kapillaren aus Glas</td><td>Harvard-Instrumente</td><td>GC100F-10</td><td></td></tr><tr><td>Wolframdraht (99,95 %)</td><td>Goodfellow Cambridge, Vereinigtes Königreich</td><td></td><td>0,1 mm Durchmesser</td></tr><tr><td>Spannungsstimulator</td><td>Digitimer Ltd, Großbritannien</td><td>DS2A mkII&nbsp;</td><td>Isolierter Stimulator mit konstanter Spannung</td></tr></tbody></table>

durch elektroschock induzierte anfallsaktivität bei drosophila-larven

Seizure Activity Induced by Electroshock in Drosophila Larvae

Zahlreiche Drosophila-Mutationen zeigen ein verstärktes anfallsähnliches Verhalten 7,20. Die genetische Basis dieser Mutationen ist vielfältig, was die ähnlich unterschiedlichen genetischen Ursachen der menschlichen Epilepsie günstig nachahmt. Drei der am besten untersuchten Drosophila-Mutationen sind parabangsenseless (parabss), julius seizure (jus) und easy-shocked (eas</em...

Durch Elektroschock induzierte Anfallsaktivität bei Drosophila-Larven

Epilepsy presents a significant health burden that is exacerbated by high numbers of individuals who are drug-refractory. Whilst some drug-refractory ...

Wir verwenden die Larven der Fruchtfliege Drosophila, um neue Therapien für Epilepsie zu identifizieren. Genau wie Menschen können Fliegen genetische Mutationen tragen, die sie anfällig für Krampfanfälle machen, und wir können die Schwere der Anfälle bei Fliegen mit klinisch eingesetzten Medikamenten gegen Krampfanfälle reduzieren. Die größte Herausforderung besteht darin, die Funktionsweise des Nervensystems der Fliege vollständig zu verstehen, so dass wir Bereiche den entsprechenden Bereichen im menschlichen Gehirn zuordnen können.Etwa 1 % der Bevölkerung leidet an Epilepsie, und von dieser Zahl spricht etwa 1/3 nicht gut auf die derzeit verwendeten Medikamente gegen Krampfanfälle an. Wir erforschen neue Wege zur Behandlung von Epilepsie. Die Verwendung von Fliegenlarven anstelle von adulten Fliegen ist vorteilhaft, da die Larven in der Nahrung leben, die sie fressen. Dies macht die Zugabe von experimentellen Medikamenten sehr einfach. Die Technik, die wir verwenden, um Anfälle auszulösen, ist ebenfalls einfach, aber effektiv.Wir haben einige Medikamentenkandidaten identifiziert, die eine starke Anti-Krampfanfall-Aktivität aufweisen. Wir werden uns nun darauf konzentrieren, zu verstehen, wie diese Medikamente wirken, und zu testen, ob sie bei Säugetieren sicher angewendet werden können.[Dozent] Konstruieren Sie zunächst die Elektroschocksonde für das Verfahren. Stellen Sie sicher, dass Stängel von etwa 100 wandernden Larven des dritten Stadiums sowohl eines Wildtyp-Kontrollstamms als auch eines Anfallsmutantenstamms zur Verfügung stehen. Entferne eine einzelne wandernde Larve des dritten Stadiums von der Fläschchenwand und lege sie in eine kleine Petrischalen aus Plastik. Waschen Sie die Larven mit einem kleinen Pinsel vorsichtig mit doppelt destilliertem Wasser, um alle Futterreste zu entfernen. Setzen Sie nun die gewaschenen Larven in eine leere Plastikschale um. Halten Sie mit einer Pinzette ein kleines Stück Papiertuch fest und trocknen Sie die Larven vorsichtig ab. Entfernen Sie überschüssiges Wasser, ohne die Larven vollständig zu trocknen, um zu verhindern, dass es an der Schale kleben bleibt. Lassen Sie die Larve 30 Sekunden lang erholen, um eine einfache Handhabung während des Platzierens der Sonde zu gewährleisten. Betrachten Sie anschließend die Larve unter einem Präpariermikroskop mit 15- bis 20-facher Vergrößerung. Sobald die Larve wieder normal kriechen kann, platzieren Sie die Elektroschocksonde vorsichtig auf der vorderen dorsalen Fläche über dem Zentralnervensystem. Üben Sie genügend Druck aus, um die Larve auf etwa ein Drittel bis die Hälfte ihrer Tiefe zusammenzudrücken, um eine ordnungsgemäße Leitfähigkeit zu gewährleisten, ohne Schäden zu verursachen. Anlegen eines zweisekündigen Impulses mit konstanter Spannung unter Verwendung eines isolierten Spannungsstimulators, dessen Intensität zuvor durch eine Titrationskurve kalibriert wurde. Starten Sie sofort einen Timer, sobald der Schock abgegeben wird. Beobachten Sie die Larve auf Anzeichen von vorübergehenden Lähmungen, Krämpfen oder Rollverhalten. Stoppen Sie den Timer, sobald sich die Larve deutlich von ihrer ursprünglichen Position entfernt, was eine Erholung durch peristaltische Vorwärtsbewegung anzeigt. Spülen Sie dann die Sondendrähte zuerst mit 100 % Ethanol, gefolgt von doppelt destilliertem Wasser. Nachdem Sie die Drähte unter Vergrößerung inspiziert haben, kratzen Sie alle Rückstände vorsichtig mit einer Pinzette ab, ohne den Drahtabstand zu verändern. Verwenden Sie die Sonde, um einen zweisekündigen Impuls mit unterschiedlichen Spannungen an etwa 15 Larven pro Spannung für jeden Genotyp abzugeben. Schocken Sie jede Larve nur einmal. Messen Sie die Erholungszeit für jede Larve und berechnen Sie die durchschnittliche Erholungszeit für jede Spannung über alle Genotypen hinweg. Stellen Sie die durchschnittlichen Wiederherstellungszeiten in einem Diagramm dar und fügen Sie eine gerade Linie an die Daten an. Wählen Sie eine Spannung, die einen deutlichen und signifikanten Unterschied in der Erholungszeit zwischen Wildtyp- und Anfallsmutantenlarven zeigt. Stellen Sie sicher, dass die ausgewählte Spannung keine verlängerte Wiederherstellung verursacht, die den Durchsatz beeinträchtigen würde. Geben Sie zur Arzneimittelzubereitung in einem geeigneten Lösungsmittel gelöste Arzneimittel direkt auf die Oberfläche des festen Fliegenfutters und lassen Sie es einziehen und verdunsten. Alternativ können Sie die Lebensmittel aus Fläschchen aushöhlen und wieder einschmelzen. Wenn die Temperatur auf 40 Grad Celsius abgekühlt ist, fügen Sie die Arzneimittellösung hinzu und mischen Sie sie gründlich mit einem Wirbelmischer. Gießen Sie etwa fünf Milliliter des behandelten Lebensmittels zurück in Fläschchen und lassen Sie es vor der Verwendung fest werden. Führen Sie einen Konzentrationsgradienten durch, indem Sie eine Reihe von Arzneimittelkonzentrationen testen, um die optimale Dosis zu bestimmen. Wenden Sie Elektroschocks auf Larven des Testgenotyps oder auf Larven an, die einem Arzneimittel ausgesetzt waren, und messen Sie die Erholungszeit nach dem Anfall. Wenden Sie eine Cutoff-Zeit von 300 Sekunden an, um übermäßig lange Erholungszeiten zu vermeiden. Erfassen Sie nur Anfälle mit Erholungszeiten von mehr als 30 Sekunden als quantifizierbar. Die Sonde wurde kalibriert, und aus den Linienanpassungen war ersichtlich, dass die Mutante im Vergleich zum Wildtyp bei allen Spannungen eine erhöhte Anfallserholungszeit aufwies. Die Erholungszeiten der Anfälle variierten signifikant zwischen den Genotypen der Speiseröhre, wobei Parabang senseless die längste Erholungszeit und der Julius-Anfall die kürzeste unter den Mutanten aufwies. Die Behandlung mit Natriumvalproat und Phenytoin verkürzte die Erholungszeit der Anfälle bei der sinnlosen Parabang-Mutante im Vergleich zu den Vehikelkontrollen signifikant.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Hier beschreiben wir elektrophysiologische Methoden zur Messung der synaptischen Transmission an der neuromuskulären Synapse von Drosophila Larve. Evozierte Freisetzung wird künstlich durch die Stimulierung der Motoneuronen Axone initiiert, und die Übertragung durch die NMJ kann durch die postsynaptische Reaktion im Muskel ausgelöst gemessen werden.

Elektrophysiologischen Methoden für die Aufzeichnung Synaptic Potentials aus dem NMJ von Drosophila-Larven

Mit hochfrequenten elektrischen Stimulation, Beschlagnahme-ähnliche Aktivität kann in induziert...

Neurocircuit Assays für Anfällen bei Epilepsie Mutanten Drosophila</em

Bei diesem Verfahren wird ein blaues Licht aktiviert Algen Kanal-und Zell-spezifische genetische Expression Tools zur synaptischen Potentiale mit Lichtimpulsen evozieren an der neuromuskulären Synapse (NMJ)...

Channelrhodopsin2 vermittelte Stimulation der synaptischen Potentiale an Drosophila Neuromuskulären Endplatten

Elektrophysiologische Aufzeichnung in der Drosophila Embryo

Das Video zeigt die extrazelluläre Aufzeichnung der neuronalen Aktivität aus dem Zentralnervensystem (ZNS) von Drosophila-Larven. Das durchtrennte ZNS wird in einer Aufzeichnungskammer positioniert, und die elektrische Aktivität eines absteigenden Nervs wird aufgezeichnet, um die Ausgangsfeuerfrequenz zu bestimmen. Dann wird ein Prüfmittel eingeführt, und die Änderung der Brennhäufigkeit wird aufgezeichnet, um die erregende oder hemmende Wirkung des Mittels zu bestimmen.

Extrazelluläre Aufzeichnung der elektrischen Aktivität im zentralen Nervensystem der Drosophila

Eine einfache Methode, um extrazelluläre Feldpotentiale in der larvalen Zebrafisch Vorderhirn aufnehmen beschrieben. Das Verfahren bietet eine...

Vorderhirn Elektrophysiologische Aufzeichnung im Larven Zebrafisch

Die Methode, die erwachsenen Drosophila Assoziativspeicher messen beschrieben. Der Test basiert auf der Fähigkeit der Fliege, einen Geruch mit einem negativen Verstärker (elektrischer Schlag) vorgestellt verbinden und dann erinnern diese Informationen zu einem späteren Zeitpunkt, so dass Speicher gemessen werden kann.

Drosophila Erwachsene olfaktorischen Schock Learning

Mit einer Webcam und einer Kombination aus kostenlosen und kostengünstigen Software-Programme können Lokomotive Muster in Drosophila melanogaster analysiert werden, um Unterschiede in der Geschwindigkeit, Distanz, Zeit und der verschiedenen motorischen Aktivitäten zu erkennen.

Ein Low-Cost-Methode für die Analyse von Beschlagnahme-ähnliche Aktivität und Bewegung in<em&gt; Drosophila</em

Dieses Protokoll beschreibt eine Methode zum Aufzeichnen der absteigenden elektrische Aktivität von Drosophila Melanogaster Zentralnervensystems ermöglichen kostengünstige und praktische Erprobung von pharmakologischen Wirkstoffen, Genmutationen neuronaler Proteine, und/oder die Rolle der unerforschten physiologischen Wege.

Elektrophysiologische Aufnahme der zentralen Nervensystems Tätigkeit der dritte Instar Drosophila Melanogaster

Hier stellen wir ein Protokoll für die Entwicklung und Charakterisierung eines Zebrafischmodells der Epilepsie vor, das aus der vorübergehenden Hemmung des DEPDC5-Gens resultieren.

Verhaltens- und physiologische Analyse in einem Zebrafischmodell der Epilepsie

In dieser Arbeit stellen wir ein Protokoll für die ex vivo Kalziumbildgebung in GCaMP6-exprimierenden adulten Drosophila vor, um epileptiforme Aktivitäten zu überwachen. Das Protokoll bietet ein wertvolles Werkzeug für die Untersuchung von iktalen Ereignissen in adulten Drosophila durch ex vivo Kalzium-Bildgebung und ermöglicht die Erforschung der potenziellen Mechanismen der Epilepsie auf zellulärer Ebene.

Ex Vivo Kalzium-Bildgebung für Drosophila-Modell der Epilepsie

Erfahren Sie, wie Drosophila-Larven zur Identifizierung neuartiger antiepileptischer Verbindungen eingesetzt werden. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung neuronaler Mechanismen und die Bewertung therapeutischer Interventionen.

Durch Elektroschock induzierte Anfallsaktivität bei Drosophila-Larven

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