Name: Visualisierung des Torwächters: Evans auf blauem Farbstoff basierende Bewertung der Durchlässigkeit der Blut-Hirn-Schranke bei erwachsenen Zebrafischen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-09-30T13:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 49 s
Description: Lernen Sie eine einfache Methode zur Bewertung der Blut-Hirn-Schranke bei erwachsenen Zebrafischen mittels Evans-Blau-Farbstoff. Dieses kostengünstige Protokoll ermöglicht qualitative und quantitative Analysen neurovaskulärer Veränderungen.

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Dieses Protokoll wurde befolgt und vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der International Islamic University Malaysia (IIUM) unter Bezugnahme auf die Tierethik-Genehmigung (Ref.-Nr.: IIUM/504/14/2/IACUC) genehmigt.
1. Bereiten Sie die Evans Blue Farbstoff-Stammlösung vor
<ol>
	<li>0,1 g EB-Farbstoff in 10 ml 1x phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) auflösen, um eine 1%ige (w/v) Stammlösung herzustellen. Gründlich mischen, bis sich der Farbstoff vollständig aufgelöst hat. ACHTUNG: EB ist als krebserregend der Kategorie 1B eingestuft. Vermeiden Sie direkten Kontakt mit Haut und Augen. Verwenden Sie Schutzkleidung, Handschuhe, Schutzbrille und eine Atemschutzmaske. Vermeiden Sie das Einatmen von Staub und befolgen Sie die Handhabungsanweisungen des Herstellers. Entsorgen Sie Evans Blue Farbstoff (fest oder gelöst) nicht in der Spüle. Bewahren Sie die Abfälle in etikettierten Originalbehältern auf. Entsorgen Sie gemäß den nationalen und lokalen Vorschriften für gefährliche Abfälle.</li>
	<li>Filtrieren Sie die Lösung mit einem 0,45 μm Spritzenfilter. Sammeln Sie das Filtrat in einem sterilen 15-ml-Zentrifugenröhrchen. Wickeln Sie die Tube in Alufolie ein und lagern Sie sie bei 4 °C. HINWEIS: Es kann auch ein kleinerer Porenfilter (z. B. 0,2 μm) verwendet werden. Die Stammlösung kann bis zu zwei Wochen bei 4 °C oder bis zu einem Monat bei -20 °C gelagert werden, wobei eine Aliquotierung empfohlen wird, um wiederholte Gefrier-Auftau-Zyklen zu minimieren, wenn sie gefroren gelagert wird.</li>
</ol>
2. Verabreichen Sie erwachsenen Zebrafischen Evans Blue Farbstoff
<ol>
	<li>Betäuben Sie den Zebrafisch per Unterkühlungsschock, indem Sie die Wassertemperatur schrittweise von 12 °C auf 7 °C senken, bis der Fisch nicht mehr auf taktile Reize reagiert. HINWEIS: Eine allmähliche Temperatursenkung kann erreicht werden, indem kleine Mengen zerstoßenes Eis langsam über mehrere Minuten in das Wasser gegeben werden, so dass die Temperatur allmählich sinkt. Auch das Eintauchen in Tricain ist eine geeignete alternative Anästhesiemethode.</li>
	<li>Injizieren Sie 20 μl 1% EB-Farbstoff mit einer 31-G-Insulinspritze in die intraperitoneale (IP) Höhle. Üben Sie 10 s lang sanften Druck auf die Injektionsstelle aus, um einen Rückfluss zu verhindern. HINWEIS: Die intraperitoneale Höhle des Zebrafisches befindet sich hinter dem Beckengürtel. Um die Erfolgsrate der EB-Verabreichung zu erhöhen, fasten Sie den Fisch 24 Stunden vor der Injektion. Dadurch wird die Bauchhöhle entleert, um einen besseren Zugang und eine bessere Genauigkeit des intraperitonealen Raums zu gewährleisten.</li>
	<li>Bringen Sie den Fisch in ein Auffangbecken und lassen Sie ihn 30 Minuten lang erholen. Überwachen Sie auf Verletzungen, Mortalität oder Verhaltensänderungen. HINWEIS: Um den Zebrafisch bei der Genesung zu unterstützen, verwenden Sie eine leicht reduzierte Wassertemperatur (20-24 °C) für den Auffangbehälter, um eine milde Betäubungswirkung zu erzielen und mögliche Beschwerden nach der Injektion zu betäuben. Injizierte Fische weisen einen blauen Farbton auf, was auf eine erfolgreiche Farbstoffzirkulation hinweist (Abbildung 1).</li>
	<li>Nach 30 min den Fisch durch einen Unterkühlungsschock bei 1 °C bis 3 °C einschläfern. Enthaupten Sie dann den Fisch mit einer sterilen Klinge oder einer chirurgischen Schere. HINWEIS: Um die spätere Dissektion des Gehirns zu erleichtern, lassen Sie beim Enthaupten zusätzliches Fleisch hinter dem Kopf.</li>
	<li>Spülen Sie den Kopf zweimal in 1x PBS (1:20 Fisch-PBS-Verhältnis) aus, um überschüssiges Blut und EB-Farbstoff zu entfernen. HINWEIS: Unzureichendes Waschen kann zu falsch-positiven Ergebnissen führen und die Genauigkeit der Analyse beeinträchtigen. Um dies zu verhindern, waschen Sie das Hirngewebe mindestens zweimal gründlich mit 1x PBS und achten Sie darauf, dass alles sichtbare Blut und der rieselfähige Farbstoff entfernt werden. Wenn noch Farbreste übrig bleiben, wird eine dritte Wäsche dringend empfohlen.</li>
	<li>Den Kopf über Nacht in 4 % Paraformaldehyd (PFA) bei 4 °C fixieren (Verhältnis Fisch zu Fixiermittel 1:20). Während der Fixierung ist kein Rühren erforderlich, da die geringe Größe des Zebrafischkopfes und das ausreichende Fixiermittelvolumen ein effektives Eindringen unter statischen Bedingungen ermöglichen. ACHTUNG: PFA ist schädlich, wenn es verschluckt, eingeatmet oder mit der Haut in Berührung kommt. Bereiten Sie die PFA-Lösung unter einem Abzug vor. Verwenden Sie geeignete persönliche Schutzausrüstung und vermeiden Sie das Einatmen von Staub. Befolgen Sie alle Sicherheitsrichtlinien des Herstellers. PFA als Sondermüll behandeln. Vermeiden Sie es, es in den Abfluss zu werfen. Sammeln und kennzeichnen Sie den Abfall in verschlossenen Behältern und entsorgen Sie ihn gemäß den lokalen und nationalen Vorschriften.</li>
	<li>Sezieren Sie das Gehirn des Zebrafisches<ol>
		<li>Legen Sie den fixierten Kopf in eine saubere Petrischale und präparieren Sie das Gehirn wie zuvor beschrieben15 mit einer Pinzette mit spitzem Ende. Fügen Sie während der Dissektion kontinuierlich 1x PBS tropfenweise hinzu, um das Gewebe mit Feuchtigkeit zu versorgen und ein Austrocknen zu verhindern.</li>
		<li>Bereiten Sie die Agaroseplatte vor, indem Sie 1 g Agarose in 100 mL destilliertem Wasser auflösen. In der Mikrowelle erhitzen, bis es vollständig geschmolzen ist, in eine Petrischale gießen und fest werden lassen.</li>
		<li>Spülen Sie das präparierte Gehirn zweimal in zwei separaten 1x PBS-Bädern. Legen Sie das Gewebe dann auf eine 1%ige Agaroseplatte, um die Feuchtigkeit zu speichern und ein Schrumpfen zu verhindern. HINWEIS: Unzureichendes Waschen kann zu falsch-positiven Ergebnissen führen und die Genauigkeit der Analyse beeinträchtigen. Um dies zu verhindern, waschen Sie das Hirngewebe mindestens zweimal gründlich mit 1× PBS und achten Sie darauf, dass alles sichtbare Blut und der frei fließende Farbstoff entfernt werden. Wenn noch Farbreste übrig bleiben, wird eine dritte Wäsche dringend empfohlen.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69010/69010fig1.jpg"> 
Abbildung 1: Vergleich der Hautfärbung zwischen einem normalen und einem EB-injizierten Zebrafisch. (A) Normaler Zebrafisch mit einem typischen bräunlichen Hautton. (B) EB-injizierter Zebrafisch, der einen auffälligen bläulichen Farbton aufweist, was auf eine erfolgreiche systemische Zirkulation des Farbstoffs hinweist. Maßstabsleiste = 1 cm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69010/69010fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
3. Etablierung einer positiven Kontrolle über Stichwundenverletzungen (SWI)
HINWEIS: Eine Stichverletzung bricht die BHS und ermöglicht die EB-Extravasation an der Verletzungsstelle.
<ol>
	<li>Betäuben Sie den Fisch mit der Methode des hypothermischen Schocks (siehe Schritt 2.1). Nach der Betäubung injizieren Sie 20 μl 1%igen EB-Farbstoff und lassen Sie den Fisch 30 Minuten lang erholen, wie in den Schritten 2.2 und 2.3 beschrieben.</li>
	<li>Nach einer 30-minütigen Erholungsphase bereiten Sie eine sterile 31-G-Nadel vor, die an einer Insulinspritze befestigt ist, und führen Sie eine Stichverletzung wie folgt durch:<ol>
		<li>Betäuben Sie den Fisch erneut.</li>
		<li>Positionieren Sie den Fisch aufrecht auf einer flachen, kalten Oberfläche (z. B. Eisgelpackung). Führen Sie die Nadel in einer Seite des Telencephalons in einem Winkel von 90° bis zu einer Tiefe von nicht mehr als 1,5 mm ein (Abbildung 2). HINWEIS: Um einen direkten Hautkontakt mit der Eisgelpackung zu vermeiden und mögliche Hautschäden zu vermeiden, legen Sie eine Schicht Gaze oder Papiertuch zwischen den Fisch und die kalte Oberfläche (Abbildung 2). Alternativ kann der Fisch in einer flachen Petrischale positioniert werden, die auf dem Kühlakku platziert wird, um die Kühlung ohne direkten Kontakt aufrechtzuerhalten. Markieren Sie 1,5 mm auf der Nadel, um ein übermäßiges Eindringen zu verhindern.</li>
		<li>Den Fisch in ein Auffangbecken umfüllen und 30 Minuten ruhen lassen.</li>
		<li>Euthanasieren, enthaupten, reparieren und sezieren Sie das Gehirn, wie in den Schritten 2.4 bis 2.7 beschrieben.</li>
		<li>Zur Negativkontrolle wiederholen Sie die Schritte 2.1 bis 2.7 mit 20 μl 1x PBS anstelle von EB-Farbstoff.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69010/69010fig2.jpg"> 
Abbildung 2: Stichverletzung zur Positivkontrolle. (A) Führen Sie kurz eine 31G-Nadel in das Telencephalon (roter Kreis) ein, um das Eindringen des EB-Farbstoffs in das Hirngewebe zu erleichtern; Vergleich eines unverletzten Gehirns und eines gestochenen Gehirns, (B) dorsale Ansicht der Stichstelle (roter Kreis), (C) seitliche Ansicht der Stichstelle. Maßstabsleiste = 1 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69010/69010fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
4. Qualitative Analyse der EB-Extravasation
<ol>
	<li>Beobachten Sie präpariertes Hirngewebe unter einem Stereomikroskop. Optimieren Sie die Bildeinstellungen (Zoom, Weißabgleich, Belichtung, Kontrast usw.), um Konsistenz zu gewährleisten.</li>
	<li>Nehmen Sie Bilder mit einer am Mikroskop montierten Kamera auf und speichern Sie sie in . TIFF-Format. HINWEIS: Verwenden Sie für alle Proben identische Bildgebungseinstellungen, um eine vergleichende Validität zu gewährleisten.</li>
</ol>
5. Quantitative Analyse der EB-Extravasation
<ol>
	<li>Laden Sie Fiji herunter und installieren Sie es (einen Link zum Herunterladen der Software finden Sie in der Materialtabelle). Öffnen Sie das Bild in Fidschi.</li>
	<li>Führen Sie die Farbentfaltung durch, indem Sie auf Bild &gt; Farbe &gt; Farbentfaltung &gt; RGB klicken, was zu drei separaten Bildern führt, die Rot-, Grün- und Blautöne darstellen. HINWEIS: Dieser Schritt isoliert den Blauton von den anderen Farbkomponenten, wodurch sichergestellt wird, dass nur die Intensität des blauen Farbstoffs gemessen wird.</li>
	<li>Aktivieren Sie das Blaukanal-Bild (in der Regel mit "Color_3" beschriftet), indem Sie auf das Bild klicken. Konvertieren Sie es in 8-Bit-Graustufen, indem Sie auf: Bild &gt; Geben Sie &gt; 8-Bit ein. HINWEIS: Die Graustufenkonvertierung minimiert Farbartefakte und verbessert die intensitätsbasierte Analyse.</li>
	<li>Messen Sie die Grauintensität des 8-Bit-Bildes.<ol>
		<li>Legen Sie Messungen fest, indem Sie Folgendes auswählen: Analysieren &gt; Messungen einstellen; wählen Sie Bereich und Mittlerer Grauwert aus.</li>
		<li>Zeichnen Sie mit dem Rechteckauswahlwerkzeug einen einheitlich großen Interessenbereich (ROI) und messen Sie die Grauintensität, indem Sie Analysieren &gt; Messen auswählen oder Strg + M drücken. HINWEIS: Für alle Stichproben muss dieselbe ROI-Größe verwendet werden. Die absoluten Dimensionen des ROI können je nach Vergrößerung und Auflösung des aufgenommenen Bildes variieren, daher sollten Forscher die ROI-Größe innerhalb ihres Datensatzes standardisieren, um die Vergleichbarkeit zu gewährleisten. Jedes Pixel im 8-Bit-Graustufenbild hat einen Intensitätswert von 0 bis 255, wobei 0 für reines Schwarz, 255 für reines Weiß und die Werte dazwischen für verschiedene Grautöne stehen.</li>
		<li>Um Verzerrungen zu reduzieren, zeichnen Sie drei bis fünf ROIs innerhalb anatomisch konsistenter Regionen des Gehirns über alle Stichproben hinweg. Vermeiden Sie Bereiche mit Artefakten oder inkonsistenten Flecken. HINWEIS: Die Konsistenz der Platzierung kann erreicht werden, indem anatomische Orientierungspunkte referenziert und sichergestellt wird, dass die ROI-Positionierung in allen Versuchsgruppen symmetrisch ist.</li>
		<li>Mittelwerten Sie die mittleren Grauwerte aus den ROIs für jedes Bild, um einen einzigen Intensitätswert pro Gehirn zu erhalten. Verwenden Sie diesen Durchschnitt für den statistischen Vergleich zwischen Gruppen.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Kadry, H., Noorani, B., Cucullo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+blood-brain+barrier+overview+on+structure%2C+function%2C+impairment%2C+and+biomarkers+of+integrity%5BTitle%5D)+AND+%22Fluids+Barriers+CNS%22%5BJournal%5D)">A blood-brain barrier overview on structure, function, impairment, and biomarkers of integrity.</a> Fluids Barriers CNS. 17, 1-24 (2020).</li>
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<li>Sweeney, M. D., Sagare, A. P., Zlokovic, B. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood-brain+barrier+breakdown+in+Alzheimer+disease+and+other+neurodegenerative+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurol%22%5BJournal%5D)">Blood-brain barrier breakdown in Alzheimer disease and other neurodegenerative disorders.</a> Nat Rev Neurol. 14 (3), 133-150 (2018).</li>
<li>Kim, S., Jung, U. J., Kim, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+crucial+role+of+the+blood-brain+barrier+in+neurodegenerative+diseases%3A+Mechanisms+of+disruption+and+therapeutic+implications%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Med%22%5BJournal%5D)">The crucial role of the blood-brain barrier in neurodegenerative diseases: Mechanisms of disruption and therapeutic implications.</a> J Clin Med. 14 (2), 386(2025).</li>
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<li>Kalueff, A. V., Stewart, A. M., Gerlai, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zebrafish+as+an+emerging+model+for+studying+complex+brain+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Pharmacol+Sci%22%5BJournal%5D)">Zebrafish as an emerging model for studying complex brain disorders.</a> Trends Pharmacol Sci. 35 (2), 63-75 (2014).</li>
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<li>Goldim, M. P. S., Della Giustina, A., Petronilho, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+Evans+blue+dye+to+determine+blood-brain+barrier+integrity+in+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Protoc+Immunol%22%5BJournal%5D)">Using Evans blue dye to determine blood-brain barrier integrity in rodents.</a> Curr Protoc Immunol. 126 (1), e83(2019).</li>
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<li>Lopez-Ramirez, M. A., Calvo, C. F., Ristori, E., Thomas, J. L., Nicoli, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+culture+of+adult+zebrafish+brain-derived+neurospheres%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Isolation and culture of adult zebrafish brain-derived neurospheres.</a> J Vis Exp. (108), e53617(2016).</li>
<li>Al-Bachari, S., Naish, J. H., Parker, G. J., Emsley, H. C., Parkes, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood-brain+barrier+leakage+is+increased+in+Parkinson%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Physiol%22%5BJournal%5D)">Blood-brain barrier leakage is increased in Parkinson's disease.</a> Front Physiol. 11, 593026(2020).</li>
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</ol>

<table><tbody><tr><td>Agarose-Pulver</td><td>Vivantis</td><td>PC0701</td><td></td></tr><tr><td>Evans blauer Farbstoff</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Nr. E2129</td><td></td></tr><tr><td>Fidschi ImageJ</td><td>Nationale Institute für Gesundheit, USA</td><td></td><td>Link zum Download: https://imagej.net/software/fiji/downloads</td></tr><tr><td>Kamera für Mikroskop</td><td>ShenZhen Hayear Electronics Co. Ltd.</td><td>HY-500M</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyd (PFA)-Pulver</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>158127</td><td></td></tr><tr><td>Phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Nr. P4417</td><td></td></tr><tr><td>Natriumchlorid (NaCl)</td><td>HmbG Chemie</td><td>7647-14-5</td><td></td></tr><tr><td>Stereomikroskop</td><td>Olympus Corporation</td><td>SZ40</td><td></td></tr><tr><td>Spritzenvorsatz-Filtereinheit, 0,45&Mikro; m</td><td>Merck Millipore&nbsp;</td><td>SLHV004SL</td><td></td></tr></tbody></table>

visualisierung des torwächters: evans auf blauem farbstoff basierende bewertung der durchlässigkeit der blut-hirn-schranke bei erwachsenen zebrafischen

Visualizing the Gatekeeper: Evan's Blue Dye-Based Assessment of Blood-Brain Barrier Permeability in Adult Zebrafish

Dieses Protokoll wurde an einem Parkinson-Zebrafischmodell getestet. Die Beeinträchtigung der BHS ist ein gut dokumentiertes Phänomen bei Parkinson-Patienten 16,17,18 und bei verschiedenen Parkinson-Tiermodellen 19,20,21. Um die BHS-Integrität im adulten Zebrafisch-Parkinson-Modell zu untersuchen, wurde die EB-Farbstoff-Extravasation in...

Visualisierung des Torwächters: Evans auf blauem Farbstoff basierende Bewertung der Durchlässigkeit der Blut-Hirn-Schranke bei erwachsenen Zebrafischen

The Blood-Brain Barrier (BBB) is a semi-permeable interface that maintains central nervous system (CNS) homeostasis by regulating the movement of ...

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Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Wir beschreiben eine Live ganze Tier quantitative Messung für die Durchlässigkeit des embryonalen Zebrafischgehirn. Die Technik analysiert die Fähigkeit, Zerebrospinalflüssigkeit und Moleküle unterschiedlichen Molekulargewichts in den neuronalen Schlauchlumen behalten und quantifiziert ihre Bewegung aus der Ventrikel. Diese Methode ist nützlich zur Bestimmung von Unterschieden in epithelialen Permeabilität und Reifung in der Entwicklung und Krankheit.

Ein Assay zur Durchlässigkeit des Zebrafisch-Embryos Neuroepithel

Wir stellen eine neuartige Methode zur Mikroschlundsondierung von Zebrafischlarven unter Verwendung standardmäßiger Mikroinjektions- und Stereomikroskopieausrüstung für Embryonen vor. Wir zeigen, dass die Mikroschlundsondierung eine sichere und effiziente Technik ist, die dazu dient, kontrollierte Mengen unterschiedlichster Substanzen gezielt in das intestinale Lumen von Zebrafischlarven abzugeben.

Microgavage der Zebrafischlarven

Dieses Video zeigt ein Verfahren zur Beurteilung der Störung der Blut-Hirn-Schranke in einem EAE-Mausmodell. Fluoreszierende Farbstoffe unterschiedlicher Größe werden retroorbital injiziert und zirkulieren durch die Blutgefäße des Gehirns. Der kleinere Farbstoff dringt durch Lücken in das Hirngewebe ein, während der größere Farbstoff nur dann eintritt, wenn die Störung schwerwiegend ist, was mit dem Ausmaß der Barriereschädigung korreliert.

Bestimmung der Störung der Blut-Hirn-Schranke mit Hilfe von Fluoreszenzfarbstoffen in einem EAE-Mausmodell

Blut-Hirn-Schranke Störungen hilft die Lieferung von bestimmten Medikamenten an das Gehirn. Mannitol geliefert intraarteriell schrumpft umgebenden Zellen die Blutgefäße, um physisch stören die Barriere.

Rat Modell der Blut-Hirn-Schranke Störung zu Neurovascular Therapeutics Gezielte zulassen

Das Ziel der vorliegenden Studie war es, die Reproduzierbarkeit der einem in vitro-Modell mit BBB eine Ratte syngenen Co-Kultur von Endothelzellen und Astrozyten zu validieren. Die Endothel-Zellschicht vorgestellt hohen und niedrigen TEER LY Durchlässigkeit. Expression spezifischer TJ Proteinen wurden funktionellen Antworten zu Entzündungen und Funktionalität von Transportern und Rezeptoren untersucht.

Einrichten einer<em&gt; In-vitro-</em&gt; Modell der Ratte Blut-Hirn-Schranke (BBB): Ein Fokus auf BBB-Undurchlässigkeit und Rezeptor-vermittelten Transport

Hier präsentieren wir einen Maus Gehirn vaskulären Permeabilität Assay mit intraperitonealer Injektion von Fluoreszenz Tracer gefolgt von Perfusion, die auf Tiermodelle der Blut - Hirn-Schranke Dysfunktion anwendbar ist. Ein Hemi-Gehirn dient zur Durchlässigkeit quantitativ bewerten und die andere für die Tracer Visualisierung/Immunostaining. Der Eingriff dauert ca. 5-6 h für 10 Mäuse.

Eine In Vivo Blut - Hirn-Schranke Permeabilität Assay bei Mäusen mit Gewebekulturen beschriftet Tracer

Blut - Hirn-Schranke Integrität ist entscheidend für die Funktion des Nervensystems. Bei Drosophila melanogasterwird die Blut-Hirn-Schranke bei der späten Embryogenese durch Gliazellen gebildet. Dieses Protokoll beschreibt Methoden zur Untersuchung der Bildung und Erhaltung von Blut-Hirn-Barrieren bei D. melanogaster Embryonen und dritten Instarlarven.

Assay für Blut - Hirn-Barriere Integrität in Drosophila melanogaster

Hier stellen wir eine Methode vor, um das embryonale Gehirn des Zebrafischs in vivo bis hin zu Larven- und Juvenilenstadien abbilden zu können. Dieses mikroinvasive Verfahren, das von elektrophysiologischen Ansätzen adaptiert wurde, bietet Zugang zu zellulären und subzellulären Details reifer Neuronen und kann mit optogenetischen und neuropharmakologischen Studien zur Charakterisierung der Gehirnfunktion und der medikamentösen Intervention kombiniert werden.

In vivo Bildgebung von vollaktivem Hirngewebe bei wachen Zebrafischlarven und Jungtieren durch Schädel- und Hautentfernung

Dieses Protokoll demonstriert die Mikroinjektion von Lipopolysaccharid in die ventrikuläre Hirnregion in einem Zebrafisch-Larvenmodell, um die resultierende neuroinflammatorische Reaktion und Neurotoxizität zu untersuchen.

Hirnventrikuläre Mikroinjektionen von Lipopolysaccharid in Zebrafischlarven zur Beurteilung von Neuroinflammation und Neurotoxizität

Es wird ein Protokoll vorgestellt, um zu evaluieren, ob kleine EVs (sEVs), die aus Plazenta-Explantaten isoliert wurden, die unter hypoxischen Bedingungen kultiviert wurden (ein Aspekt der Präeklampsie modellierend), die Blut-Hirn-Schranke bei nicht schwangeren erwachsenen weiblichen Mäusen stören.

Störung der Blut-Hirn-Schranke der Maus durch kleine extrazelluläre Vesikel aus hypoxischen menschlichen Plazenta

Es wurde eine Methode entwickelt, um die Farbstoffextravasation aufgrund des Zusammenbruchs der Blut-Hirn-Schranke (BHS) sichtbar zu machen, indem Mäusen zu unterschiedlichen Zeitpunkten zwei Fluoreszenzfarbstoffe verabreicht wurden. Die Verwendung von Glycerin als Kryoprotektivum erleichterte die Immunhistochemie an derselben Probe.

Bewertung des Zusammenbruchs der Blut-Hirn-Schranke in einem Mausmodell für ein leichtes Schädel-Hirn-Trauma

Lernen Sie eine einfache Methode zur Bewertung der Blut-Hirn-Schranke bei erwachsenen Zebrafischen mittels Evans-Blau-Farbstoff. Dieses kostengünstige Protokoll ermöglicht qualitative und quantitative Analysen neurovaskulärer Veränderungen.

Visualisierung des Torwächters: Evans auf blauem Farbstoff basierende Bewertung der Durchlässigkeit der Blut-Hirn-Schranke bei erwachsenen Zebrafischen (Video) | JoVE Journal

Visualisierung des Torwächters: Evans auf blauem Farbstoff basierende Bewertung der Durchlässigkeit der Blut-Hirn-Schranke bei erwachsenen Zebrafischen

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