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</ol>

<table><tbody><tr><td>3% H2O2</td><td>Caelo</td><td>15301730</td><td></td></tr><tr><td>50 ml Konusrohr</td><td>Greiner Bio-One</td><td></td><td>Falcon-Typ Konusrohr</td></tr><tr><td>Agar Petrischale</td><td>Handgemacht&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Narkoseeinheit</td><td>BioMedical Instruments</td><td>Univentor 1200</td><td></td></tr><tr><td>BioCam DupleX</td><td>3Brain</td><td>BioCAM DupleX</td><td>CMOS-HD-MEA-Plattform</td></tr><tr><td>Messerverblendung (5*)</td><td>Apollo Herkenrath</td><td>09-025-056</td><td></td></tr><tr><td>Brainwave Software 5</td><td>3Brain</td><td>Version 5</td><td>CMOS-HD-MEA-Plattform</td></tr><tr><td>Atemmaske</td><td>Narishige</td><td>GM-4</td><td></td></tr><tr><td>Bulk Fill Flowable: Compula Refill</td><td>Dentsply Sirona</td><td>267-0195</td><td>Für Zement</td></tr><tr><td>Kapselspenderpistole&nbsp;</td><td>Dentsply Sirona</td><td>296-0003</td><td>Für Zement</td></tr><tr><td>Carbogen</td><td>Air Liquide</td><td>Air Liqiuide (Haussystem)</td><td></td></tr><tr><td>Kavitätsblockglas</td><td>AIM</td><td>AIM</td><td>40 mm x 40 mm</td></tr><tr><td>Klammer (3*)</td><td>DIEFFENBACH</td><td>12-1003-04</td><td>Edelstahl 4cm</td></tr><tr><td>Computer</td><td>Dell</td><td>Precission 3431</td><td></td></tr><tr><td>CorePlateTM 1W 38/60</td><td>3Brain</td><td>Accura HD-MEA</td><td>CMOS-HD-MEA-Chip</td></tr><tr><td>Bohrerzubehör (13)</td><td>FST</td><td>19007-07</td><td>Spitze: 7mm</td></tr><tr><td>Bohrerzubehör (13)</td><td>FST</td><td>19007-09</td><td>Spitze: 9mm</td></tr><tr><td>Eco wipes - Wischspender</td><td>Dr Schumacher</td><td>00-915SE001 (1x1)&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Eco wipes - Wischrollen</td><td>Dr Schumacher</td><td>00-915SE001 (6x1)</td><td></td></tr><tr><td>ELASTOSIL</td><td>Wacker</td><td>RT 601 A/B</td><td></td></tr><tr><td>Elektrode</td><td>Microprobes</td><td>SNEX-100</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Carl Roth GmbH + Co. KG</td><td>Art-Nr. T913.3</td><td></td></tr><tr><td>Löffel (10)</td><td>HLW Dental-Instruments Germany</td><td>S-10.28-6</td><td></td></tr><tr><td>Pinzette (5)</td><td>FST</td><td>18025-10</td><td>Edelstahl 10cm</td></tr><tr><td>Pinzette (6)</td><td>Aesculap</td><td>BD311R</td><td>9cm</td></tr><tr><td>Pinzette (7)</td><td>FST</td><td>91100-12</td><td>Edelstahl 12cm</td></tr><tr><td>Pinzette (8)</td><td>FST</td><td>11231-20</td><td>Edelstahl 11cm</td></tr><tr><td>Pinzette (8*)&nbsp;</td><td>Karl Hammacher</td><td>9.160 160</td><td>Wironit 10,5cm</td></tr><tr><td>Pinzette (9)</td><td>FST</td><td>11200-33</td><td>Dumoxel 13,5cm</td></tr><tr><td>Pinzette (9)</td><td>FST</td><td>11200-33</td><td>Dumoxel 13,5cm</td></tr><tr><td>Beheizter OP-Tisch+integrierte Gasabsaugung</td><td>BioMedical Instruments</td><td>BioMedical Instruments</td><td></td></tr><tr><td>heliobond</td><td>Ivoclar Vivadent</td><td>42040</td><td></td></tr><tr><td>Eismaschine</td><td>Scotsman</td><td>AF 80 AS / WS</td><td></td></tr><tr><td>Zulauf- und Ablaufnadeln</td><td>BD Microlance&nbsp;</td><td>1,25 x70mm</td><td></td></tr><tr><td>Isathal 10mg/g</td><td>Dechra</td><td>Zul.-Nr. 400216.00.00</td><td>Fucidin</td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Sedana medical</td><td>N001254</td><td></td></tr><tr><td>Mili-Q Wasserfilter</td><td>Elga</td><td>PURELAB flex 3</td><td></td></tr><tr><td>Nadelhalter (4)</td><td>FST</td><td>12501-13</td><td>Wolframkarbid 13cm</td></tr><tr><td>Octenisept</td><td>Sch&uuml;lke &amp; Mayr</td><td></td><td>Antiseptische Lösung&nbsp;</td></tr><tr><td>Papierfilter (4*)</td><td>Carl Roth GmbH + Co. KG</td><td>AP75.1</td><td></td></tr><tr><td>Parafilm</td><td>Sigma Aldrich</td><td>HS234526C</td><td></td></tr><tr><td>Platinum-Anker</td><td>3Brain</td><td>3Brain</td><td></td></tr><tr><td>Retraktorspitze (14)</td><td>FST</td><td>18200-10</td><td>2,5mm</td></tr><tr><td>Wiederverwendete Elektrode (11)</td><td>Microprobes</td><td>SNEX-100</td><td>Für Koordinaten</td></tr><tr><td>Ringer</td><td>B. Braun</td><td>3570030</td><td></td></tr><tr><td>Schere (1)</td><td>FST</td><td>14078-10</td><td>Edelstahl 10cm</td></tr><tr><td>Schere (2)</td><td>Aesculap</td><td>BC144R</td><td></td></tr><tr><td>Schere (3)</td><td>FST</td><td>14058-09</td><td>Edelstahl 9cm</td></tr><tr><td>Schere (9*)</td><td>FST</td><td>91401-12</td><td>Edelstahl 12cm</td></tr><tr><td>Schraube (12)</td><td>Online-Schrauben.de</td><td>DIN 84 A2 M 1x2</td><td></td></tr><tr><td>Rasierer</td><td>Exacta</td><td>GT415</td><td></td></tr><tr><td>STELLA (softwaredefiniertes implantierbares modulares Plattform) Stimulationssystem</td><td>nicht kommerziell; Entwicklung der Universität Rostock</td><td>Open Source (https://github.com/SFB-ELAINE/STELLA)</td><td>batteriebetriebener DBS-Stimulator</td></tr><tr><td>Sterilisator 250</td><td>FST</td><td>18000-45</td><td></td></tr><tr><td>Stereotaxisch</td><td>Narishige</td><td>Modell SR-AR</td><td></td></tr><tr><td>Superkleber</td><td>UHU</td><td>64212</td><td></td></tr><tr><td>Tränencreme (Panthenol Nasencreme)</td><td>Jenapharm</td><td>5541249</td><td></td></tr><tr><td>Vibratom&nbsp;</td><td>Laica</td><td>VT12005</td><td></td></tr><tr><td>Xylocain Gel 2%</td><td>Aspen Pharma</td><td>1138060</td><td></td></tr><tr><td>Wägeboot</td><td>Carl Roth GmbH + Co. KG</td><td>HYT9.1</td><td></td></tr><tr><td>Waage</td><td>Voltcraft</td><td>TS-5000/1</td><td></td></tr><tr><td>Verbindungen, die für die Lösungszubereitung verwendet werden</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kalziumchlorid (CaCl2)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>10043-52-4</td><td></td></tr><tr><td>D-Glukose(C6H12O6)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>50-99-7</td><td></td></tr><tr><td>Magnesiumchlorid (MgCl2)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7786-30-3</td><td></td></tr><tr><td>Kaliumchlorid(KCl)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7447-40-7</td><td></td></tr><tr><td>Natriumbicarbonat (NaHCO3)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>144-55-8</td><td></td></tr><tr><td>Natriumchlorid (NaCl)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7647-14-5</td><td></td></tr><tr><td>Natriumphosphat monobasisch (NaH2</

untersuchung der netzwerkweiten mechanismen der pallidalen tiefenhirnstimulation mit hochdichten mikroelektrodenarrays

Investigating The Network-Wide Mechanisms of Pallidal Deep Brain Stimulation Using High-Density Microelectrode Arrays

Untersuchung der netzwerkweiten Mechanismen der pallidalen Tiefenhirnstimulation mit hochdichten Mikroelektrodenarrays

Dystonia is a neurological movement disorder characterized by abnormal muscle control affecting voluntary movements and sustained postures. Although ...

Wir untersuchen, wie die tiefe Hirnstimulation des Globus pallidus die Netzwerkaktivität des Kleinhirns verändert und auf diese Weise die neuronale Funktion bei Dystonie wiederherstellt. Die Mikroelektroden-Arrays mit hoher Dichte ermöglichen die gleichzeitige Ableitung von motorischen Schleifenkreisen, um die netzwerkweiten Effekte der tiefen Hirnstimulation bei Bewegungsstörungen wie der Dystonie zu untersuchen. Bringen Sie zunächst die Elektronik des STELLA-Stimulationsystems in einer maßgeschneiderten, 3D-gedruckten Kapsel aus Polyethylenterephthalat-Glykol oder PETG unter.Verwenden Sie Silikon, um den Bereich zwischen Deckel und Kapsel sowie das Gehäuse am Kabelaustritt abzudichten. Nach dem Trocknen das Silikon auf sichtbare Lücken prüfen und die Abdichtung wiederholen, falls Lücken vorhanden sind. Nach vollständiger Aushärtung des Silikons das Epoxidharz im Mischungsverhältnis von 100:35 nach Gewicht anmischen.Verwenden Sie den Vevor RS-1.5, um Luftblasen unter Vakuum aus dem Harz zu entfernen. Tragen Sie vor dem Zusammenbau eine dünne Schicht Vaseline auf die Kontaktfläche der individuellen Silikonform auf. Legen Sie die Stimulatorkapsel in die Form.Füllen Sie es langsam mit Epoxidharz, bis der Stimulator und die Kabelanschlüsse vollständig bedeckt sind, und vermeiden Sie dabei Luftblasen. Nach dem Aushärten des Harzes entfernen Sie die Kapsel aus der Form. Glätten Sie die Epoxidoberfläche mit einer feinen Feile oder einem Polierwerkzeug und beseitigen Sie scharfe Kanten.Die Kapsel in flüssiges Silikon tauchen, um eine endgültige dünne Silikonbeschichtung aufzubringen. Mit einer Plastikpipette zusätzliches Silikon um das Kabel in der Nähe des Übergangsbereichs auftragen. Mit einem Stäbchen überschüssiges Silikon vor der Aushärtung entfernen, um eine zu dicke Beschichtung zu vermeiden.Um einen Funktions-Test nach der Kapselung vor der chirurgischen Implantation oder experimentellen Verwendung durchzuführen, platzieren Sie das STELLA-Stimulationsystem in Ringer-Lösung und aktivieren Sie die integrierte magnetische Selbsttest-Funktion. Bestätigen Sie das korrekte Blinkmuster der Leuchtdiode oder LED mit 2 mal 2, das eine ordnungsgemäße Stimulationsausgabe anzeigt, und schließen Sie Kurzschlüsse, Unterbrechungen oder einen schwachen Batteriezustand aus. Schalten Sie das Gerät nach der Prüfung aus, um die Batterie zu schonen.Bereiten Sie den Arbeitsplatz mit Dissektionswerkzeugen, Saccharoselösung, Petrischalen und der Vibratomschneideanlage vor. Geben Sie eiskalte, schaumige Saccharoselösung in eine Petrischale mit Filterpapier am Boden und sorgen Sie für kontinuierliche Karbogenation zur Gehirnentnahme und -schnittführung. Überführen Sie das innerhalb von 15 Minuten nach dem 11-tägigen Deep-Brain-Stimulation- oder DBS-Zeitraum entnommene Gehirn in die vorbereitete Petrischale mit eiskalter, schaumiger Saccharoselösung.Entfernen Sie das Kleinhirn mit einer Klinge, indem Sie einen Schnitt durch die Brücke auf Augenhöhe ausführen. Entfernen Sie dann die Kleinhirnhemisphäre durch einen parasagittalen Schnitt. Bereiten Sie die Vibratomscheibe mit einem Tropfen Sekundenkleber vor.Entfernen Sie das Kleinhirn vorsichtig aus der Petrischale. Tupfen Sie die parasagittale Schnittebene auf Filterpapier ab, um sie zu trocknen, bevor Sie diese Seite verkleben. Legen Sie die Vibratomschale in das Becken.Füllen Sie die Wanne mit ausreichend halbflüssiger Saccharoselösung, um das Kleinhirn vollständig zu bedecken. Begasen Sie die Wanne mit Carbogen. Schneiden Sie parasagittale Kleinhirnschnitte mit einer Dicke von 200 Mikrometern bei einer konstanten Geschwindigkeit von 0,08 Millimetern pro Sekunde. Bewahren Sie die Schnitte in einem Becher mit künstlichem zerebrospinalen Flüssigkeit oder ACSF auf, der kontinuierlich mit Carbogen versetzt wird, bei Raumtemperatur. Lassen Sie die Schnitte sich vor der Übertragung auf das hochdichte Mikroelektrodenarray oder HD-MEA zur Wiedererwärmung und Stabilisierung vor der Aufzeichnung etwa 40 Minuten lang in karbonatisierter ACSF bei Raumtemperatur erholen. Reinigen Sie die vergoldeten Kontakte mit 100 % Ethanol und das Elektrodenarray mit 70 % Ethanol und einer weichen Bürste.Danach spülen Sie die Elektrodenanordnung mit Milli-Q-Wasser ab. Vor dem Platzieren des Gewebeschnitts setzen Sie die CorePlate mit einzelner Vertiefung in die Ableitungseinrichtung ein. Schließen Sie die HD-MEA mit der CorePlate TM mit einzelner Vertiefung an das Ableitungssystem an.Pipettieren Sie etwa 2 Milliliter ACSF blasenfrei in die Vertiefung. Starten Sie die Live-Aufnahme in der BrainWave 5- oder BW5-Software, und stellen Sie Parameter wie Cockpit-Modus und Gewebemodell ein. Überprüfen Sie, ob das Hintergrundrauschen im optimalen Bereich von 9–20 Mikrovolt liegt.Mindestens 30 Sekunden aufzeichnen. Nach Beendigung der Aufnahme die gespeicherte Datei zur Analyse öffnen. Um die Rausch-Schnittstelle zu analysieren, auf Ergebnisse klicken und Wiedergabe auswählen.Klicken Sie auf Medienexport und wählen Sie im Dropdown-Menü Rohsignale die Aktivitätskarte aus, um die Spitze-zu-Spitze-Amplitude und die Standardabweichung zu analysieren, um das Basisrauschen zu bestimmen. Verwenden Sie anschließend eine Pasteur-Pipette, um den Gewebeschnitt unter dem Mikroskop in die Mitte des einzelnen Wells der CorePlate zu legen, und entfernen Sie die ACSF. Positionieren Sie die Halterung auf dem Schnitt, um ihn zu fixieren.Verwenden Sie eine 3-Milliliter-Pasteurpipette, um einen einzelnen Tropfen ACSF aufzutragen und abzusaugen, um das Schnittpräparat zu waschen; wiederholen Sie diesen Vorgang 5–10 Mal. Entfernen Sie das restliche ACSF mit einem gedrehten Papierdocht. Geben Sie Tropfen ACSF in die Mitte der Vertiefung, um den Kontakt zwischen dem Schnittpräparat und den Elektroden für eine optimale Ableitung zu verbessern.Platzieren Sie die Zulaufleitung über dem Schnitt und die Ablaufleitung davon weg. Entfernen Sie alle Blasen von der Bodenelektrode, bevor Sie mit der Datenaufnahme und -analyse fortfahren. Die Analyse der Gesamtanzahl der Spikes in den molekularen Purkinje-Zell- und Granularzell-Schichten der zerebellären Rinde zeigte, dass dystone Gewebeschnitte signifikant weniger Spikes erzeugten, während die pallidale DBS die Anzahl der Spikes auf ein Niveau erhöhte, das mit dem gesunder Kontrollen vergleichbar war.Der Kruskal-Wallis-H-Test bestätigte weiterhin einen statistisch signifikanten Anstieg der Spikanzahl in der molekularen Schicht der zerebellären Rinde für die dystone DBS-Gruppe im Vergleich sowohl zur unbehandelten dystonen als auch zur dystonen Sham-Gruppe. Die dystone DBS-Gruppe zeigte ebenfalls einen Anstieg der Spikes in der Purkinje-Zellschicht und der granulären Zellschicht, wobei Werte erreicht wurden, die mit denen der Kontrollgruppe vergleichbar waren. Die Aufrechterhaltung stabiler HD-MEA-Aufnahmen während aller Messungen unter Beachtung ordnungsgemäßer Erdung, gutem Elektrodenkontakt und experimenteller Bedingungen mit geringem Rauschen ist entscheidend.Dieses Protokoll ermöglicht die hochauflösende Messung der Aktivität des Kleinhirnnetzwerks und der Effekte seiner Modulation durch die tiefe Hirnstimulation.

investigating-network-wide-mechanisms-pallidal-deep-brain-stimulation

Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

In diesem Artikel untersuchen wir die Methodik und Erwägungen, die für die Kombination von TMS und fMRT, um die Auswirkungen der Stimulation des Gehirns über die Standard-Netzwerk zu untersuchen.

Die Kombination TMS und fMRT dem Standard-Modus Netzwerk Untersuchen

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TMS: Mit dem Theta-Burst-Protokoll zu Mechasnism der Plastizität in Individuen sich mit Fragile X-Syndrom und Autismus

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Die Neurostar TMS Device: Die Durchführung der FDA genehmigten Protokoll für die Behandlung von Depression

In diesem Artikel beschrieben wir die Chirurgie Verfahren und Handhabung Tipps für die Implantation von ultra-dünnen Polyimid-Basis Mikroelektroden-Array (PBM-array) auf der Maus Schädel für den Erwerb von High-Density-Encephalographie (EEG) in einem Mausmodell.

High-Density-EEG-Aufzeichnungen der sich frei bewegenden Mäusen mit Polyimid-Basis Mikroelektroden

Adult-geboren Neuronen exprimiert ChR2 kann in Scheiben elektrophysiologischen Vorbereitungen manipuliert werden, um ihren Beitrag zur Funktion des olfaktorischen neuronale Schaltkreise zu untersuchen.

Mit Affordable LED Arrays für Photo-Stimulation von Neuronen

Infrarot Nervenstimulation als Alternative, eine elektrische Stimulation in einem Bereich von Nerven-Typen, einschließlich derjenigen mit auditorischen System zugeordnet vorgeschlagen. Dieses Protokoll wird ein Patch-Clamp-Verfahren zur Untersuchung des Mechanismus der Infrarot Nervenstimulation in einer Kultur von primären auditorischen Nervenzellen.

Whole Cell Patch-Clamp für erforschen die Mechanismen der Infrarot Neural Stimulation

Hierin beschreiben wir den Prozess der Ganz-Mount-Immunfärbung von Drosophila-Antennen, der es uns ermöglicht, die molekularen Mechanismen, die an der Diversifizierung von olfaktorischen Rezeptorneuronen (ORN) beteiligt sind, besser zu verstehen.

Ganze Berge Immunmarkierung der olfaktorischen Rezeptorneuronen in der<em&gt; Drosophila</em&gt; Antennen

Dieses Protokoll beschreibt eine Standardmethode für den Nagetieren gleichzeitigen funktionellen Magnetresonanztomographie und der tiefen Hirnstimulation. Die kombinierte Verwendung dieser experimentellen Werkzeuge ermöglicht die Erforschung des globalen abwärts Aktivität in Reaktion auf eine elektrische Stimulation an praktisch jeder Gehirnziel.

Deep Brain Stimulation mit gleichzeitiger fMRT in Nagetiere

Der Mechanismus, der den therapeutischen Effekten der Tiefen Hirnstimulation (DBS) zugrunde liegt, muss untersucht werden. Die in diesem Manuskript vorgestellten Methoden beschreiben einen experimentellen Ansatz zur Untersuchung der zellulären Ereignisse, die durch die THS ausgelöst werden, indem das Genexpressionsprofil von Kandidatengenen analysiert wird, die die Neurogenese nach einer THS-Operation erleichtern können.

Die Analyse der Genexpression Veränderungen im Hippocampus Ratte nach Tiefenhirnstimulation des Anterior Thalamuskern

Ein Verfahren zur Implantation von Elektroden in den subthalamischen Kern (STN) von Ratten wird beschrieben. Eine bessere Lokalisierung des STN wurde durch den Einsatz eines Mikroaufzeichnungssystems erreicht. Des Weiteren wird ein Stimulationsaufbau vorgestellt, der sich durch lang anhaltende Verbindungen zwischen dem Kopf des Tieres und dem Stimulator auszeichnet.

Mikroelektroden-geführte Implantation von Elektroden in den Nucleus subthalamicus des Rats für die Langzeit-Tiefe Hirnstimulation

University Medical Center Rostock.  Hier beschreiben wir ein Protokoll für ex-vivo Hochdichte-Mikroelektroden-Array-Aufnahmen von akuten Kleinhirnschnitten eines dystonen Hamstermodells, das in vivo kontinuierliche pallidale tiefe Gehirnstimulation über 11 Tage erhielt.

Untersuchung der netzwerkweiten Mechanismen der pallidalen Tiefenhirnstimulation mit hochdichten Mikroelektrodenarrays

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