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<ol><li>Cherry, B. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+cardiac+arrest+and+resuscitation+in+the+domestic+pig%5BTitle%5D)+AND+%22World+J+Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Modeling cardiac arrest and resuscitation in the domestic pig.</a> World J Crit Care Med. 4 (1), 1(2015).</li>
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<li>Faldaas, B. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+feedback+on+chest+compression+efficacy+by+hands-free+carotid+Doppler+in+a+porcine+model%5BTitle%5D)+AND+%22Ressusc+Plus%22%5BJournal%5D)">Real-time feedback on chest compression efficacy by hands-free carotid Doppler in a porcine model.</a> Ressusc Plus. 18, 100583(2024).</li>
<li>Faldaas, B. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+hands-free+carotid+Doppler+can+identify+spontaneous+circulation+without+interrupting+cardiopulmonary+resuscitation%3A+an+animal+study%5BTitle%5D)+AND+%22Intensive+Care+Med+Exp%22%5BJournal%5D)">A hands-free carotid Doppler can identify spontaneous circulation without interrupting cardiopulmonary resuscitation: an animal study.</a> Intensive Care Med Exp. 12 (1), 121(2024).</li>
<li>Ruiz De Gauna, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rhythm+Analysis+during+Cardiopulmonary+Resuscitation+Past%2C+Present%2C+and+Future%5BTitle%5D)+AND+%22BioMed+Res+Int%22%5BJournal%5D)">Rhythm Analysis during Cardiopulmonary Resuscitation Past, Present, and Future.</a> BioMed Res Int. 2014, 1-13 (2014).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Abbott Durata 7120 ICD Single-Coil-Kabel</td><td>Abbott, Abbot Park, IL</td><td>7120</td><td></td></tr><tr><td>Abbott Gallant VR ICD</td><td>Abbott, Abbot Park, IL</td><td>CDVRA500Q</td><td></td></tr><tr><td>Abbott Merlin Programmierer</td><td>Abbott, Abbot Park, IL</td><td>3650</td><td></td></tr><tr><td>Zentralvenöser Katheter Certofix trio</td><td>B. Braun Medical, Melsungen, Deutschland</td><td>4167408-07</td><td></td></tr><tr><td>Endotrachealrohr-Portex #7.0</td><td>Smiths Krankenhaus, Rockland, MA</td><td>100/150/070</td><td></td></tr><tr><td>Exagon VET (Pentobarbital 400 mg/mL)</td><td>VetViva Richter, Wels, Österreich</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Heparin 5000 IU/mL</td><td>Panpharma, Luitr&eacute, Frankreich</td><td>ETI3M807-1</td><td></td></tr><tr><td>Ketamin 50 mg/mL</td><td>Abcur AB, Helsingborg, Schweden</td><td>LB-12355-01</td><td></td></tr><tr><td>Midazolam 5 mg/mL</td><td>B. Braun Medical, Melsungen, Deutschland</td><td>753-12612876-0621</td><td></td></tr><tr><td>Morphin</td><td>Abcur AB, Helsingborg, Schweden</td><td>LB-122184-01</td><td></td></tr><tr><td>Normale Kochsalzspüllösung</td><td>Fresenius Kabi, Uppsala, Schweden</td><td>B202382-05</td><td></td></tr><tr><td>PentoCur (Thiopental)</td><td>Abcur AB, Helsingborg, Schweden</td><td>LB-122564-01</td><td></td></tr><tr><td>Periphale IV-Katheter 20G Vasofix</td><td>B. Braun Medical, Melsungen, Deutschland</td><td>4268113B</td><td></td></tr><tr><td>PiCCO&nbsp; Überwachungskit (Druckwandler, Spülsystem und Thermistor)</td><td>Pulsion, Feldkirchen, Deutschland</td><td>PV8215</td><td></td></tr><tr><td>PiCCO-Katheter 5 Fr 20 cm</td><td>Pulsion, Feldkirchen, Deutschland</td><td>PV2015L20-A</td><td></td></tr><tr><td>Druckmesser und Flush-Kit TruWave</td><td>Edwards Lifescience, Irvine, CA</td><td>PX272</td><td></td></tr><tr><td>RescueDoppler</td><td>Cimon Medical, Trondheim, Norwegen</td><td>N/A</td><td>Proprietär, nicht kommerziell erhältlich</td></tr><tr><td>Ringeracetat</td><td>Fresenius Kabi, Uppsala, Schweden</td><td>B203150-02</td><td></td></tr><tr><td>Harnkather 12 Ch</td><td>Verschiedene</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Gefäßhüllen-Einbringer Prelude 7.0 Fr</td><td>Merit Medical, South Jordan, UT</td><td>PSI-7F-11-035-18G</td><td></td></tr><tr><td>Vue Ultraschallgel</td><td>Optimum medizinisch, Leeds, United Kingdim</td><td>1157</td><td></td></tr></tbody></table>

schweine-herzstillstandmodell mit implantierbarem defibrillator

Porcine Cardiac Arrest Model Using an Implantable Defibrillator

Schweine-Herzstillstandmodell mit implantierbarem Defibrillator

This study presents a reproducible porcine cardiac arrest model utilizing an implantable cardioverter-defibrillator (ICD) for reliable induction and ...

Wir wollten ein einfaches, zuverlässiges Modell für Kammerflimmern und Kardioversion entwickeln, das stabilere Ergebnisse liefert und es uns ermöglicht, weniger Tiere in Wiederbelebungsstudien einzusetzen. Wir verwenden einen implantierbaren Kardioverter-Defibrillator, um Kammerflimmern zuverlässig auszulösen, eine Kardioversion durchzuführen und ein intrakardiales Elektrokardiogramm aufzuzeichnen. Nach der Vorbereitung des Schweins wird das tief anästhesierte Tier in Rückenlage gedreht und die Gliedmaßen mit einem Mullverband fixiert.Desinfizieren Sie Nacken, Kiefer, Leiste und Bauch mit Chlorhexidin in einer Konzentration von 5 Milligramm pro Milliliter in Ethanol und bedecken Sie die desinfizierten Bereiche mit sterilen Tüchern. Strecken Sie ein Hinterbein, um die A. iliaca zu verlängern. Lokalisieren Sie mithilfe von Ultraschall die A. iliaca und führen Sie einen 5-French-Pulse-Index-Kontinuierlich-Kardiausgangs-Arterienkatheter nach der Seldinger-Technik ein.Verbinden Sie den arteriellen Katheter mit einem vorgefüllten Druckmesswandler und Spülsystem. Nachdem der Messwandler auf Null gestellt wurde, überprüfen Sie eine qualitativ gute arterielle Druckkurve und lassen Sie dann das Hinterbein los. Kippen Sie das Tier in die Trendelenburg-Lage und erhöhen Sie den positiven endexspiratorischen Druck des Beatmungsgeräts auf 10 Zentimeter Wassersäule, um die Halsvenen zu weiten.Unter Ultraschallkontrolle die rechte Vena jugularis externa lokalisieren und einen sieben-French-vaskulären Einführkatheter mit der Seldinger-Technik einsetzen. Den venösen Rückfluss bestätigen und den Einführkatheter mit Kochsalzlösung spülen. Anschließend ein 9-French-2-Lumen-Zentralvenenkatheter-Set mit einem Hämostaseventil einführen.Überprüfen Sie den venösen Rückfluss durch die Lumen. Übertragen Sie die Sedierung und die Infusionen auf den Katheter. Anschließend schließen Sie einen Druckmesswandler an eines der Katheterlumen an und bestätigen ein zentrales venöses Druckkurvenmuster.Verringern Sie den positiven endexspiratorischen Druck des Beatmungsgeräts auf 5 Zentimeter Wassersäule. Führen Sie eine einzige Spiral-Elektrode eines implantierbaren Kardioverter-Defibrillators oder ICD-Elektrode durch den vaskulären Einführkatheter ein und schieben Sie sie bis zur Spitze des rechten Ventrikels vor. Anschließend verbinden Sie die ICD-Leitung mit einem Pacing-System-Analysator unter Verwendung des speziellen Anschlusses.Stellen Sie sicher, dass die intrakardiale R-Zacken-Amplitude größer als 6 Millivolt ist. Verwenden Sie ein Skalpell, um einen 4 Zentimeter langen horizontalen Hautschnitt unterhalb des linken Schlüsselbeins anzulegen. Anschließend erzeugen Sie mittels Diathermie und gefolgt von einer stumpfen Fingerdissektion eine ausreichend große subkutane Tasche, um den ICD unterbringen zu können.Verbinden Sie die Elektrode mit dem ICD und platzieren Sie das Gerät in der subkutanen Tasche. Stellen Sie sicher, dass die rechtsventrikuläre Elektrode eine stabile Position beibehält. Programmieren Sie den Stimulationsmodus nach Anschluss des ICD an das Programmiergerät auf die gewünschten Einstellungen und überprüfen Sie die R-Wellen-Stimulationsschwelle sowie die Impedanzen.Danach programmieren Sie die Therapieparameter für Tachyarrhythmien. Wählen Sie auf dem Programmierbildschirm das Symbol „Test“ aus und öffnen Sie den Ordner „Ventricular Fibber und NIPS“. Wählen Sie unter „Ventricular Fibber“ die Option „DC Fibber“ aus und stellen Sie diese auf 7,5 Volt für zwei Sekunden ein, um eine ventrikuläre Fibrillation auszulösen.Wenn eine ventrikuläre Fibrillation induziert wird, verwenden Sie die automatische Abgabe, damit das Gerät gemäß der programmierten Parameter eine Therapie abgibt. Induzieren Sie eine ventrikuläre Tachykardie, indem Sie das Symbol „Ventrikulärer NIPS“ auswählen. Wählen Sie das Symbol „Burst“ und stellen Sie die gewünschte Zykluslänge ein, beispielsweise 240 Millisekunden.Drücken Sie dann Halten, um den Burst bis zu 20 Sekunden lang anzuwenden. Wenn eine ventrikuläre Tachykardie oder ein Kammerflimmern ausgelöst wird, verabreichen Sie die Therapie gemäß der Programmeinstellungen im Ordner Tachy. Wählen Sie das Symbol Parameter, um die Einstellungen zu überprüfen und die Wiederherstellung des Sinusrhythmus sicherzustellen.Überwachen Sie den arteriellen Druck über den iliakalen arteriellen Katheter. Ergänzen Sie dies durch eine kontinuierliche Doppler-Überwachung des Blutflusses, indem Sie die handfreie Sonde senkrecht zur linken Arteria carotis positionieren. Stellen Sie sicher, dass auf der Doppler-Anzeige eine klare Flusskurve der A. carotis sichtbar ist.Befestigen Sie die Sonde anschließend gründlich mit Klebeband. Überwachen Sie das Herzrhythmusmuster mithilfe des intrakardialen Elektrokardiogramms, das vom Schrittmacher abgeleitet wird, sowie des auf dem Monitor angezeigten Oberflächen-Elektrokardiogramms. Nach Induktion einer ventrikulären Fibrillation oder einer ventrikulären Tachykardie beobachten Sie den Stillstand des Karotisflusses in der Doppler-Ableitung und halten Sie die Durchflussstopp-Phase gemäß dem Studienprotokoll aufrecht.Dann manuelle Herz-Lungen-Wiederbelebung, mechanische Kompressionen oder andere Maßnahmen einleiten. Den Wiedereintritt einer spontanen Durchblutung mittels invasivem arteriellem Druck und nichtinvasiver, ultraschallgesteuerter Flussgeschwindigkeit bestätigen. Falls erforderlich, das Schwein durch Applikation eines manuellen Gleichstrom-Schocks in den Sinusrhythmus überführen.Beenden Sie die ventrikuläre Fibrillation innerhalb von 120 Sekunden, um die Wahrscheinlichkeit einer erfolgreichen Umkehrung zu maximieren. Wenn sich das Tier in einer ventrikulären Tachykardie befindet, wenden Sie eine anti-tachykardische Stimulation oder eine synchronisierte Kardioversion an. Schließlich lassen Sie das Tier ruhen und stellen Sie die Normalisierung der physiologischen Parameter sicher, einschließlich des Blutdrucks, des endexspiratorischen Kohlendioxidwerts und des pH-Werts.Der Ventrikelflimmern-Modus induzierte bei allen 11 Tieren ein Kammerflimmern oder eine ventrikuläre Tachykardie. Die ICD-therapeutische Maßnahme stellte daraufhin bei jedem Tier den Sinusrhythmus und die spontane Durchblutung wieder her. Die durchschnittliche Erfolgsrate für die Wiederherstellung der spontanen Durchblutung nach induziertem Kammerflimmern betrug etwa 92 %. Die ICD induzierte durchschnittlich 18 ventrikuläre Arrhythmien pro Tier, bestehend aus Kammerflimmern und ventrikulärer Tachykardie.Im Vergleich zu anderen Methoden erzielte unser Ansatz eine 92 %ige Erfolgsrate bei der Wiederherstellung der Durchblutung mit künstlicher Rhythmusüberwachung während der Reanimation. Die Haupt Herausforderung besteht in der Notwendigkeit spezialisierter Geräte und geschulter Bediener für die ICD-Implantation und -Programmierung. Unser Modell erhöht die Erfolgsrate der Reanimation von etwa 50 auf 90 %, ermöglicht wiederholte Zyklen aus ventrikulärer Fibrillation, Reanimation und Kardioversion pro Tier und reduziert damit den Tierversuchseinsatz signifikant.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Dieser Artikel beschreibt ein Rattenmodell von elektrisch induziertem Kammerflimmern und Wiederbelebung durch Thoraxkompression, Beatmung und Abgabe von Elektroschocks, das eine Episode eines plötzlichen Herzstillstands und einer konventionellen Herz-Lungen-Wiederbelebung simuliert. Das Modell ermöglicht es, Erkenntnisse über die Pathophysiologie des Herzstillstands zu gewinnen und neue Wiederbelebungsstrategien zu erforschen.

Ein Rattenmodell von Kammerflimmern und Reanimation durch konventionelle Closed-Brust-Technik

Wir haben ein Schweinemodell für die gezielte Verabreichung von pharmakologischen Wirkstoffen innerhalb des Perikardraums/der Perikardflüssigkeit entwickelt. Mit diesem Ansatz kann der relative Nutzen von verabreichten Mitteln bei induziertem Vorhofflimmern, relativen Refraktärperioden und/oder ischämischem Schutz untersucht werden.

Prüfung der Wirksamkeit von pharmakologischen Wirkstoffen in einem Pericardial Ziel Delivery Model in der Schweine

Hier zeigen wir ein Protokoll zur Stichprobenverfahren eine etablierte porcinen Modell der akuten Myokardinfarkt zu standardisieren, um der translationalen Wertsteigerung für das Verständnis der Pathophysiologie der myokardialen Ischämie/Reperfusion Verletzungen und neuartige Medikamenten-Kandidaten zu testen.

Verbesserung der einen geschlossenen Kasten porcinen Myokardinfarkt Modell durch Standardisierung der Gewebe und Blut Stichprobenverfahren

Wir versuchten, ein Schweinemodell für Herzinsuffizienz zu etablieren, das durch linke Zirkumflexarterienverstopfung und schnelles Tempo verursacht wurde, um die Wirkung und Sicherheit der intramyokardialen Verabreichung von Stammzellen für zellbasierte Therapien zu testen.

Erstellung eines Schweinemodells für postmyokarde Infarkt-Herzinsuffizienz für die Stammzellbehandlung

Herz-Lungen-Reanimation und Defibrillation sind die einzigen wirksamen therapeutischen Optionen während des Herzstillstands, verursacht durch Kammerflimmern. Dieses Modell stellt ein standardisiertes Regime zur Induzieren, Bewertung und Behandlung dieses physiologischen Zustands in einem Schweinemodell dar und bietet so einen klinischen Ansatz mit verschiedenen Möglichkeiten zur Datenerfassung und -analyse.

Standardisiertes Modell der Ventrikulären Fibrillation und Advanced Cardiac Life Support in Schweinen

Das übergeordnete Ziel der aktuellen Studie ist es, die Techniken der Induktion von Myokardinfarkt (MI) und Post-Myokardinfarkt Herzinsuffizienz (post-MI HF) in geschlossenen Brust, erwachsenen Göttinger Minischweinen und die Charakterisierung des Post-MI HF-Modells in Göttinger Minischweinen im Vergleich zu Landrasseschweinen zu präsentieren.

Postmyokardinfarkt Herzinsuffizienz in geschlossener Koronierung/Reperfusion Modell in Göttingen Minischweine und Landrasse Schweine

Wir beschreiben ein steriles Perikarditis-Modell bei Minischweinen, um Vorhofmyopathie und Vorhofflimmern (AF) zu untersuchen. Wir präsentieren chirurgische und anästhetische Techniken, Strategien für den Gefäßzugang und ein Protokoll zur Untersuchung der Induktibilität von Vorhofflimmern.

Sterile Perikarditis bei Aachener Minipigs als Modell für Vorhofmyopathie und Vorhofflimmern

Myokardinfarkt (MI) Tiermodelle, die den natürlichen Prozess der Krankheit beim Menschen nachahmen, sind entscheidend für das Verständnis pathophysiologischer Mechanismen und die Prüfung der Sicherheit und Wirksamkeit neuer aufkommender Therapien. Hier beschreiben wir ein MI-Schweinemodell, das durch den Einsatz einer perkutanen Embolisationsspule erstellt wurde.

Myokardinfarkt durch perkutane Embolisationsspulenentfaltung in einem Schweinemodell

Das vorliegende Protokoll beschreibt drei Methoden zur Verabreichung kardioaktiver Therapeutika in einem Schweinemodell. Weibliche Landrassenschweine erhielten die Behandlung entweder: (1) Thorakotomie und transepikardiale Injektion, (2) kathetergestützte transendokardiale Injektion oder (3) intravenöse Infusion über die osmotische Minipumpe der Jugularvene.

Verabreichung kardioaktiver Therapeutika in einem Schweine-Myokardinfarkt-Modell

Dieses Protokoll stellt ein Modell des Langzeit-Kammerflimmerns in Rattenherzen dar, das durch kontinuierliche Stimulation mit Niederspannungswechselstrom induziert wird. Dieses Modell hat eine hohe Erfolgsquote, ist stabil, zuverlässig und reproduzierbar, hat einen geringen Einfluss auf die Herzfunktion und verursacht nur leichte Herzmuskelverletzungen.

Ein Modell für Langzeit-Kammerflimmern in isolierten Rattenherzen

Dieses Protokoll beschreibt ein neonatales Schweinemodell des kardiopulmonalen Bypasses (CPB) mit Kreislauf- und Herzstillstand als Instrument zur Untersuchung schwerer Hirnschäden und anderer Komplikationen infolge von CPB.

Pädiatrisches Tiermodell der extrakorporalen kardiopulmonalen Wiederbelebung nach längerem Kreislaufstillstand

Nord University.  Dieses Protokoll demonstriert den Einsatz eines implantierbaren Kardioverter-Defibrillators (ICD), um ventrikuläre Arrhythmien zuverlässig zu induzieren, eine interne Kryptoversion durchzuführen und intrakardiale EKG-Aufnahmen in einem Schweinemodell zu erhalten.

Schweine-Herzstillstandmodell mit implantierbarem Defibrillator

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