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Dieses Projekt wurde durch die Auszeichnung IOS 22207477 der National Science Foundation an CGE unterstützt, der Investigator des Howard Hughes Medical Institute ist. Wir anerkennen, dass Carausius morosus vermutlich aus Tamil Nadu in Indien stammt und dass Laborzuchten dieser Art außerhalb Indiens seit mindestens 1908 gepflegt werden. Wir danken Stanislav Gorb und Thies Büscher (Universität Kiel) herzlich dafür, dass sie die ursprüngliche Gruppe erwachsener Tiere bereitgestellt haben, die zur Einrichtung unserer Zucht verwendet wurde, sowie allen Mitgliedern des Extavour-Labors für ihre Unterstützung, einschließlich des ehemaligen Labormitarbeiters Dr. Upendra Bhattarai (aktuelle Zugehörigkeit: Brown University), der die erste Kolonie eingerichtet hat.

1. Environmental rearing conditions
<ol>
	<li>Maintain the laboratory culture in a climate-controlled room or incubator with environmental settings as follows: 23 &#176;C, relative humidity 70%, light-dark photoperiod of 12:12 h. 
	NOTE: Under these conditions, C. morosus eggs are expected to hatch approximately 74-80 days after being laid.</li>
</ol>
2. Establishment and maintenance of mesh enclosures 
NOTE: Mesh insect enclosures with fabric mesh ventilation on three sides are recommended for housing C. morosus. An enclosure measuring 61 x 61 x 91.5 cm is suitable for maintaining up to 50 adults or, when establishing a new colony, up to 500 hatchlings.
<ol>
	<li>Select a mesh enclosure of appropriate size. Ensure the container is clean and free of debris before introducing the animals.</li>
	<li>For establishing a new colony using mature adults, place 25&#8211;50 adult females into a clean 61 cm x 61 cm x 91.5 cm mesh enclosure. 
	NOTE: Mesh openings should be in the range of 0.2&#8211;1.0 mm to prevent escape of the small first instar hatchlings.</li>
	<li>For establishing a new colony using hatchlings, transfer up to approximately 500 hatchlings into a clean 61 cm x 61 cm x 91.5 cm mesh enclosure.</li>
</ol>
3. Feeding and maintenance
<ol>
	<li>During cage cleanings, let the insects stay in the enclosure; gently take them off foliage and place them on the bottom of the mesh enclosure while cleaning around them. 
	NOTE: Expect cleaning to take roughly 10&#8211;20 min per cage.</li>
	<li>Provide fresh foliage such as ivy, bramble, or rose once per week. Ensure all plant material is pesticide-free. Wash foliage with tap water prior to addition to cages to remove surface debris and contaminants.</li>
	<li>Trim stems to fit vessels (small jars or bottles) filled with tap water to maintain leaf hydration. Place the prepared foliage inside the enclosure, making sure leaves are elevated and accessible to the insects. Carefully close the enclosure after placement.</li>
	<li>During weekly cage cleanings, remove wilted or dried foliage and any accumulated excrement from the bottom of the enclosure. 
	NOTE: Replace foliage when leaves show signs of dehydration, such as dryness, brittleness, wilting, or discoloration. Maintaining a clean environment is essential for colony health and well-being.</li>
	<li>Lightly mist each enclosure daily with 1&#8211;2 sprays of tap water from a 250 mL spray bottle to ensure proper hydration. 
	NOTE: This is especially crucial on&#160;the first day post-hatching. Reduce density if rapid food depletion occurs.</li>
</ol>
4. Collection and maintenance of Carausius morosus hatchlings
NOTE: In this study, we use &#8220;hatchling&#8221; to refer to individuals immediately after emerging from the egg (first instar), while &#8220;nymph&#8221; refers&#160;to&#160;juvenile stages following postembryonic molts.
<ol>
	<li>Gather 6 cm Petri dishes with newly emerged hatchlings.</li>
	<li>Using blunt plastic forceps, gently transfer no more than 500 hatchlings into a clean 61 cm x 61 cm x 91.5 cm mesh enclosure. 
	NOTE: Collect only fully emerged, stretched out nymphs that have completed exoskeleton expansion. Disturbing the nymphs before they have fully emerged from the egg may impair body extension and lead to premature death. For similar reasons, try to minimize direct handling of nymphs following transfer to the mesh enclosure.</li>
	<li>Provide fresh foliage as described in section 3.</li>
	<li>Label new colony enclosures with the following information: egg batch collection date(s), date of hatching or range of hatching dates, and number of hatchlings added. 
	NOTE: This tracks enclosure age and predicts the start of reproductive maturity.</li>
	<li>Lightly mist each enclosure immediately after hatchling transfer, and daily thereafter, with 1&#8211;2 sprays of tap water from a 250 mL spray bottle to ensure proper hydration. 
	NOTE: This is especially crucial on the first day post-hatching. Hatchlings may remain in the same enclosure throughout development until adulthood. Under the laboratory conditions described in section 1, approximately 13% of hatchlings survive to adulthood in 4&#8211;5 months (Table 1).</li>
	<li>Remove any dead or damaged hatchlings during weekly cage cleaning to prevent contamination.</li>
</ol>
5. Collection and maintenance of C. morosus eggs 
<ol>
	<li>Open an enclosure containing adult females.</li>
	<li>Using a gloved hand, gently sweep the substrates on the bottom of the cage, which contain both eggs and fecal matter, towards the front opening.</li>
	<li>Carefully transfer the material using a gloved hand to a 15 cm Petri dish for egg retrieval.</li>
</ol>
6. Termination of insects and disposal of enclosure waste
NOTE: When C. morosus are no longer needed for experiments, have died, or eggs are not required:
<ol>
	<li>Euthanasia/Disposal of insects: Transfer live or dead insects no longer needed for culture or experiments into an autoclavable waste bag, and store in a -20 &#176;C freezer for at least 72 h.</li>
	<li>Egg destruction: To prevent overpopulation, remove any eggs&#160;not used for experiments from cages or Petri dishes, place them in an autoclavable waste bag, and store at -20 &#176;C for at least 72 h.</li>
	<li>Waste handling: Place any contaminated waste from enclosures or materials used for egg or insect collection in an autoclavable waste bag, and store at -20 &#176;C for at least 72 h.</li>
	<li>After freezing materials, transfer the autoclavable waste bag to a biohazard bin for proper disposal. 
	NOTE: As C. morosus is an invasive species outside of India, it is crucial that all materials are properly disposed of as described above to prevent accidental release into the environment.</li>
</ol>
7. Egg retrieval
<ol>
	<li>Using blunt plastic forceps, carefully pick up each egg and place it into a clean 6 cm Petri dish. 
	NOTE: Mature eggs are protected by a hardened exochorion and are dark brown, resembling plant seeds. Using a white background can help differentiate droppings from eggs when sorting.</li>
	<li>Label the dish with the date and time of collection for tracking purposes. Keep the lid off during incubation to allow ventilation. 
	NOTE: A 6 cm Petri dish is sufficient for storing up to 200 eggs.</li>
	<li>Approximately 1 week before the expected hatching window (74&#8211;80 days after egg laying; Kovacikova &#38; Extavour, unpublished data), replace the Petri dish cover.</li>
	<li>Begin daily monitoring of egg containers before the expected hatching date to observe emerging hatchlings.</li>
</ol>
8. Life expectancy 
<ol>
	<li>After hatching, monitor individuals as they undergo five to six molts before reaching reproductive maturity, which under the laboratory conditions described in Section 1, happens on average 139 days after hatching (Table 1).</li>
	<li>To follow this protocol, define developmental timing under these culture conditions as follows: embryogenesis duration (egg laying to hatching) is 74&#8211;80 days; time from hatching to sexual maturity (onset of oviposition) is approximately 135 days, corresponding to approximately 200 days from egg laying to sexual maturity, and total lifespan from egg laying to death is approximately 9.5 months.</li>
</ol>

<ol>
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</ol>

Die Autoren erklären, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Die hier beschriebenen Haltungsverfahren bieten einen einfachen, reproduzierbaren Rahmen zur Aufzucht von Laborpopulationen von C. morosus. Obwohl C. morosus bereits seit langem in Laboren oder als Haustier gehalten wird, haben sich die Haltungsprotokolle für Laboruntersuchungen in verschiedenen Studien unterschieden6,9,10,11,12. Die Gewährleistung konsistenter Umweltbedingungen und Fütterungspraktiken ist wichtig, um C. morosus zu einem zuverlässigen Labor-Modellorganismus für entwicklungsgenetische, physiologische und evolutionäre Forschung zu machen.
Entwicklungsdauer von C. morosus im Vergleich zu anderen Modellinsekten
Im Vergleich zu holometabolen Insekten wie der Fruchtfliege Drosophila melanogaster weist C. morosus langsamere Entwicklungsraten und eine verlängerte juvenile Phase auf. Während D. melanogaster die Embryogenese in etwa 24 Stunden abschließt und bei 25 °C innerhalb von 10–12 Tagen die Fortpflanzungsreife erreicht13, benötigt C. morosus unter unseren Zuchtbedingungen 74–80 Tage für die Embryogenese und ungefähr 135–139 Tage nach dem Schlüpfen, um die Fortpflanzungsreife zu erreichen, was insgesamt etwa 200 Tage von der Eiablage bis zur Fortpflanzungsreife bei 23 °C entspricht (Daten nicht gezeigt). Diese verlängerte Zeitspanne spiegelt grundlegende physiologische und evolutionäre Unterschiede zwischen hemimetabolen und holometabolen Insekten wider14,15 und wird immer wieder innerhalb der Phasmatodea beobachtet16,17,18. Obwohl andere hemimetabole Insekten, wie die Grille Gryllus bimaculatus, die Embryogenese und die Geschlechtsreife in kürzerer Zeit erreichen (zehn Tage bzw. sechs Wochen bei 29 °C19), bietet die langsamere Entwicklung von C. morosus eine einzigartige Gelegenheit für reproduzierbare Forschung und detaillierte, longitudinale Untersuchungen der Embryogenese und der juvenilen Entwicklung.
Laubquelle und Fütterungspraktiken
In diesem Protokoll berichten wir, Hedera helix (Efeu) als Hauptnahrungsquelle für unsere C. morosus-Kolonie zu verwenden, wobei das Laub ganzjährig an einem konstanten Standort auf dem Campus gesammelt wurde. Obwohl Efeu nicht für alle Labore zugänglich ist, wurden mehrere alternative Pflanzen als geeignete Nahrungsquellen zur Aufzucht von C. morosus-Kolonien beschrieben, darunter Brombeere (Rubus spp.), Liguster (Ligustrum spp.), Feuerdorn (Pyracantha spp.), Rose (Rosa spp.), Weißdorn (Crataegus monogyna), Eiche (Quercus spp.) und Hasel (Corylus spp.)20. Ein wichtiger Aspekt beim Einsatz von außerhalb gesammeltem Laub ist, dass der Nährstoffgehalt weniger kontrolliert ist als in Laborsystemen, die auf standardisierten Diäten basieren (z. B. Drosophila melanogaster), was zu einer variablen Nährstoffzufuhr führen kann. Um dies einzuschränken, verwendeten wir über alle Jahreszeiten hinweg dieselbe Pflanzenart von derselben Fundstelle und boten das Laub wöchentlich während der routinemäßigen Käfigpflege allen Käfigen an. Die zum Füttern verwendeten Efeuzweige wiesen in der Regel eine Mischung aus jungen und ausgereiften Blättern auf; wir wählten die Zweige nicht nach einem bestimmten Entwicklungsstadium der Blätter aus. Alle Blätter wurden vor dem Einlegen in die Käfige gewaschen. Unser wöchentlicher Erneuerungsplan, bei dem das gesamte Laub entfernt und am selben Tag ersetzt wurde, diente der Konsistenz und der effizienten Bewirtschaftung der Kolonie. Geschnittenes Efeulaub wurde innerhalb der Käfige in wassergefüllten Behältern aufbewahrt, um über die Woche hinweg die Hydratation sicherzustellen. In den meisten Fällen blieben die Blätter die gesamte Woche in gutem Zustand, obwohl gelegentlich Austrocknung oder Abnahme auftreten konnte; in solchen Fällen ersetzten wir das Laub vorzeitig, also früher als nach einer Woche.
Koloniegröße, Überlebensraten und Fortpflanzung der Erwachsenen
Eine sachgemäße Kolonieeinrichtung und eine sorgfältige Kontrolle der Populationsdichte waren entscheidend, um die Bestände gesund zu halten. Die Aufzucht von maximal etwa 500 Nachzuchten oder 50 erwachsenen Tieren pro 61 cm x 61 cm x 91,5 cm großem Terrarium ermöglichte stabile Bedingungen, eine zuverlässige Koloniepflege und reproduzierbare Beobachtungen der Entwicklung.
Vergleich der durchschnittlichen täglichen Mortalität mit der Anzahl der Gründungsindividuen in einem Käfig (Abbildung 4A und Tabelle 1) ergab keinen vorhersagbaren Zusammenhang zwischen diesen beiden Parametern. Ebenso bestand keine starke vorhersagende Beziehung zwischen der Gesamtzahl der Gründungsindividuen und der Gesamteierproduktion (Abbildung 4B, Tabelle 1und Tabelle 2). Stattdessen wiesen Käfige mit geringerer durchschnittlicher täglicher Erwachsenenmortalität eine leichte Tendenz zu höherer durchschnittlicher täglicher Eiablage auf (Abbildung 4C). Allerdings deuten Unterschiede zwischen den Käfigen darauf hin, dass die Eiproduktion zwischen den erwachsenen Tieren variierte (Tabelle 1 und Tabelle 2), was darauf hindeuten könnte, dass Faktoren jenseits der Überlebensfähigkeit im Erwachsenenalter zur Fruchtbarkeitsmuster beitragen, und dass sich individuelle Weibchen auch dar darin unterscheiden können, wie viele Eier sie jeden Tag ablegen.
Die Eiproduktion in allen überwachten Käfigen nahm im Verlauf des Experiments generell ab (Abbildung 2). Die meisten Käfige wiesen die höchsten täglichen Eiablage-Raten zu Beginn der Fortpflanzungsphase (erste 50 Tage) auf, danach ging die Produktion allmählich zurück (Abbildung 2). Dieses Muster stimmt mit unserer Beobachtung überein, dass Individuen typischerweise etwa 135 Tage nach der Schlüpfung die Geschlechtsreife erreichen und mit der Eiablage beginnen und dass die Mortalität ungefähr 90 Tage später einsetzt (~225 Tage nach der Schlüpfung; Daten nicht gezeigt).
Zeitliche Abfolge und Dynamik des Schlüpfens
Bei den überwachten Ei-Partien erfolgte das Schlüpfen überwiegend innerhalb eines konstanten Zeitraums von 12 Tagen nach Beginn der Schlupfphase (Abbildung 3D). Ebenso bestand keine Korrelation zwischen der Partiengröße und dem Zeitpunkt des Erreichens von 90 % Schlupfquote (Abbildung 3A), und die meisten Partien erreichten 90 % Schlupfquote zwischen Tag 10 und 14 nach dem ersten geschlüpften Jungtier (Abbildung 3B). Diese vorhersehbare Schlupfphase ist eine nützliche Eigenschaft im Management von C. morosus-Kolonien, da sie es ermöglicht, die geschlüpften Tiere in altersähnliche Kohorten einzuteilen, wodurch die Entwicklungsklassifizierung verbessert und die experimentelle Variabilität verringert wird. Die Kenntnis darüber, wann ein massenhafter Schlupf stattfinden wird, erlaubt zudem eine bessere Planung des Wechsels der Behausungen und der Ressourcenverteilung, einschließlich der rechtzeitigen Vorbereitung von Behausungen, Futterpflanzen und Materialien zur Verfolgung, was besonders bei großangelegten oder langfristigen Studien wichtig ist. Obwohl sowohl sexuell fortpflanzende als auch parthenogenetische Phasmatodea-Arten untersucht wurden, ist uns keine Evidenz bekannt, dass der Fortpflanzungsmodus allein Unterschiede in der Embryogenese-Dauer verursacht. Stattdessen wurde berichtet, dass die Entwicklung variabel ist und artspezifisch sowie durch Umweltbedingungen beeinflusst wird2.
Behandlung von Eiern und Überlegungen zum Substrat
Unsere Methode zum Umgang mit Eiern beinhaltet das Sammeln der Eier direkt vom Boden des Terrariums und die Inkubation in belüfteten Petrischalen. Dieser Ansatz ermöglicht eine einfache Beobachtung der Eier, im Gegensatz zu Grillensystemen, bei denen Eier in Substraten wie Kokosfasern oder Watte dochtartig gesammelt werden21. Die harte Exochorionhülle der C. morosus-Eier bietet Schutz während der Handhabung sowie vor Austrocknung und ermöglicht eine sichere Inkubation in Petrischalen ohne zusätzliches Substrat unter unseren Kulturbedingungen. Insgesamt bieten diese standardisierten Verfahren einen strukturierten Ansatz zur Aufzucht gesunder C. morosus-Populationen für reproduzierbare entwicklungsgenetische, verhaltensbiologische, genetische oder physiologische Untersuchungen. Konsistente Umweltbedingungen (23 °C, 70 % Luftfeuchtigkeit, 12:12-Stunden-Licht-Dunkel-Zyklus), regelmäßige Pflege der Terrarien und vorhersehbare Entwicklungszeiträume machen C. morosus zu einem leicht handhabbaren und kostengünstigen Modellsystem. Im Gegensatz zu einigen Grillensystemen, bei denen Überbevölkerung, Kannibalismus oder hohe Pathogenlast Kolonien schnell destabilisieren können22, sind C. morosus-Kolonien einfach zu pflegen und daher besonders gut für großangelegte Experimente sowie für Studien über mehrere Generationen hinweg geeignet. Da C. morosus zunehmend als Modellart für hemimetabole Entwicklung anerkannt wird, sollten standardisierte Methoden die Reproduzierbarkeit und Vergleichbarkeit von Studien in verschiedenen Bereichen der Insektenbiologie fördern.
Überleben von der Schlupfphase bis zum Erwachsenenstadium
Die Überlebensrate von Schlüpflingen bis zum Erwachsenenstadium in unserer Studie (~13 %) ist deutlich niedriger als die in einer anderen quantitativen Studie berichtete Überlebensrate von C. morosus-Nymphen unter kontrollierten Laborbedingungen, bei der 68 % der Individuen bei kalorischer Restriktion bis zum Erwachsenenstadium überlebten und bis zu 87 % bei ad libitum-Fütterung23. Wir vermuten, dass die in unserer Kolonie beobachtete niedrigere Überlebensrate (~13 %) im Vergleich zu der früheren Studie auf Unterschiede in der Haltung der Tiere zurückzuführen ist, die wiederum den unterschiedlichen Zielsetzungen unserer Kultur und der vorherigen Studie entsprechen. Unser Protokoll wurde darauf ausgelegt, große, kontinuierlich reproduzierende Kolonien aufrechtzuerhalten, anstatt das Überleben einzelner Gruppen zu maximieren. Daher hielten wir die Tiere in relativ hohen Dichten, im Gegensatz zu der früheren Studie, die Tiere von der Eiablage bis zum Erwachsenenstadium einzeln in separaten Käfigen aufzog23. Wir vermuten, dass die hier beschriebene Hochdichtekultur im Vergleich zur Einzelhaltung die Mortalität erhöhen könnte, insbesondere in den frühen Nymphenstadien, in denen die Individuen möglicherweise empfindlicher gegenüber Überbesetzung oder Konkurrenz sind. In unseren größeren Käfigen könnte zudem eine Variation in der Pflanzenqualität eine Rolle gespielt haben, im Vergleich zu der Einzelzucht, bei der den Individuen kontrolliert große, aus Blättern geschnittene Pflanzenscheiben verfüttert wurden23. Trotz der vergleichsweise niedrigeren Überlebensrate produzierte unsere Kolonie jedoch kontinuierlich große Mengen an Eiern und blieb über die Zeit stabil (Abbildung 1, Abbildung 3, Tabelle 1 und Tabelle 2). Dies legt nahe, dass der hier beschriebene Ansatz effektiv ist, um eine langfristige Laborzucht aufrechtzuerhalten.
Faktoren, die das Überleben beeinflussen, und protokollbedingte Einschränkungen
Mehrere Faktoren in diesem Protokoll beeinflussen wahrscheinlich das Überleben und sollten sorgfältig kontrolliert werden. Die Populationsdichte ist ein wichtiger Parameter, da Überbevölkerung das Überleben verringern kann, insbesondere in frühen Larvenstadien. Ein weiterer Parameter, der das Überleben beeinflusst, ist eine ausreichende Hydratation, besonders in frühen Larvenstadien. Alle im Protokoll beschriebenen Verfahren und Zeitpunkte basieren auf den spezifischen Umweltbedingungen, die in dieser Studie verwendet wurden. Änderungen in Luftfeuchtigkeit, Temperatur, Luftstrom oder Pflanzenart können jedoch die Häufigkeit des Besprühen mit Wasser, wie oft das Futterpflanzenmaterial erneuert werden muss, die Schlupfzeit der Eier und das Gesamtüberleben beeinflussen. Beispielsweise kann unter trockeneren Kulturbedingungen eine häufigere Besprühung mit Wasser und ein häufigerer Pflanzenwechsel erforderlich sein, um die Hydratation aufrechtzuerhalten. Unterschiedliche Pflanzenarten können ebenfalls die Nahrungsaufnahme und Entwicklung beeinflussen. Diese Faktoren sollten je nach Aufzuchtbedingungen und experimentellen Zielen angepasst werden. Bei Anwendungen, die eine hohe Überlebensrate von Jungtieren, individuelle Nachverfolgung oder Verhaltensanalysen erfordern, sind niedrigere Startdichten möglicherweise vorzuziehen.

Da das Interesse an alternativen, nicht-mammalen Modellsystemen wächst, bieten Insekten die Möglichkeit, eine breite biologische Vielfalt zu erforschen, gleichzeitig kostengünstigere Forschungsmodelle bereitzustellen, eine einfachere Pflege zu erfordern und weniger regulatorische Hürden als Säugetiermodelle aufzuweisen1. Aufstrebende Insekten-Modellsysteme ermöglichen die Untersuchung einzigartiger biologischer Phänomene, beispielsweise der Parthenogenese bei Stabschrecken wie Carausius morosus (Sinéty, 1901)2. Während die Fruchtfliege Drosophila melanogaster seit Anfang des 20. Jahrhunderts unser Verständnis von Entwicklungs- und Genprozessen geprägt hat3, eröffnen andere Insekten-Modellsysteme wie C. morosus nicht nur in der Entwicklungsbiologie, sondern auch bei der Erforschung von motorischer Kontrolle, Fortbewegung und neurohormonell regulierten Systemen einzigartige Möglichkeiten4.
Darüber hinaus sind innerhalb des Fachgebiets der evolutionären Entwicklungsbiologie hemimetabole (direkt entwickelnde) Insekten unterrepräsentiert, wobei das holometabole (indirekt entwickelnde oder eine Metamorphose durchlaufende) D. melanogaster das am besten untersuchte Modellinsekt darstellt. Die Untersuchung direkt entwickelnder Insektenarten wie C. morosus, das mehrere nymphale Entwicklungsstadien durchläuft, bevor es die sexuelle Reife erreicht5, ermöglicht es uns, wichtige phylogenetische Lücken in der Forschung zur evolutionären Entwicklungsbiologie zu schließen. Dies erlaubt den Vergleich zwischen hemimetabolen und holometabolen Insekten, die sich früh in der Insekten-Evolution voneinander trennten, aber in gegenwärtigen Labor-Modellsystemen nicht gleichmäßig vertreten sind. Die breitere Anwendung von C. morosus als Labororganismus war bisher durch inkonsistente und nicht reproduzierbare Haltungsbedingungen sowie durch fehlende klare Referenzwerte für Entwicklung und Überleben eingeschränkt. Hier stellen wir ein Schritt-für-Schritt-Protokoll mit definierten Kulturbedingungen und erwarteten Ergebnissen vor, das in verschiedenen Laboren angewendet werden kann und vielfältige Anwendungen unterstützt, darunter die Verfolgung der Embryogenese, die longitudinale Beobachtung der Entwicklung sowie Experimente zur Fortpflanzungsleistung.
C. morosus lassen sich in Gefangenschaft leicht aufziehen, was sie besonders gut für Laborforschung und Lehrzwecke geeignet macht. Ihre Fähigkeit, sich parthenogenetisch zu vermehren6, macht komplexe Zuchtanlagen überflüssig, verringert den Pflegeaufwand und vereinfacht das Management von Populationen. Obwohl eine erfolgreiche Aufzucht von kontrollierten Umweltbedingungen profitiert, bleibt die Haltung im Vergleich zu vielen anderen Labormodellen unkompliziert und kostengünstig. C. morosus nimmt Nahrung bereitwillig von gänglichem Pflanzenmaterial wie Efeu (Hedera helix), Brombeere (Rubus fruticosus) oder Rosenblättern (Rosa spp.) auf. Weitere Vorteile dieses Modells sind Autotomie, die Fähigkeit, Beine zu regenerieren7, eine große Körperform und die Fähigkeit, eine Vielzahl von Wirtspflanzen zu verwerten. Allerdings weist diese Art auch Einschränkungen auf, darunter die fehlende öffentlich zugängliche Genomsequenz, eine vergleichsweise lange Entwicklungsdauer sowie eine harte embryonale Exochorion, die Injektionen erschweren kann8. Trotz dieser Nachteile bietet C. morosus ein praktisches und effektives Modell für Forschungs- und Lehranwendungen.
Standardisierte Aufzuchtprotokolle für C. morosus sind entscheidend, um in Forschungsstudien konsistente und reproduzierbare Ergebnisse zu erzielen. Obwohl mehrere Laborstudien zu C. morosus in der Literatur beschrieben wurden6,9,10,11,12, sind nach unserem Wissen bislang keine detaillierten Protokolle zur Laboraufzucht von C. morosus veröffentlicht worden. In dieser Studie haben wir erfolgreich einen umfassenden Satz standardisierter Protokolle für C. morosus-Laborzuchten etabliert, einschließlich der Aufzucht von Eiern, Nymphen und reproduktionsfähigen adulten Tieren. Mit diesen Methoden möchten wir dieses Insekt für die breitere biologische Forschungsgemeinschaft zugänglicher machen.

<table><tbody><tr><td>Autoklavierbare Polypropylenbeutel, 30,5 cm &amp;times; 61 cm</td><td>VWR</td><td>95042-554</td><td>Zur Entsorgung von Insekten, Eiern und Abfällen aus der Haltung</td></tr><tr><td>Bioabfallbehälter</td><td>N/V</td><td>N/V</td><td>Zur Entsorgung nach dem Einfrieren</td></tr><tr><td>Stumpfe Kunststoffpinzette</td><td>Amazon</td><td>B07YZ5FB27</td><td>Zum Sammeln und Handhaben von Eiern und Jungtieren</td></tr><tr><td>Klimakontrollierter Raum oder Inkubator</td><td>N/V</td><td>N/V</td><td>Zur Aufrechterhaltung von 23 &amp;deg;C, 70 % Luftfeuchtigkeit und einem 12:12-Stunden-Licht-Dunkel-Photoperiode</td></tr><tr><td>Einweghandschuhe</td><td>N/V</td><td>N/V</td><td>Für das Sammeln von Eiern und das Handhaben von Abfällen</td></tr><tr><td>Einweg-Petri-Schalen, 150 &amp;times; 15 mm</td><td>VWR</td><td>25384-326</td><td>Für die Eiersammlung</td></tr><tr><td>Einweg-Petri-Schalen, 60 &amp;times; 15 mm</td><td>VWR</td><td>25384-092</td><td>Für die Ei-Inkubation</td></tr><tr><td>Frisches Laub (Efeu, Brombeere oder Rosenblätter)</td><td>N/V</td><td>N/V</td><td>Pestizidfreie Nahrungsquelle</td></tr><tr><td>Gefrierschrank, -20 &amp;deg;C</td><td>N/V</td><td>N/V</td><td>Für die Euthanasie/Entsorgung sowie zum Einfrieren von Eiern oder Abfällen vor der Entsorgung</td></tr><tr><td>Netz-Insektengehege</td><td>Amazon</td><td>B09GS2CH1G</td><td>Zur Unterbringung von Insekten</td></tr><tr><td>Sprühflasche, 250 mL</td><td>Amazon</td><td>B000H88PCU</td><td>Zum Besprühen der Netzgehege</td></tr><tr><td>Hoher Glasbehälter, 18&amp;ndash;23 cm Höhe</td><td>N/V</td><td>N/V</td><td>Zum Halten von Wasser und Pflanzenstielen</td></tr><tr><td>Leitungswasser</td><td>N/V</td><td>N/V</td><td>Für das Besprühen und zur Aufrechterhaltung der Feuchtigkeit der Pflanzen</td></tr><tr><td>Weißer Sortieruntergrund oder -behälter</td><td>N/V</td><td>N/V</td><td>Zur Unterscheidung von Eiern und Ausscheidungen beim Sortieren</td></tr></tbody></table>

ein standardisiertes protokoll zur zucht von carausius morosus (phasmatodea, insecta) unter laborbedingungen

A Standardized Protocol for Rearing Carausius morosus (Phasmatodea, Insecta) in Laboratory Settings

Carausius morosus, die indische Stabhecke, ist ein schlanker, zweigähnlicher Insekt, das in Indien endemisch ist. Obwohl diese Art durch Haltung weltweit verbreitet wurde und häufig in Laboren eingesetzt oder als Haustier gehalten wird, fehlen standardisierte Laborprotokolle für die Tierhaltung. Hier berichten wir detaillierte Kultivierungsbedingungen im Labor für C. morosus. Wir führen Bestände bei 23 &#176;C, 70 % relative Luftfeuchte und einem 12:12 h Licht-Dunkel-Photoperiodus. Diese Kultur wurde unter diesen Bedingungen erfolgreich über zwei Jahre lang aufrechterhalten, wobei standardisierte Protokolle für Ernährung und Käfigeinrichtung etabliert sind. Wir beschreiben zudem Methoden zur Ei- und Nachzuchtpflege, um laufende Experimente mit C. morosusUnter unseren Kulturbedingungen schlüpften 105 überwachte Gelege, die innerhalb desselben 24-Stunden-Zeitraums abgelegt wurden, innerhalb eines konstanten Zeitraums von 12 Tagen, und 13,9 % der geschlüpften Jungtiere erreichten erfolgreich das Erwachsenenstadium. Diese standardisierten Methoden verbessern die Reproduzierbarkeit und Zugänglichkeit und ermöglichen die breitere Verwendung von C. morosus als Labormodellsystem für eine Vielzahl von Studien, einschließlich der Analyse von Entwicklung, Verhalten und Physiologie.

Wir sammelten Daten, die die erfolgreiche Laborzucht von C. morosus von Eiern bis zu geschlechtsreifen Erwachsenen zwischen September 2024 und November 2025 dokumentieren. Während dieses 14-monatigen Zeitraums richteten wir fünf Käfige ein, die wir etablierten, pflegten und überwachten, um eines oder mehrere der folgenden Parameter zu erfassen: Sterblichkeit der Erwachsenen, abgelegte Eier, Zeitpunkt des Ei-Ausschlüpfens und Überleben der Jungtiere bis zum Erwachsenenalter. Unsere Methode ermöglicht die langfristige Koloniepflege ohne offensichtliche Anzeichen krankheitsbedingter Erkrankungen oder reproduktiver Einbußen, die jeweils suboptimale Ergebnisse darstellen würden. Über einen Zeitraum von mehr als zwei Jahren kontinuierlicher Kultur hinweg beobachteten wir keine offensichtlichen, pathogenbedingten Massentodesfälle, und die Produktion von Eiern sowie Jungtieren blieb über mehrere Generationen hinweg stabil.
Die in Abbildung 1 und Abbildung 2 gezeigten Daten zeigen Beobachtungen aus den fünf überwachten Käfigen vom Aufbau bis zur Erwachsenenphase der Schlüpflinge, einschließlich der gelegten Eier und der Erwachsenensterblichkeit für jeden Käfig. Nachdem die ursprünglichen Individuen in jedem Käfig die Geschlechtsreife erreicht und mit der Eiablage begonnen hatten, erfassten wir die Anzahl der erwachsenen Tiere in jedem Käfig, um die Startpopulation zu Beginn der Eiablage festzulegen. Die Anzahl der erwachsenen Tiere in jedem Käfig über die Zeit ist in Abbildung 1 und Tabelle 1 dargestellt. Wir interpretieren den stetigen Rückgang der Überlebensrate als altersbedingte Mortalität.
Wir überwachten parallel die Eiablage in denselben fünf Käfigen, in denen auch die Überlebensrate der erwachsenen Tiere beobachtet wurde (Abbildung 1 und Abbildung 2). Die tägliche Anzahl an Eiern pro Käfig war während der ersten 30–50 Tage der Eiablage am höchsten und nahm danach allmählich ab. Obwohl die Gesamtanzahl der gelegten Eier zwischen den Käfigen variierte (Tabelle 2), war dieses allgemeine Muster in allen fünf unabhängigen Käfigen konsistent. Wir untersuchten die Schlupfdynamik über einen Zeitraum von 50 Tagen für insgesamt 105 Eiablagen, wobei jede Eiablage eine Gruppe von Eiern bezeichnet, die innerhalb eines Zeitraums von 24 Stunden im selben Käfig abgelegt wurden. Für die Analysen zur Gelegegröße, die in Abbildung 3 dargestellt sind, wurden 75 Gelege in die Kategorien klein, mittel und groß eingeteilt. Wir fanden heraus, dass nach dem Schlupf des ersten Eis einer Gelegegruppe die Schwellenmarke von 90 % Schlupfabschluss innerhalb von 12 Tagen erreicht wurde (Abbildung 3D), unabhängig von der Gelegegröße (Abbildung 3B). Unter Verwendung des Begriffs „Schlupfabschluss“ zur Beschreibung des Anteils der Eier in einer Gelegegruppe, die zu einem bestimmten Zeitpunkt nach dem Schlupf des ersten Jungtiers geschlüpft sind, stellen wir fest, dass die Verteilung der Eigelege nach dem Tag des 90 %igen Schlupfabschlusses darauf hinweist, dass die meisten Gelege diesen Schwellenwert zwischen den Schlupftagen 10 und 14 (Abbildung 3C) nach dem Schlupf des ersten Jungtiers erreichten.
<img alt="Abbildung 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/71225/71225fig2.jpg" /> 
Abbildung 1. Dynamik der Erwachsenensterblichkeit. Überlebensverläufe in fünf unabhängigen C. morosus-Versuchskäfigen im Zeitverlauf. Die prozentuale Überlebensrate ist für die Individuen in jedem beobachteten Käfig über die Zeit aufgetragen. Siehe Zusammenfassung der Kenngrößen in Tabelle 1. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/71225/71225fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.</a>
<img alt="Abbildung 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/71225/71225fig3.jpg" /> 
Abbildung 2. Dynamik der Eiablage Die Anzahl der Eier, die aus denselben fünf Käfigen gesammelt wurden, die überwacht wurden in Abbildung 1. Die Käfige 1 bis 5 wurden jeweils 47, 58, 106, 129 und 132 Tage lang täglich überwacht. Das Diagramm zeigt Daten der ersten 126 Tage der Eiablage. Siehe Zusammenfassung der Kenngrößen in Tabelle 2. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/71225/71225fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Abbildung 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/71225/71225fig1.jpg" /> 
Abbildung 3. Schlupfdynamik. (A) Beziehung zwischen der Gesamtanzahl der Eier pro Charge und der Anzahl der Tage, die benötigt wurden, um eine Schlupfquote von 90 % zu erreichen. (B) Verteilung der Eierchargen nach dem Tag, an dem sie eine Schlupfquote von 90 % erreichten, innerhalb der Schlupftage 7–20. (C) Verteilung der Schlupfrate pro Charge über kleine, mittlere und große Eierchargen hinweg. n = 25 Chargen pro Größenkategorie. (D) Schlupfverläufe über einen Sammelzeitraum von 70 Tagen für die 75 Eierchargen, die in der Größenanalyse verwendet wurden. Insgesamt wurden 105 Eierchargen beobachtet; für die hier gezeigten Analysen wurden 75 Chargen anhand von Drittelschnittwerten nach der Gesamtanzahl der Eier gruppiert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/71225/71225fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.</a>
<img alt="Abbildung 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/71225/71225fig4.jpg" /> 
Abbildung 4. Beziehungen zwischen der Anzahl erwachsener Tiere, der Sterblichkeit erwachsener Tiere und der Eiproduktion pro Käfig. (A) Es besteht kein signifikanter Zusammenhang (R2 = 0,025) zwischen der durchschnittlichen täglichen Sterblichkeit erwachsener Tiere und der Anzahl der ursprünglich eingesetzten erwachsenen Tiere in einem Käfig. (B) Es besteht kein signifikanter Zusammenhang (R2 = 0,017) zwischen der Gesamteiproduktion und der Anzahl der ursprünglich eingesetzten erwachsenen Tiere in einem Käfig. (C) Es besteht eine moderate negative Korrelation (R2 = 0,411) zwischen der durchschnittlichen täglichen Eiproduktion und der durchschnittlichen täglichen Sterblichkeit erwachsener Tiere. Durchschnittliche tägliche Sterblichkeit erwachsener Tiere = (% Gesamtsterblichkeit) / (Gesamtanzahl überwachter Tage). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/71225/71225fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Käfig Nr.</td>
			<td>alte Käfignummer</td>
			<td>Erster Tag, an dem 
			Jungtiere dem Stammkäfig hinzugefügt wurden</td>
			<td>Letzter Tag, an dem 
			Jungtiere dem Stammkäfig hinzugefügt wurden</td>
			<td>Anzahl der dem Käfig 
			hinzugefügten Jungtiere</td>
			<td>Zeitraum in Tagen, in dem 
			Jungtiere hinzugefügt wurden</td>
			<td>Durchschnittliche Zeit zwischen Käfigbeginn und Adultanzählung</td>
			<td>Erster Tag der Adultzählung</td>
			<td>Erster Tag, an dem Adults mit der Eiablage begannen</td>
			<td>Verstrichene Zeit zwischen Schlüpfen und Erwachsenenalter</td>
			<td>Verstrichene Zeit zwischen Schlüpfen und Eiablage</td>
			<td>Anfangsanzahl an Adults</td>
			<td>Überlebensrate der Jungtiere bis zum 
			Erwachsenenalter</td>
			<td>Letzter Tag der Adultzählung</td>
			<td>Endanzahl an Adults</td>
			<td>Zeitraum, über den die Anzahl der Adults überwacht wurde&#160; [Tage]</td>
			<td>Durchschnittliche Adultsterblichkeit während der Überwachung [%]</td>
			<td>Durchschnittliche tägliche Adultsterblichkeit [%]</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1</td>
			<td>7</td>
			<td>12/7/ 
			2024</td>
			<td>12/21/ 
			2024</td>
			<td>ND</td>
			<td>14,00</td>
			<td>166,00</td>
			<td>5/29/ 
			2025</td>
			<td>5/29/ 
			2025</td>
			<td>173,00</td>
			<td>173,00</td>
			<td>61,00</td>
			<td>ND</td>
			<td>10/9/ 
			2025</td>
			<td>9,00</td>
			<td>133,00</td>
			<td>85,25%</td>
			<td>0,64%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2</td>
			<td>8</td>
			<td>2/10/ 
			2025</td>
			<td>3/9/ 
			2025</td>
			<td>ND</td>
			<td>27,00</td>
			<td>130,00</td>
			<td>7/17 
			/2025</td>
			<td>7/17/ 
			2025</td>
			<td>157,00</td>
			<td>157,00</td>
			<td>42,00</td>
			<td>ND</td>
			<td>11/5/ 
			2025</td>
			<td>12,00</td>
			<td>111,00</td>
			<td>71,43%</td>
			<td>0,64%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3</td>
			<td>9</td>
			<td>4/5/ 
			2025</td>
			<td>4/12/ 
			2025</td>
			<td>ND</td>
			<td>7,00</td>
			<td>110,00</td>
			<td>7/17/ 
			2025</td>
			<td>7/27/ 
			2025</td>
			<td>103,00</td>
			<td>113,00</td>
			<td>45,00</td>
			<td>ND</td>
			<td>11/5/ 
			2025</td>
			<td>36,00</td>
			<td>111,00</td>
			<td>20,00%</td>
			<td>0,18%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4</td>
			<td>10</td>
			<td>5/8/ 
			2025</td>
			<td>5/22/ 
			2025</td>
			<td>350</td>
			<td>14,00</td>
			<td>121,00</td>
			<td>9/4/ 
			2025</td>
			<td>9/13/2 
			025</td>
			<td>119,00</td>
			<td>128,00</td>
			<td>36,00</td>
			<td>10,29%</td>
			<td>11/5/ 
			2025</td>
			<td>24,00</td>
			<td>62,00</td>
			<td>33,33%</td>
			<td>0,54%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5</td>
			<td>11</td>
			<td>5/23/ 
			2025</td>
			<td>6/6/ 
			2025</td>
			<td>536</td>
			<td>14,00</td>
			<td>117,00</td>
			<td>9/4/ 
			2025</td>
			<td>9/24/ 
			2025</td>
			<td>104,00</td>
			<td>124,00</td>
			<td>86,00</td>
			<td>16,04%</td>
			<td>11/5/ 
			2025</td>
			<td>66,00</td>
			<td>62,00</td>
			<td>23,26%</td>
			<td>0,38%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mittelwerte</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>15,20</td>
			<td>128,80</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>131,20</td>
			<td>139,00</td>
			<td>54,00</td>
			<td>13,17%</td>
			<td></td>
			<td>29,40</td>
			<td>95,80</td>
			<td>46,65%</td>
			<td>0,48%</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabelle 1: Überleben und Sterblichkeitsdynamik von erwachsenen Tieren in den experimentellen Käfigen. Ergebnisse zum Überleben erwachsener Tiere in fünf replizierten experimentellen Käfigen. Für jeden Käfig werden der Zeitraum der Käfigeinrichtung, die Anzahl der zur Einrichtung jedes Käfigs verwendeten Schlüpflinge (für 2 der 5 Käfige), das Überleben der Schlüpflinge bis zum Erwachsenenstadium (für 2 der 5 Käfige), der Zeitraum zwischen Käfigeinrichtung, Beginn der Zählung erwachsener Tiere und Beginn der Eiablage, die Dauer der Überwachung der erwachsenen Tiere, die anfängliche und endgültige Populationsgröße der erwachsenen Tiere, die Sterblichkeit der erwachsenen Tiere während des Überwachungszeitraums sowie die durchschnittliche tägliche Sterblichkeit angegeben. Die Berechnung des Überlebens der Schlüpflinge bis zum Erwachsenenstadium erfolgte nur für Käfige mit bekannter Anfangsanzahl an Schlüpflingen.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Käfig Nr.</td>
			<td>Datum Beginn der Eiersammlung</td>
			<td>Datum Ende der Eiersammlung</td>
			<td>Dauer der Eiersammlung [Tage]</td>
			<td>Gesamtanzahl Eier/Käfig</td>
			<td>Durchschnittliche Anzahl gelegter Eier/Tag</td>
			<td>Anfangsanzahl erwachsener Individuen</td>
			<td>Gesamtanzahl Eier/Anfangsanzahl Erwachsene</td>
			<td>Durchschnittliche Anzahl Eier/Anfangsanzahl Erwachsene/Tag</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1</td>
			<td>29.05.2025</td>
			<td>08.10. 
			2025</td>
			<td>132.00</td>
			<td>6721.00</td>
			<td>50.92</td>
			<td>61.00</td>
			<td>110.18</td>
			<td>0.83</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2</td>
			<td>04.07.2025</td>
			<td>10.11.2025</td>
			<td>129.00</td>
			<td>7333.00</td>
			<td>56.84</td>
			<td>42.00</td>
			<td>174.60</td>
			<td>1.35</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3</td>
			<td>27.07.2025</td>
			<td>10.11.2025</td>
			<td>106.00</td>
			<td>9198.00</td>
			<td>86.77</td>
			<td>45.00</td>
			<td>204.40</td>
			<td>1.93</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4</td>
			<td>13.09.2025</td>
			<td>10.11.2025</td>
			<td>58.00</td>
			<td>2583.00</td>
			<td>44.53</td>
			<td>36.00</td>
			<td>71.75</td>
			<td>1.24</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5</td>
			<td>24.09.2025</td>
			<td>10.11.2025</td>
			<td>47.00</td>
			<td>6104.00</td>
			<td>129.87</td>
			<td>86.00</td>
			<td>70.98</td>
			<td>1.51</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mittelwerte</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>94.40</td>
			<td>6387.80</td>
			<td>73.79</td>
			<td>54.00</td>
			<td>126.38</td>
			<td>1.37</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabelle 2: Eiablageleistung in den experimentellen Käfigen. Eiablageleistung von fünf unabhängigen experimentellen Käfigen mit ausgewachsenen Tieren. Für jeden Käfig werden der Beginn und das Ende der Eiersammlung, die gesamte Dauer der Eiersammlung, die kumulative Eiablage pro Käfig sowie die durchschnittliche Anzahl der pro Tag gelegten Eier angegeben.

Dieser Artikel beschreibt detaillierte Protokolle zur Pflege einer Carausius morosus-Laborkolonie, einschließlich wichtiger Verfahren zur Tierhaltung, Eibehandlung, Aufzucht der Nachkommen, repräsentativer Leistungsmetriken sowie einen Überblick über die Lebensdauer und biologischen Merkmale der Art.

Ein standardisiertes Protokoll zur Zucht von Carausius morosus (Phasmatodea, Insecta) unter Laborbedingungen

*Carausius morosus*, die Indische Stabschrecke, ist ein schlankes, twig-ähnliches Insekt, das in Indien endemisch ist. Obwohl sie durch die Haltung in Gefangenschaft weltweit weit verbreitet ist ...

Carausius morosus, commonly known as the Indian stick insect or the laboratory stick insect, belongs to the order of Phasmatodea. Native to India, this species has been introduced to many regions worldwide and is now a common household pet. Due to their unique physiology and behavior, Carausius morosus is a valuable model organism for studying motor control, locomotion, and neurohormone-regulated systems.Carausius morosus culture stocks consist of parthenogenetic females that reproduce without the need for mating. These nocturnal insects undergo hemimetabolous development and molt five to six times before reaching sexual maturity. Carausius morosus primarily feeds on fresh leaves, with preferred food sources including ivy, blackberry, rose, and other common plants.These insects exhibit a behavior known as crypsis, allowing them to camouflage seamlessly with their surroundings by mimicking twigs when threatened. The laboratory culture should be maintained in a climate-controlled room or incubator with the temperature set to 23 degrees Celsius, the relative humidity to 70%and a photoperiod of 12 hours of light and 12 hours of darkness. Mesh insect enclosures, which are containers of varying sizes with fabric mesh ventilation, are ideal for housing stick insects.These containers offer plenty of space for both animals and their food sources, convenient access to researchers for husbandry tasks, sufficient ventilation for the animals, and are lightweight, portable, and easy to assemble or disassemble as needed. To establish a new colony with adults, place 25 to 50 adults into a clean mesh insect enclosure measuring 61 by 61 by 91.5 centimeters. Provide fresh foliage as described before to ensure proper nutrition.To begin a cage with hatchlings, add no more than 500 individuals to a clean mesh enclosure of the same dimensions along with fresh foliage. Under our laboratory conditions, approximately 13%of hatchlings survive to adulthood, meaning if you start a cage with 500 hatchlings, you should expect around 60 adults in four to five months. Hatchlings can remain in the same enclosure throughout their development until they reach adulthood.Tracking the number of hatchlings placed into the enclosure and recording how many survive to adulthood is essential for monitoring developmental success and overall colony health. Provide fresh foliage, such as ivy, bramble, or rose, once a week, with earlier replacement if leaves dry, wilt, or are depleted. Ensure plant material has not been treated with pesticides or other chemical agents prior to use, as it can be lethal to the animals.Trim the ivy stems to fit a vessel, typically small jars or bottles, to keep the leaves hydrated at the risk of insects drowning. Place the ivy securely inside, and make sure the leaves are elevated and accessible to the stick insects. Then carefully close the mesh enclosure.During weekly cage cleanings, remove any dried or wilting ivy, as dehydrated leaves can pose a hazard to the insects due to indigestion. Be sure to also clear out any accumulated excrement from the bottom of the enclosure. Maintaining a clean environment is essential for the health and well-being of the colony.Oviposition in Carausius proceeds by a release of the eggs from the ovipositor, casually dropping the eggs to the bottom of the cage. The mature eggs are protected by a hardened and brittle eggshell called an exochorion. The dark brown eggs resemble plant seeds.To collect the eggs, gently sweep the mixture of eggs and droppings towards the front of the cage using a gloved hand, and gently transfer them to a 15-centimeter Petri dish for egg retrieval. Using blunt plastic forceps, carefully pick up each egg and place into a new, clean 6-centimeter Petri dish for monitoring of hatching. Remember to label the container with the date and time of egg collection.Maintain the eggs in a well-ventilated container that has a lid to prevent hatchlings from escaping throughout the incubation period. Under these laboratory conditions, you should expect to see eggs begin to hatch between 74 and 80 days after egg-laying. During the incubation period, leave the Petri dish uncovered to ensure proper ventilation.About a week before expected hatching time, which occurs between 74 and 80 days after egg-laying, place the lid back on the dish. This will prevent the hatchlings from escaping once they begin to emerge. Towards the expected time of hatching, start monitoring egg containers daily to watch for hatchlings to emerge.Once eggs begin to hatch, gently transfer hatchlings with plastic forceps to an escape-proof and well-ventilated or mesh insect enclosure containing fresh foliage. Remember to label each cage with the date or range of hatching, the number of hatchlings added, and the egg batch date to track the age of the animals and know when to expect them to become sexually mature. Lightly mist each enclosure daily with one to two sprays of tap water to ensure proper hydration during the early nymph stages.Pause here if you wish to view a daily and weekly summary of animal husbandry. Embryonic development in Carausius morosus takes about 74 to 80 days. After hatching, you should expect individuals to molt five to six times and reach sexual maturity in roughly 135 days, with a total generation time of about nine and a half months.To understand hatching patterns in our culture, we track the number of hatchlings produced each day for groups of eggs laid within a 24-hour period, which we call an egg batch. In total, we analyzed 75 egg batches and divided them into tertiles based on batch size, ranking them from smallest to largest so that the smallest 25 batches were classified as small, the middle 25 batches as medium, and the largest 25 batches as large. To understand the relationship between the total number of eggs per batch and how long it took for 90%of the eggs to hatch, we calculated the collection day at which 90%of the hatchlings from each batch emerged by using the total number of hatchlings produced from each batch and tracking hatching across collection days.This plot shows the number of days it took for 90%of hatchlings to emerge on the x-axis and the total number of eggs per batch on the y-axis, with each dot representing one batch. Our data suggests no strong correlation between batch size and the number of days required to reach 90%hatching. This helps us understand that batch size does not strongly influence hatching time.This plot shows the distribution of the number of days it took each egg batch to reach 90%hatch completion after the onset of hatching. We observed that most egg batches reached 90%completion between seven and 20 days after the first egg hatched, with the majority reaching this point between 11 and 13 days. This suggests that while there is some variability in hatching timing among batches, most reach near-complete hatching with a consistent time window.These data help predict hatching timing in our culture, which is useful for planning egg collections and experiments. To determine whether hatch rate varied across different batch sizes, we calculated what percent of eggs successfully hatched for each batch across small, medium, and large categories. We plotted batch hatch rate for each size, producing a box-whisker plot with each point representing one batch.The X indicates the average, the horizontal line shows the median, the box shows the interquartile range, and the whiskers show the minimum and maximum values. We observed that an average of 48.6%of eggs hatched from the small batches, 38.2%hatched from the medium batches, and 48.3 hatched from the large batches. This is helpful for understanding hatching success to maintain stable cultures.To understand hatching patterns within our culture, we counted the number of hatchlings that emerged daily across 75 egg batches, which are grouped into small, medium, and large egg batch categories. We plotted the number of hatchlings per day on the y-axis over time shown on the x-axis, with day zero being the start of hatching. Each line represents one batch.We observed that all batch sizes followed a similar pattern, with peak hatching taking place in the first 12 days of the onset of hatching and the decline over time. This data is important for predicting hatching times of egg batches. We were interested in understanding adult survival across cages in our laboratory culture.To do this, we tracked adult survival in five separate cages over time. At each time point, we counted how many individuals were still alive in each cage. For each cage, the percentage of surviving individuals was determined relative to the starting population.Survival was plotted as a percent survival on the y-axis over time on the x-axis, with each line representing a cage. We found that in all cages, adult survival gradually declined over time, which we interpret as age-related mortality. Understanding adult survival is crucial in a laboratory population as it provides insight onto factors such as egg production and overall population dynamics.To understand egg production trends in our culture, we counted the number of eggs produced over time in the same five cages in which we had tracked adult mortality. The number of eggs collected at each time point is shown on the y-axis, plotted over time on the x-axis, with each line representing a different cage. Egg production increases early after onset of egg laying in cages and gradually declines over time across all cages, likely reflecting a combination of adult individuals dying, aging, and producing fewer eggs.This is important as it helps our understanding of reproductive output changes over time and how it affects overall lab population trends. In this video, we introduced Carausius morosus care in the lab, including an introduction to the species, best practices for husbandry, egg collection and maintenance, hatchling care, and an overview of their lifespan. We hope this information supports your work with Carausius morosus and contributes to successful research.

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Research

Forschung

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Biologie

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