Elektrophysiologische Methoden zur Beurteilung der peripheren Schmerzblockade bei einer anästhesierten Ratte

Ziel unserer Forschung ist es, periphere elektrische und nahe infrarote Nervenblöcke zur Schmerzbehandlung zu entwickeln. Technologien wie Gleichstrom- und Hochfrequenzwechselstrom-Schaltblöcke sowie Nahinfrarot-Photobiomodulation bieten Potenzial für klinische Schmerzlinderung. Zunächst legen Sie die betäubte Ratte auf dem Rücken auf den Operationstisch.

Intubieren Sie die Ratte in Rückenposition mit der Scheide eines 14-Gauge-Angiokatheter-intravenösen Katheters und eines Laryngoskops mit einer Miller-Größe 0 oder 0,0 Klinge. Reinigen Sie die seitliche Seite der Schwanzvene mit lauwarmem Wasser, gefolgt von 70 % Isopropylalkohol. Anschließend katheterisiert man die laterale Schwanzvene mit einem 22-Gauge-Intravenösen Katheter.

Nun werden etwa einen Milliliter sterile Kochsalzlösung in die katheterisierte Schwanzvene injiziert. Mit Polyethylenschlauch wird der eingesetzte Schwanzvenenkatheter mit einer Spritze verbunden, die Rocuroniumlösung mit zwei Milligramm pro Milliliter enthält, die auf einem Spritzentreiber montiert ist. Tasten Sie die schwanzste Rippe an der linken Flanke der Ratte ab und folgen Sie ihr dorsal zur Wirbelsäule.

Machen Sie mit einem Skalpell einen Mittellinienschnitt von etwa 60 Millimeter Länge, der auf dieser Stelle zentriert ist. Mit dem Skalpell wird das Gewebe von den Dornvorgängen abgekratzt. Dann benutzt man eine Schere, um die Rippen freizulegen und die schwanzste Rippe zu lokalisieren.

Überprüfen Sie die Rippenposition visuell und durch Berührung mit stumpfer Dissektion unter einem chirurgischen Mikroskop mit 3,5- bis 45-facher Vergrößerung. Markiere den T13-Stachelprozess mit einem permanenten Marker. Führen Sie dann eine stumpfe Sektion durch, um auf beiden Seiten der T11- und L4-Wirbel Taschen zu erzeugen.

Schieben Sie zwei vertikale Pfosten mit Basisbefestigungen in die T-Schiene der stereotaxischen Plattform und richten Sie sie ohne Anspannung an den Wirbeln von T11 und L4 aus. Setzen Sie die zylindrischen Schäfte der Wirbelklemmen in die Stützklemmen ein, aber ziehen Sie sie noch nicht fest. Beginnen wir mit dem T11-Wirbel, halten Sie die Wirbelsäule mit einer gezahnten Zange fest.

Setzen Sie die Kiefer der Wirbelsäulenklemmen auf beiden Seiten des Wirbels etwa 45 Grad vom T13-Wirbel entfernt ein und spannen Sie die Kiefer an. Ziehe den Schaft der Wirbelsäulenklemme in der Postklemme fest. Anschließend heben Sie beide Postklemmen an, um die Wirbelsäule anzuheben, wobei der Oberkörper vollständig von den Wirbelsäulenklemmen gestützt wird.

Dann markieren Sie die rostralen Kaudalpositionen der T13- und L1-Stachelfortsätze, indem Sie einzelne Nähte in die Muskeloberfläche lateral zur Wirbelsäule setzen. Verwenden Sie eine gezahnte Pinzette, eine Schere und ein Skalpell, um den Muskel und das Bindegewebe von der Oberfläche der Wirbellaminae zwischen T12 und L3 zu entfernen. Unter einem chirurgischen Mikroskop werden Friedman-Pearson-Rongeure verwendet, um die Wirbellaminae von L2 bis T13 zu entfernen. Beginnen Sie die Laminektomie, indem Sie die Rongeurs nahe horizontal halten und kleine Bissen vom schwanzigen Teil von L2 nehmen, wo sie mit L3 überlappen. Verlängern Sie die Laminektomie rostral, um die Mittellinie des Rückenmarks freizulegen, vermeiden Sie Druck auf das Rückenmark und entfernen regelmäßig Knochenfragmente von den Rongeurs.

Verlängern Sie die Laminektomie seitlich um zwei Millimeter auf jeder Seite der Mittellinie des Rückenmarks. Anschließend verwenden Sie eine feine Pinzette und eine Federschere, um die Dura Mater vom freiliegenden Rückenmark zu entfernen. Färbe die Dura Mater, bevor du Schnitte machst.

Nach dem ersten Schnitt lassen Sie eine kleine Menge Rückenmarksflüssigkeit abfließen und weichen Sie sie vorsichtig mit einem verdrehten, fusselfreien Stück Gewebe ein. Dann entferne du den restlichen Teil der Dura Mater. Decken Sie die freiliegende Laminektomiestelle mit einem mit Kochsalzlösung befeuchteten Gewebestück ab, bis die elektrophysiologische Sitzung beginnt.

Zur Stimulation des Ischiasnervs wird der Nerv freigelegt und eine maßgefertigte bipolare Platin-JC-Elektrode mit freiliegenden Kontakten von einem mal drei Millimetern umgeben. Dann platzieren Sie das Nervenblockadegerät neben dem freiliegenden Nerv. Zur Pflanzerstimulation werden zwei 13-Millimeter-Edelstahlnadelelektroden eingesetzt, eine innerhalb des fünften Fingers und die andere außerhalb des vierten Fingers nahe der Pflanzeroberfläche der Hinterpfote.

Für Aufnahmen von Neuronen mit großem dynamischen Bereich stimulieren Sie entweder die Pflanzfläche der Hinterpfote oder direkt den Ischiasnerv mittels einer Nervenmanschettenelektrode. Für lokale Feldpotentialaufzeichnungen wird die Stimulation direkt auf den Ischiasnerv angewendet, um diffuse Signale zu vermeiden. Um die elektrophysiologischen Signale aufzuzeichnen, setzen Sie 21-Gauge-1,5-Zoll-Spritznadeln in den Muskel auf jeder Seite der Wirbelsäule, die parallel zur Wirbelsäule positioniert sind.

Digitalisieren Sie die elektrophysiologischen Signale kontinuierlich und zeigen Sie sie in Echtzeit an. Für lokale Feldpotentialmessungen wird das Elektrodenarray eingelegt, das in der rostralen Kaudalrichtung ausgerichtet ist, wobei die rostralste Elektrodenhöhe mit der Naht so nah wie möglich an der Mittellinie markiert wird, ohne das Mittellinien-Blutgefäß zu beschädigen. Passen Sie die Stimulationsparameter an, während Sie die aufgezeichneten Signale überwachen.

Für die periphere Nervenblockade verwenden Sie eine kohlenstoffseparierte Schnittstellen-Nervenelektrode, um 0,1 bis fünf Milliampere kathartischen Gleichstrom an den Ischiasnerv proximal zur Seite der stimulierenden Manschette anzuwenden, falls vorhanden. Blockade wurde in beiden Fasern A und C etwa mit der gleichen Rate induziert, wie es durch die Verringerung des lokalen Potentialsignals während der Gleichstromanwendungsphase gezeigt wird. Die Rückgewinnung aus dem Block unterschied sich je nach Fasertyp. Die Erholung bei C-Fasern war schnell und bei A-Fasern langsam.

C-Fasern mit längerer Latenz dauerten länger zum Blockieren, erholten sich aber früher als C-Fasern mit kürzerer Latenz. Mit dieser Technik können wir die Geschwindigkeit der Einleitung der Blockade und die Erholung der Nerven zur normalen Leitung danach einschätzen. Im Vergleich zu den Verhaltensanalysen ermöglichen unsere elektrophysiologischen Techniken eine präzisere Quantifizierung der Auswirkungen der Nervenblockade auf die verschiedenen Klassen von Nervenfasern.

Unsere zukünftige Forschung wird sich auf die selektive Schmerzblockade konzentrieren und gleichzeitig die Blockade der Axone minimieren, die an der Bewegungskontrolle beteiligt sind.