Name: Quantifizierung von Fluorid in Serum, Knochen und Zähnen in einem Mausmodell mittels Hexamethyldisiloxan-unterstützter Diffusion und ionenselektiver Elektrodenmessungen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2026-08-28T12:50:00.000+00:00
Duration: 6 min 57 s
Description: Lernen Sie die Fluoridquantifizierung in Serum, Knochen und Zähnen von Mäusen mittels HMDS-unterstützter Diffusion und ionenselektiver Elektrodenanalyse. Diese Methode ermöglicht empfindliche Messungen in kleinen biologischen Proben.

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Die in dieser Veröffentlichung beschriebene Forschung wurde von der Japan Society for the Promotion of Science; JSPS Overseas Research Fellowships 202560528 (S.Y.), der Fundação de Amparo a Pesquisa do Estado de São Paulo (FAPESP); 2024/07452-9 (J.S.T.) sowie dem National Institute of Dental and Craniofacial Research der National Institutes of Health; R01DE027648 (M.S.) und K02DE029531 (M.S.) unterstützt.

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Die Autoren geben an, dass kein Interessenkonflikt besteht.

Fluoridkonzentrationen wurden mit einer fluoridselektiven ionenselektiven Elektrode (ISE) gemessen, die ein Lanthanfluorid (LaF₃)&#8323;Kristallmembran38,39. Diese Membran bildet äußerst stabile La–F-Bindungen aus, was zu einer starken Präferenz für Fluoridionen gegenüber anderen Halogeniden führt. Gemäß etablierter elektrochemischer Literatur und den Herstellerangaben weist das LaF&#8323; Die Membran weist sehr niedrige Selektivitätskoeffizienten für Chlorid auf, was darauf hinweist, dass Chloridionen unter den in diesem Protokoll verwendeten Bedingungen keine messbare Interferenz verursachen. Obwohl Chlorid natürlich in Zähnen und Knochen vorkommt, beeinflusst seine Aktivität das Elektrodenpotential nicht, und das aufgezeichnete Signal spiegelt spezifisch die Fluoridaktivität wider. Die Nachweisgrenze von 0,02 ppm entspricht der vom Hersteller validierten minimalen quantifizierbaren Konzentration für die Orion-Fluorid-selektive Elektrode. Diese Grenze entspricht der niedrigsten Fluoridkonzentration, bei der die Elektrode eine stabile Nernstsche Antwort und einen linearen Zusammenhang mit der Kalibrierkurve aufrechterhält. Da die Nachweisgrenze durch die membranbedingten Eigenschaften der Elektrode definiert und vom Hersteller validiert ist, war für dieses Protokoll keine zusätzliche experimentelle Bestimmung erforderlich; hinsichtlich des oberen Nachweisbereichs stellten die Autoren jedoch fest, dass Fluoridmengen, die etwa 38.000 übersteigen&#160;ng in einem 50&#160;&#181;L Die NaOH-Falle führte zu einer nichtlinearen Elektrodenantwort, was darauf hinweist, dass die Kalibrierkurve bei sehr hohen Fluoridkonzentrationen nicht mehr zuverlässig ist. Diese Nichtlinearität ist wahrscheinlich darauf zurückzuführen, dass unter den gegebenen experimentellen Bedingungen die optimale Ionenstärke und Aktivitätsrange für die Elektrode überschritten wurde, und spiegelt nicht eine inhärente obere Grenze der ISE selbst wider. Für Proben, bei denen Fluoridmengen oberhalb dieser Schwelle erwartet werden, empfiehlt es sich, das Volumen der NaOH-Falle zu vergrößern, um die Messungen im linearen dynamischen Bereich der Elektrode zu halten.
Diese Überlegung sollte berücksichtigt werden, wenn das Protokoll auf Proben mit ungewöhnlich hohem Fluoridgehalt angewendet wird. Da der Diffusionsschritt das gesamte Probenvolumen verbraucht, konnten Duplikatmessungen und Spike-and-Recovey-Experimente an den biologischen Proben nicht durchgeführt werden. Um die analytische Genauigkeit und Präzision sicherzustellen, wurden in jeder Messreihe Qualitätskontrollstandards (QC-Standards) mit bekannten Fluoridkonzentrationen mitgeführt. Diese QC-Standards wurden identisch zu den Versuchsproben verarbeitet und gemessen. In allen Durchläufen lagen die gemessenen Fluoridkonzentrationen der QC-Standards durchgängig innerhalb von 5 % der erwarteten Werte. Für jede Serie von 10–20 Proben wurden parallel zu den Proben zwei unabhängige Sätze von 5–6 Kalibrierproben hergestellt, und vor jeder Messung wurde eine Kalibrierkurve aufgezeichnet. Der Kalibrierbereich wurde für jeden Durchlauf angepasst, um den erwarteten Fluoridmengen der Proben annähernd zu entsprechen, die von der Probensorte, der Masse des in die Diffusionschale gegebenen Materials sowie der Behandlungsgruppe und dem Alter des Versuchstiers abhingen. Bei der Bestimmung von Serum entsprachen die Kalibrierstandards Fluoridkonzentrationen von etwa 0,06–1,20 ppm in der Probe. Bei der Bestimmung von Knochen und Zähnen entsprachen die Kalibrierstandards Fluoridkonzentrationen von etwa 19–7.600 ppm in der Probe.
Dieses Protokoll beschreibt eine empfindliche und reproduzierbare Methode zur Quantifizierung der Fluoridionenmasse in Serum, Knochen und Zähnen mittels hexamethyldisiloxanvermittelter Diffusion gefolgt von ISE-Analyse. Die Methode erfasst zuverlässig Fluorid, das aus verschiedenen biologischen Matrizen freigesetzt wird, und ermöglicht die quantitative Beurteilung der Fluoridakkumulation nach kontrollierter Exposition. Repräsentative Ergebnisse von jugendlichen und ausgewachsenen Mäusen zeigen deutliche alters- und dosisabhängige Unterschiede in der Fluoridablagerung in verschiedenen Geweben auf und unterstreichen damit die Nützlichkeit dieses Ansatzes für die Untersuchung des Fluoridstoffwechsels und der toxikokinetischen Eigenschaften in vivo.
Eine zentrale Stärke dieses Protokolls liegt in der Verwendung von Diffusionsgefäßen, die die fluoridfreisetzende Reaktion räumlich von der Fluorid-abscheidenden Umgebung trennen. Die mit Petrolatum versiegelte Konstruktion minimiert den Austausch mit der Atmosphäre und gewährleistet eine effiziente Erfassung freigesetzter Fluoridionen durch Natronlauge-Tröpfchen auf dem Deckel. Schwefelsäure, gesättigt mit HMDS, liefert eine starke und konstante Triebkraft für die Freisetzung von Fluorid aus mineralisierten Geweben, einschließlich stark verkalkter Strukturen wie Knochen und Zähnen. Die anschließende ISE-Messung, kalibriert mit diffusionsabgeglichenen Standards, ermöglicht eine genaue Quantifizierung über einen weiten dynamischen Bereich. Ein weiterer Vorteil dieses Ansatzes ist die Fähigkeit, Fluorid in äußerst kleinen biologischen Proben zu quantifizieren. Mineralisierte Gewebe von Mäusen, insbesondere die Unterkieferincisiven, liefern pro Zahn nur 3–5 mg Asche. Herkömmliche analytische Methoden erfordern oft größere Probemengen oder einen höheren Fluoridgehalt, um eine zuverlässige Detektion zu erreichen. Im Gegensatz dazu konzentriert die diffusionsbasierte Methode das gesamte aus der Probe freigesetzte Fluorid in einem kleinen, definierten Volumen und ermöglicht so eine präzise Quantifizierung selbst bei winzigen Proben mit geringer absoluter Fluoridmasse. Diese Eigenschaft ist besonders wertvoll für Studien an kleinen Tieren, bei begrenzter Gewebeverfügbarkeit oder an mikrodissezierten mineralisierten Strukturen.
Eine wesentliche Einschränkung dieser Methode ist die Nachweisgrenze der in dieser Studie verwendeten ISE (0,02 ppm). Serumproben von fluoridfreien Kontrolltieren lagen häufig unterhalb dieses Schwellenwerts, wodurch eine Quantifizierung äußerst niedriger Fluoridkonzentrationen verhindert wurde. Bei der Messung von Spurenkonzentrationen nahe oder unterhalb der Nachweisgrenze könnte eine größere Masse oder ein größeres Volumen der Probe, sofern verfügbar, in die Diffusionskammer gegeben werden müssen, oder es könnten alternative analytische Techniken erforderlich sein. Zudem erfordert die Methode eine Diffusion über Nacht sowie eine sorgfältige Handhabung ätzender Reagenzien, was die Probendurchsatzrate bei Studien mit hohem Probenvolumen einschränken kann. Obwohl die ISE eine empfindliche Quantifizierung des Gesamtfluorids ermöglicht, kann sie keine räumliche Verteilung innerhalb von Geweben erfassen. Ergänzende Ansätze wie die Rasterelektronenmikroskopie gekoppelt mit energiedispersiver Röntgenspektroskopie (SEM-EDX) oder die durch Teilchen induzierte Gammastrahlungsemission (PIGE) können integriert werden, um die Fluoridverteilung im Mikro- bis Makrobereich sichtbar zu machen und abzubilden. Diese bildgebenden Verfahren ermöglichen die Beurteilung lokaler Fluoridanreicherungen in mineralisierten oder weichen Geweben und ergänzen damit die ISE-Messungen, indem sie eine umfassendere Bewertung des Fluoridgehalts im Gewebe liefern.
Mehrere wiederkehrende technische Faktoren können die Genauigkeit und Zuverlässigkeit der Fluorid-Diffusion und -Messung in diesem Protokoll beeinflussen, und unsere Beobachtungen verdeutlichen, wie die Zubereitung der Kalibrierung, die Abdichtung der Diffusionschale, die pH-Kontrolle, die Leistung der Elektrode und das Probenumgehen gemeinsam die Datenqualität beeinflussen. Mögliche Ursachen für eine nichtlineare Kalibrierungskurve (R2 &#60; 0,99) oder für Messwerte von Gewebeproben außerhalb des erwarteten Bereichs sind falsche Berechnungen des zur Diffusionschale hinzugefügten NaF-Stammlösungsvolumens oder Pipettierfehler während der Herstellung der Kalibrierstandards. Empfohlene Maßnahme: Bereiten Sie für jeden Durchlauf mindestens zwei unabhängige Sätze von Kalibrierproben vor, sodass ein Ersatzsatz verfügbar ist, falls eine Kalibrierungskurve außerhalb des erwarteten Bereichs liegt. Eine unvollständige Abdichtung der Diffusionschale kann ebenfalls zu einem Fluoridverlust während der Diffusion führen, was künstlich niedrige Messwerte verursacht. Dies tritt typischerweise auf, wenn ungenügend Petrolatum auf den Rand des Deckels der Diffusionschale aufgetragen wird. Empfohlene Maßnahme: Tragen Sie eine reichliche Menge Petrolatumsalbe rings um den Rand des Deckels der Diffusionschale auf und drücken Sie fest, um eine vollständige Abdichtung sicherzustellen. Pipettierfehler beim Hinzufügen der Essigsäurelösung zur NaOH-Falle können den Proben-pH-Wert außerhalb des optimalen Bereichs von pH 5,0 verschieben und zu ungenauer Fluorid-Rückgewinnung führen. Empfohlene Maßnahme: Überprüfen Sie den pH-Wert jeder Probe mit pH-Papier und verwerfen Sie alle Proben, deren pH-Wert außerhalb von pH 5 liegt. Kalibrierproben können auch außerhalb der gültigen Aufzeichnungsgrenzen der fluoridselektiven Elektrode liegen. Konzentrationen unter 0,02 ppm liegen unter der Nachweisgrenze der Elektrode. Empfohlene Maßnahme: Verwenden Sie keine Kalibrierproben mit einem Fluoridgehalt von weniger als 0,02 ppm. Umgekehrt können Kalibrierproben mit übermäßig hohen Fluoridkonzentrationen die Ionenstärke der Lösung verändern und nichtlineare Elektrodenantworten hervorrufen. Empfohlene Maßnahme: Bereiten Sie zu Beginn des Projekts Kalibrierlösungen über einen weiten Fluoridkonzentrationsbereich vor, um den linearen Arbeitsbereich der verwendeten spezifischen Elektrode zu bestimmen. Falls Gewebeproben diesen linearen Bereich überschreiten, reduzieren Sie die Gewebemasse oder erhöhen Sie das Volumen der NaOH-Falle und passen Sie das Volumen der Essigsäure entsprechend an, um pH 5 beizubehalten. Schwierigkeiten, lineare Kalibrierungskurven im Bereich von 0,02–1 ppm zu erhalten: Eine häufige Ursache ist die Alterung der Elektrode. Ältere fluoridselektive Elektroden verlieren bei sehr niedrigen Fluoridkonzentrationen an Empfindlichkeit. Empfohlene Maßnahme: Ersetzen Sie die fluoridselektive Elektrode. Instabile Potentiometerablesungen (Signaldrift oder Sprünge) treten typischerweise auf, wenn die sensorische Oberfläche der Elektrode nicht vollständig in die Probenlösung eingetaucht ist. Empfohlene Maßnahme: Senken Sie die Elektrode so weit ab, dass die sensorische Oberfläche vollständig von der flüssigen Probe bedeckt ist.
Insgesamt bietet dieses Protokoll einen robusten, kalibrierungsbasierten Ansatz zur Quantifizierung von Fluorid in verschiedenen biologischen Matrizes und eignet sich gut für Studien zur Untersuchung der Fluoridexposition, der Ablagerung im Gewebe und toxischer Wirkungen in murinen Modellen.

Fluorid ist ein natürlich vorkommendes Anion, und die optimale Fluoridkonzentration ist wirksam bei der Prävention von Zahnkaries1,2,3,4,5. In den Vereinigten Staaten (U.S.) wurde die Fluoridierung von Trinkwasser in einer Konzentration von 0,7 ppm als öffentliche Gesundheitsmaßnahme zur Verringerung der Kariesinzidenz und zur Förderung der Mundgesundheit eingeführt6. Langfristige Aufnahme übermäßiger Mengen an Fluorid kann jedoch mehrere Gewebe negativ beeinflussen. Eine hohe Fluoridexposition stört die Schmelzbildung7,8,9, verändert die Knochenbildung10 und beeinträchtigt die Skelettintegrität11.
Auf zellulärer Ebene führt eine Fluorid-Exposition zu mehreren Störungen des Stoffwechsels, einschließlich oxidativem Stress12, endoplasmatischem Retikulum-Stress13, epigenetischen Modifikationen, die die Genexpression verändern14, und Apoptose in Ameloblasten15,16,17,18. Weltweit stellen erhöhte Fluoridkonzentrationen im Grundwasser (&#62;1,5 ppm) ein erhebliches Gesundheitsrisiko dar. Eine aktuelle Studie mit prädiktiver Modellierung schätzte, dass weltweit etwa 180 Millionen Menschen möglicherweise durch übermäßige Fluorid-Exposition betroffen sind, wobei die höchste Belastung in Asien und Afrika auftritt1. Neben Trinkwasser erfolgt die Fluorid-Exposition auch über Lebensmittel (z. B. Meeresfrüchte; ~1,9 ppm), Getränke (z. B. Tee; 0,5–6 ppm19) und zahnmedizinische Produkte wie Zahnpasta20 (1.000–1.500 ppm).
Daher ist das Verständnis der Fluoridexposition, des Stoffwechsels und der Ablagerung im Gewebe unerlässlich, um sowohl die therapeutischen Vorteile als auch mögliche toxikologische Folgen zu bewerten. Die genaue Quantifizierung von Fluorid in biologischen Proben – einschließlich Urin, Serum, Knochen und Zähnen – ist ein entscheidender Bestandteil dieser Arbeit. Die Messung ist jedoch analytisch herausfordernd, da Fluorid aufgrund seines chemischen Verhaltens und seiner starken Affinität zu calciumreichen Matrizes schwer zu bestimmen ist. Etwa 99 % des im Körper enthaltenen Fluorids befinden sich in mineralisierten Geweben wie Knochen und Zähnen21. Um diese Herausforderungen zu bewältigen, wurden verschiedene analytische Methoden entwickelt, darunter die potentiometrische Messung mit einer ionenselektiven Elektrode (ISE), die Ionenchromatographie, farbmetrische Assays, titrimetrische Verfahren sowie nukleare oder aktivitätsbasierte Methoden22. Unter diesen hat sich die mit Hexamethyldisiloxan (HMDS) unterstützte Diffusionstechnik in Kombination mit der Messung mittels fluoridselektiver Elektrode als eine der zuverlässigsten und am häufigsten verwendeten Methoden für biologische Matrizes etabliert, da sie hohe Empfindlichkeit, Reproduzierbarkeit und Verträglichkeit mit unterschiedlichen Probentypen aufweist23,24,25,26,27,28,29.
Trotz der Verfügbarkeit mehrerer analytischer Methoden weist jeder Ansatz Einschränkungen auf, die seine Anwendung in experimenteller oder klinischer Forschung begrenzen können. Die Ionenchromatographie bietet eine hohe Empfindlichkeit und Selektivität, erfordert jedoch spezielle Instrumentierung und umfangreiche Probenvorbereitung30,31. Farbmessverfahren wie die SPADNS-Methode (Natrium-2-(parasulfophenylazo)-1,8-dihydroxynaphthalin-3,6-disulfonat) sind einfach und kostengünstig, jedoch anfällig für Störungen durch Trübung und endogene Chromophore, was ihre Zuverlässigkeit in komplexen biologischen Proben einschränkt22,32,33. Titrimetrische Methoden sind kosteneffizient und unkompliziert, weisen jedoch nicht die erforderliche Empfindlichkeit für die Spurenerfassung von Fluorid in den meisten biologischen Proben auf34. Nukleare oder aktivierungs-basierte Techniken bieten außergewöhnliche Empfindlichkeit, erfordern jedoch Zugang zu Reaktoren oder beschleunigerbasierten Neutronenquellen und sind daher für den routinemäßigen Laborbetrieb unpraktisch35. Im Gegensatz dazu bietet die HMDS-vermittelte Diffusion gefolgt von ISE-Messung ein praktikables Gleichgewicht aus Empfindlichkeit, Kosten und Zugänglichkeit und stellt gleichzeitig eine vollständige Freisetzung von Fluorid sowohl aus Weich- als auch aus mineralisierten Geweben sicher. Dies ist besonders vorteilhaft für Studien an kleinen Tieren, bei denen die Gewebeverfügbarkeit begrenzt ist und mineralisierte Strukturen wie Mausincisiven nur 3–5 mg Asche pro Zahn liefern.
Die Fähigkeit der Diffusions-ISE-Methode, sämtlichen freigesetzten Fluorid in einem kleinen, definierten Volumen anzureichern, ermöglicht eine genaue Quantifizierung selbst bei äußerst geringen Probenmengen. Dadurch eignet sich die Methode gut für toxikokinetische Studien, Dosis-Wirkungs-Experimente sowie Untersuchungen des Fluorid-Stoffwechsels über verschiedene Entwicklungsstadien hinweg. Kleine Nagetiere, insbesondere C57BL/6J-Mäuse, werden häufig als tierische Modelle verwendet, um die Wirkungen von Fluorid zu erforschen7,9,12,29,36.
In diesem Protokoll wenden die Autoren die HMDS-unterstützte Diffusionstechnik in Kombination mit der Messung mittels fluoridselektiver Elektrode an, um Fluorid in Serum, Knochen und Zähnen von Mäusen zu quantifizieren, die einer hohen Fluoriddosis (125 ppm) ausgesetzt waren, im Vergleich zu unbehandelten Kontrollen. Die Autoren vergleichen zudem die Fluoridakkumulation in adolescenten (6 Wochen zum Behandlungsbeginn) und ausgewachsenen (18 Wochen zum Behandlungsbeginn) Mäusen, um altersabhängige Unterschiede im Fluoridstoffwechsel und in der Gewebeablagerung zu bewerten. Unterkieferincisiven wurden als repräsentatives Zahngewebe gewählt, da die Incisiven von Nagetieren kontinuierlich nachwachsen und im Alter von etwa 7 Wochen ein stationäres Gleichgewicht zwischen Nachwachsen und okklusalem Verschleiß erreichen. Dieses kontinuierliche Wachstumsmuster bietet einen konsistenten und leicht zugänglichen Gradienten der Zahnschmelzentwicklung und macht die Mausincisiven zu einem weit verbreiteten und gut validierten Modell zur Untersuchung der Schmelzbildung und der dentalen Fluorose.

<table><tbody><tr><td>Essigsäure, eis</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Supelco, GR ACS</td><td>AX0073-6</td></tr><tr><td>Aluminiumoxid-Tiegel</td><td>Advalue Technology</td><td>12 mm Außendurchmesser &amp;times; 25 mm Höhe, AL-6212</td><td>AL-6212</td></tr><tr><td>Analytische Waage</td><td>VWR</td><td>VWR 124B2, d = 0,1 mg</td><td>&amp;mdash;</td></tr><tr><td>Kugelmühle</td><td>Benchmark</td><td>BeadBug 6</td><td>&amp;mdash;</td></tr><tr><td>Spritzenkanüle mit stumpfem Ende</td><td>Amazon</td><td>Industrielle stumpfe Nadel, 14 G &amp;times; 0,5 Zoll</td><td>X001TT8KX1</td></tr><tr><td>Kohlenstoffdioxid</td><td>AirGas</td><td>&amp;mdash;</td><td>&amp;mdash;</td></tr><tr><td>Chemische Abzugshaube</td><td>Mott Manufacturing</td><td>Modell 7421040</td><td>&amp;mdash;</td></tr><tr><td>D(+)-Saccharose</td><td>Thermo Scientific</td><td>99,7 % für Biochemie</td><td>177142500</td></tr><tr><td>Elektrolytlösung für Elektroden</td><td>Thermo Scientific</td><td>Orion IonPlus Fülllösung</td><td>900061</td></tr><tr><td>Äthylalkohollösung</td><td>Koptec</td><td>140 Proof</td><td>2401</td></tr><tr><td>Gefrierschrank, &amp;minus;80 &amp;deg;C</td><td>Thermo Scientific</td><td>Revco RDE-Serie</td><td>&amp;mdash;</td></tr><tr><td>Hitzebeständige Handschuhe</td><td>Fisher Scientific</td><td>Bel-Art Clavies Biohazard Autoklav-Handschuhe</td><td>H13201</td></tr><tr><td>Hexamethyldisiloxan (HMDS)</td><td>Fisher Scientific</td><td>TCI H0091, &gt;98 %</td><td>H0091</td></tr><tr><td>Wasserstoffperoxid</td><td>VWR</td><td>J.T. Baker, 30 %</td><td>2204-01</td></tr><tr><td>Ionenselektive Elektrode</td><td>Thermo Scientific</td><td>Orion Fluorid-ISE, Doppelkanal</td><td>9609BNWP</td></tr><tr><td>Magnetischer Rührer</td><td>VWR</td><td>360 Stirrer</td><td>&amp;mdash;</td></tr><tr><td>Mikrospatel</td><td>Amazon</td><td>Wachskerbspatel #7A, Edelstahl</td><td>&amp;mdash;</td></tr><tr><td>Mikrozentrifuge</td><td>Eppendorf</td><td>5427R</td><td>5404000131</td></tr><tr><td>Muffelofen</td><td>Thermo Scientific</td><td>Thermolyne kleiner Tisch-Muffelofen, 1,3 L, FB1315M</td><td>FB1315M</td></tr><tr><td>Ofen</td><td>Boekel Scientific</td><td>Boekel RapidFISH</td><td>240200</td></tr><tr><td>Paraformaldehydlösung in PBS</td><td>Thermo Scientific</td><td>4 % Paraformaldehyd in PBS</td><td>J19943-K2</td></tr><tr><td>Petri-Schale</td><td>VWR</td><td>60 &amp;times; 15 mm, unbehandelt</td><td>25384-092</td></tr><tr><td>Petrolatum</td><td>Thermo Scientific</td><td>Petrolatum, weiß, rein</td><td>417090010</td></tr><tr><td>pH-Indikatorpapier</td><td>Fisher Scientific</td><td>pH-Fix 4,5&amp;ndash;10,0</td><td>92120.3</td></tr><tr><td>Porzellantiegel</td><td>Fisher Scientific</td><td>Fisherbrand-Tiegel, 5 mL, 20 mm Höhe, hohe Form</td><td>FB-965-B</td></tr><tr><td>Potentiometer</td><td>Thermo Scientific</td><td>Orion Dual Star pH/ISE-Messgerät</td><td>2115102</td></tr><tr><td>Stativ mit Klemme</td><td>VWR</td><td>Rundklemme, 15 cm</td><td>470104-526</td></tr><tr><td>Labortiernahrung</td><td>Bio-Serv</td><td>F1515, AIN-76A, &amp;frac12; Pellets</td><td>F1515</td></tr><tr><td>Schneckenheber</td><td>Amazon</td><td>Labor-Schneckenheber</td><td>&amp;mdash;</td></tr><tr><td>Trenntrichter</td><td>Fisher Scientific</td><td>Eisco, Borosilicatglas, 2 L</td><td>S89285</td></tr><tr><td>Natriumchlorid</td><td>Fisher Scientific</td><td>ACS-zertifiziert, kristallin</td><td>S271-1</td></tr><tr><td>Natriumfluorid</td><td>Fisher Scientific</td><td>ACS-zertifiziert, Pulver</td><td>S299-100</td></tr><tr><td>Natriumhydroxid</td><td>Fisher Scientific</td><td>weiße Pellets</td><td>BP359-500</td></tr><tr><td>Edelstahlkugeln</td><td>Fisher Scientific</td><td>Scientific Industries, 5 mm, 100 Stück</td><td>SI-CS05</td></tr><tr><td>Schwefelsäure</td><td>Fisher Scientific</td><td>ACS-Grad</td><td>A300-500</td></tr><tr><td>TISAB II</td><td>Thermo Scientific</td><td>Orion IonPlus Applikationslösung</td><td>940909</td></tr><tr><td>Vakuum-Exsikkator</td><td>Fisher Scientific</td><td>Bel-Art Space Saver Vakuum-Exsikkator, 10 Zoll</td><td>F42010-0000</td></tr><tr><td>Vakuumfilter</td><td>Fisher Scientific</td><td>Flow Bottle-Top-Filter, PES, 90 mm, 0,2 &amp;micro;m</td><td>597-4520</td></tr><tr><td>Verstellbarer Schüttler</td><td>MidSci</td><td>LabDoctor / Benchmark Scientific</td><td>&amp;mdash;</td></tr></tbody></table>

quantifizierung von fluorid in serum, knochen und zähnen in einem mausmodell mittels hexamethyldisiloxan-unterstützter diffusion und ionenselektiver elektrodenmessungen

Quantification of Fluoride in Serum, Bone, and Teeth in a Murine Model Using Hexamethyldisiloxane-Facilitated Diffusion and Ion-Selective Electrode Measurements

Die Quantifizierung von Fluoridgehalten in biologischen Geweben ist entscheidend, um Fluoridexposition, -stoffwechsel und -toxizität zu verstehen. Dieses Protokoll beschreibt eine empfindliche und reproduzierbare Methode zur Bestimmung der Fluoridionenmasse in Serum, Knochen und Zähnen mittels HMDS-(Hexamethyldisiloxan-)vermittelter Diffusion, gefolgt von einer Analyse mit einer ionenselektiven Elektrode (ISE). Biologische Proben, einschließlich Serum, Femurknochen und Unterkiefer-Schneidezähne, werden von Mäusen gesammelt, die kontrollierten Fluoridbehandlungen ausgesetzt wurden. Knochen- und Zahnproben werden verascht, gemahlen und hydratisiert, während das Serum direkt aufgearbeitet wird. Jede Probe wird in eine Diffusionskammer mit ultrareinem Wasser überführt und mit einem mit Vaseline beschichteten Deckel verschlossen, der Tropfen aus Natriumhydroxid enthält und als Fluoridfalle dient. Die Injektion von mit HMDS gesättigter Schwefelsäure löst die Freisetzung und Diffusion von Fluorid aus, wodurch die freigesetzten Fluoridionen quantitativ in den Fallen aufgefangen werden. Nach einer über Nacht andauernden Diffusion werden die Tropfen der Fluoridfalle zu einer Einzelprobe vereinigt, auf den erforderlichen pH-Bereich angesäuert und auf ein definiertes Volumen eingestellt, um die ISE-Messung durchzuführen. Kalibrations-Diffusionskammern, die mit bekannten Fluoridmengen hergestellt wurden, erzeugen eine Standardkurve zur Quantifizierung, und Qualitätskontrollproben überprüfen die Stabilität der Elektrode. Repräsentative Ergebnisse von jugendlichen und ausgewachsenen Mäusen, die 0 oder 125 ppm Fluorid ausgesetzt waren, zeigen die Fähigkeit dieser Methode, alters- und dosisabhängige Unterschiede in den Fluoridgehalten in Serum, Knochen und Zähnen nachzuweisen. Dieses Protokoll bietet einen robusten, kalibrationsbasierten Ansatz zur Quantifizierung von Fluorid in verschiedenen biologischen Matrizes und eignet sich besonders gut für Studien zur Fluoridexposition, Gewebeablagerung und toxikologischen Wirkungen in murinen Modellen. Ein wesentlicher Vorteil dieser Methode liegt in ihrer Fähigkeit, Fluorid in extrem kleinen Proben genau zu quantifizieren, einschließlich der 3–5 mg Asche, die aus einzelnen Mausschneidezähnen gewonnen werden, da der Diffusionsprozess das gesamte freigesetzte Fluorid in einem messbaren Probenvolumen von weniger als 100&#160;µL anreichert.

Um die Anwendung dieses Protokolls zur Bestimmung der Fluoridkonzentration (F-) in biologischen Materialien zu demonstrieren, wurden Proben aus Serum, Knochen und Unterkiefer-Schneidezähnen von Mäusen gewonnen, die kontrollierten Fluoridbehandlungen ausgesetzt waren. Männliche C57BL/6J-Mäuse wurden zwei Altersgruppen zugeordnet, jugendlich (6 Wochen) und ausgewachsen (18 Wochen), und erhielten entweder fluoridfreies deionisiertes Wasser (0 ppm F⁻) oder mit Natriumfluorid angereichertes Trinkwasser (125 ppm F⁻) über einen Zeitraum von 6 Wochen. Jede Alters- und Behandlungsgruppe umfasste fünf Tiere. Am Ende der Expositionsphase wurden Serum, Femora und Unterkiefer-Schneidezähne entnommen, die Proben vorbereitet und gemäß dem Protokoll analysiert. Die repräsentativen, in Serum, Knochen und Zähnen gemessenen Fluoridkonzentrationen sind unten zusammengefasst.
<img alt="Abbildung 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/71488/71488fig4.jpg" /> 
Abbildung 4: Fluoridkonzentrationen in Serum, Femurknochen und Unterkiefer-Schneidezähnen gemessen. Männliche C57BL/6J-Mäuse wurden zwei Altersgruppen zugewiesen, jugendlich (6 Wochen, offener Balken) und ausgewachsen (18 Wochen, gefüllter Balken), und erhielten entweder fluoridfreies deionisiertes Wasser (0 ppm F⁻) oder mit Natriumfluorid angereichertes Trinkwasser (125 ppm F⁻) über einen Zeitraum von 6 Wochen. Am Ende der Expositionszeit wurden die Fluoridgehalte in (A) Serum, (B) Femurknochen und (C) Unterkiefer-Schneidezähnen derselben Behandlungsgruppen bestimmt. Serumwerte unterhalb der Nachweisgrenze (&#60;0,02 ppm) wurden zur Veranschaulichung eingetragen, aber von der statistischen Analyse ausgeschlossen. Die Daten sind als Mittelwerte ± SD angegeben. Vergleiche zwischen den jugendlichen und ausgewachsenen Gruppen wurden mittels eines Mann-Whitney-U-Tests mit Bonferroni-Dunn-Korrektur für multiple Vergleiche durchgeführt. *p &#60; 0,05, **p &#60; 0,01 (N = 5/Gruppe). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/71488/71488fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.</a>
Fluoridkonzentrationen im Serum 
In beiden Gruppen mit 0 ppm Fluoridbehandlung, sowohl bei Jugendlichen als auch bei ausgewachsenen Tieren, lagen die Fluoridkonzentrationen im Serum unterhalb der Nachweisgrenze der ionenselektiven Elektrode (&#60;0,02 ppm). In den Behandlungsgruppen mit 125 ppm stieg die Fluoridkonzentration im Serum auf 0,3 ± 0,2 ppm bei der Jugendgruppe und auf 0,7 ± 0,2 ppm bei der ausgewachsenen Gruppe an (p = 0,06). Der Vergleich zwischen der Jugend- und der ausgewachsenen Gruppe nach Behandlung mit 125 ppm erfolgte mittels eines Mann-Whitney-U-Tests mit Bonferroni-Dunn-Korrektur für multiple Vergleiche. *p &#60; 0,05, **p &#60; 0,01 (N = 5/Gruppe). Die Gruppen mit 0 ppm Behandlung wurden von der statistischen Analyse ausgeschlossen. (Abbildung 4A, Tabelle 1).
Fluoridkonzentrationen im Femur 
In den 0‑ppm-Behandlungsgruppen waren die Fluoridkonzentrationen im Femur bei Adoleszenten (292 ± 39 ppm) signifikant niedriger als bei ausgewachsenen Tieren (896 ± 55 ppm) (p &#60; 0,01). Im Gegensatz dazu waren in den 125‑ppm-Gruppen die Fluoridkonzentrationen bei Adoleszenten (4.108 ± 482 ppm) signifikant höher als bei ausgewachsenen Tieren (2.966 ± 612 ppm) (p = 0,04). Vergleiche zwischen Adoleszenten- und ausgewachsenen Gruppen wurden mittels eines Mann-Whitney-U-Tests mit Bonferroni-Dunn-Korrektur für multiple Vergleiche durchgeführt. *p &#60; 0,05, **p &#60; 0,01 (N = 5/Gruppe). (Abbildung 4B, Tabelle 1). Abbildung 5A zeigt die Veränderung der Fluoridkonzentration im Femur zwischen den 0‑ppm- und 125‑ppm-Behandlungen für jede Altersgruppe. Adoleszente zeigten bei 125 ppm einen 14-fachen Anstieg der Fluoridkonzentration, während ausgewachsene Mäuse einen 3-fachen Anstieg aufwiesen.
Fluoridgehalte in den Unterkieferincisiven 
In den 0-ppm-Gruppen waren die Fluoridgehalte in den Unterkieferincisiven bei Adoleszenten (35 ± 4 ppm) im Vergleich zu ausgewachsenen Tieren (123 ± 23 ppm) signifikant niedriger (p = 0,03). In den Behandlungsgruppen mit 125 ppm stiegen die Fluoridgehalte in den Incisiven auf 5641 ± 955 ppm bei Adoleszenten und auf 4392 ± 1694 ppm bei ausgewachsenen Tieren an. Der Vergleich zwischen adolescenten und ausgewachsenen Gruppen erfolgte mittels eines Mann-Whitney-U-Tests mit Bonferroni-Dunn-Korrektur für multiple Vergleiche. *p &#60; 0,05, **p &#60; 0,01 (N = 5/Gruppe). (Abbildung 4C, Tabelle 1). Obwohl die absoluten Fluoridgehalte bei 125 ppm zwischen den Altersgruppen nicht signifikant unterschiedlich waren, war die Zunahme von 0 ppm auf 125 ppm bei adolescenten Mäusen (161-fache Steigerung) signifikant höher als bei ausgewachsenen Mäusen (36-fache Steigerung) (Abbildung 5B).
<img alt="Abbildung 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/71488/71488fig5.jpg" /> 
Abbildung 5: Jugendliche Mäuse weisen einen stärkeren Anstieg der Fluoridakkumulation in Knochen und Schneidezähnen auf als ausgewachsene Mäuse. Veränderung der Fluoridkonzentrationen bei der Behandlung mit 0 ppm im Vergleich zu 125 ppm Fluorid bei jugendlichen (weißer Balken) und ausgewachsenen (gefüllter Balken) Mäusen. (A) Femurknochen und (B) Unterkieferschneidezahn derselben Behandlungsgruppen. Die Daten sind als Mittelwert ± SD angegeben. Der Vergleich zwischen den Gruppen der Jugendlichen und Ausgewachsenen erfolgte mittels eines ungepaarten t-Tests. * p &#60; 0,05, (N = 5/Gruppe). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/71488/71488fig5large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Probe</td>
			<td colspan="4">Serum</td>
			<td colspan="4">Femur</td>
			<td colspan="4">Mandibulärer Schneidezahn</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Altersgruppe</td>
			<td colspan="2">Adoleszent</td>
			<td colspan="2">Reif</td>
			<td colspan="2">Adoleszent</td>
			<td colspan="2">Reif</td>
			<td colspan="2">Adoleszent</td>
			<td colspan="2">Reif</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Behandlungsgruppe</td>
			<td>0 ppm</td>
			<td>125 ppm</td>
			<td>0 ppm</td>
			<td>125 ppm</td>
			<td>0 ppm</td>
			<td>125 ppm&#160;</td>
			<td>0 ppm</td>
			<td>125 ppm&#160;</td>
			<td>0 ppm</td>
			<td>125 ppm</td>
			<td>0 ppm</td>
			<td>125 ppm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td>&#60; 0,02</td>
			<td>0,2</td>
			<td>&#60; 0,02</td>
			<td>0,8</td>
			<td>324</td>
			<td>4576</td>
			<td>933</td>
			<td>3081</td>
			<td>37</td>
			<td>4824</td>
			<td>161</td>
			<td>3229</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td>&#60; 0,02</td>
			<td>0,1</td>
			<td>&#60; 0,02</td>
			<td>0,8</td>
			<td>229</td>
			<td>3778</td>
			<td>924</td>
			<td>3326</td>
			<td>39</td>
			<td>5451</td>
			<td>127</td>
			<td>2654</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td>&#60; 0,02</td>
			<td>0,7</td>
			<td>&#60; 0,02</td>
			<td>1,0</td>
			<td>300</td>
			<td>4683</td>
			<td>877</td>
			<td>3713</td>
			<td>31</td>
			<td>5544</td>
			<td>112</td>
			<td>6997</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td>&#60; 0,02</td>
			<td>0,4</td>
			<td>&#60; 0,02</td>
			<td>0,5</td>
			<td>323</td>
			<td>3832</td>
			<td>807</td>
			<td>2519</td>
			<td>35</td>
			<td>5114</td>
			<td>103</td>
			<td>4169</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td>&#60; 0,02</td>
			<td>0,3</td>
			<td>&#60; 0,02</td>
			<td>0,5</td>
			<td>283</td>
			<td>3669</td>
			<td>937</td>
			<td>2192</td>
			<td>N/V</td>
			<td>7271</td>
			<td>111</td>
			<td>4909</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mittelwert</td>
			<td>&#60; 0,02</td>
			<td>0,3</td>
			<td>&#60; 0,02</td>
			<td>0,7</td>
			<td>292</td>
			<td>4108</td>
			<td>896</td>
			<td>2966</td>
			<td>35</td>
			<td>5641</td>
			<td>123</td>
			<td>4392</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SD</td>
			<td>N/V</td>
			<td>0,2</td>
			<td>N/V</td>
			<td>0,2</td>
			<td>39</td>
			<td>482</td>
			<td>55</td>
			<td>612</td>
			<td>3</td>
			<td>955</td>
			<td>23</td>
			<td>1694</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabelle 1: Individuelle Fluoridmessungen in Serum, Femurknochen und Unterkiefer-Schneidezähnen. Tabelle 1 enthält die individuellen Fluoridkonzentrationen (ppm F⁻), die in Proben von Serum, Femurknochen und Unterkiefer-Schneidezähnen von jugendlichen und ausgewachsenen Mäusen gemessen wurden, die entweder 0 ppm oder 125 ppm Fluorid ausgesetzt waren. Für jeden Gewebetyp sind die Daten in Spalten dargestellt, die den vier Behandlungsgruppen entsprechen: Jugendliche mit 0 ppm, Jugendliche mit 125 ppm, Ausgewachsene mit 0 ppm und Ausgewachsene mit 125 ppm. Jede Spalte enthält die fünf individuell erfassten Werte (N = 5), gefolgt vom berechneten Mittelwert und der Standardabweichung (SD). In der Gruppe der jugendlichen Mäuse mit 0 ppm im Serum lagen alle gemessenen Werte unterhalb der Nachweisgrenze der ionenselektiven Elektrode (&#60;0,02 ppm). Die Tabelle liefert die rohen Zahlenwerte, die den zusammengefassten Daten und statistischen Vergleichen in Abbildung 4 zugrunde liegen.

Dieses Protokoll beschreibt die Herstellung von Diffusionsgefäßen mit hexamethyldisiloxan (HMDS)-unterstützter Diffusion, gefolgt von Messungen mit einer ionenselektiven Elektrode zur Quantifizierung der Fluoridionenmasse im Serum, Knochen und Zähnen von Mäusen. Die Methode bietet einen empfindlichen, kalibrierungsbasierten Ansatz zur Bewertung der Fluoridakkumulation in biologischen Proben.

Quantifizierung von Fluorid in Serum, Knochen und Zähnen in einem Mausmodell mittels Hexamethyldisiloxan-unterstützter Diffusion und ionenselektiver Elektrodenmessungen

Die Quantifizierung von Fluoridspiegeln in biologischen Geweben ist entscheidend für das Verständnis der Fluoridexposition, des Metabolismus und der Toxizität. Dieses Protokoll beschreibt eine ...

Unsere Forschung konzentriert sich auf die Quantifizierung der Fluoridkonzentration in Serum, Knochen und Zähnen von mit Fluorid behandelten Mäusen. Bestehende Methoden erfordern große Probenmengen oder teure Geräte. Dieses Protokoll ermöglicht die Bestimmung von Fluorid in Proben im Mikroliter- oder Milligrammbereich.Entnehmen Sie zunächst die Beinknochen von adolescenten und ausgewachsenen C57BL/6J-Mäusen, die entweder fluoridhaltiges oder fluoridfreies Trinkwasser erhalten haben. Nach dem Trocknen geben Sie den Knochen in einen Aluminiumoxid-Tiegel und verglühen ihn anschließend sechs Stunden lang in einem Muffelofen bei 600 °C unter Verwendung einer Aufheizrate von 150 °C pro Stunde.Stellen Sie eine 60 mal 15 Millimeter große unbehandelte Petrischale auf eine saubere Oberfläche. Mit einer erhitzten 18-Gauge-Spritzennadel schmelzen Sie ein kleines Loch in den Deckel der Petrischale. Danach bestreichen Sie mit einer 10-Milliliter-Spritze, die mit einer stumpfen 14-Gauge-Nadel ausgestattet ist, den inneren Rand des Petrischalen-Deckels mit einer durchgehenden Vaseline-Siegelmasse. Zerkleinern Sie mit einem Mikrospatel die veraschten Knochen in den 1,5-Milliliter-Mikrozentrifugenröhrchen zu einem feinen Pulver und bearbeiten Sie die pulverisierte Knochenasche unverzüglich weiter. Entsorgen Sie die mit Knochenasche kontaminierten Verbrauchsmaterialien über die chemische Abfallentsorgung der Institution. Überführen Sie die gemahlene Knochenasche in eine kleine Porzellanschale, um die statische Aufladung zu minimieren und eine Streuung des Pulvers zu verhindern. Stellen Sie danach den leeren Boden der Petrischale auf eine Analysenwaage mit einer Ablesbarkeit von mindestens 0,1 Milligramm. Fügen Sie mit einem Mikrospatel etwa 5 Milligramm der Knochenasche hinzu und notieren Sie das exakte Gewicht. Decken Sie die gewogene Asche unverzüglich mit 3 Milliliter ultrareinem Wasser ab.Geben Sie 50 Mikroliter 0,05 normaler Natronlauge in drei Tropfen auf die innere Oberfläche des Petrischalen-Deckels, abseits vom Rand, um eine Fluorid-Falle zu bilden. Drehen Sie den Petrischalen-Deckel um, ohne die Tropfen der Natronlauge zu stören. Verschließen Sie den Deckel fest mit dem Boden der Petrischale mittels Vaseline. Bereiten Sie eine dreifach normale, mit HMDS gesättigte Schwefelsäurelösung vor, indem Sie gleiche Volumina der sechsfach normalen, mit HMDS gesättigten Schwefelsäure und ultrareinem Wasser mischen. Füllen Sie unverzüglich 3 Milliliter der hergestellten Lösung in eine 10-Milliliter-Spritze mit einer 20-Gauge-Nadel. Spritzen Sie die Lösung durch das Loch im Deckel in das Wasser am Boden der Diffusionschale. Ziehen Sie die Nadel vorsichtig zurück, ohne dass Säure auf die innere Oberfläche des Deckels spritzt. Versiegeln Sie das Injektionsloch schnell vollständig mit einer Perle aus Vaseline. Stellen Sie die Diffusionschalen auf einen verstellbaren Rüttler, der langsam eingestellt ist, und inkubieren Sie über Nacht bei Raumtemperatur.Bevor Sie mit den Messungen beginnen, montieren Sie die gefüllte ionenselektive Elektrode in der Halterung und schließen Sie sie an das Potentiometer an. Positionieren Sie eine unbehandelte Petrischale auf einem Scherenhubtisch unterhalb der sensorischen Oberfläche der Elektrode, sodass die sensorische Oberfläche parallel zum Boden der Schale steht. Heben Sie den Tisch des Scherenhubtischs an, bis die Petrischale fast die Elektrode berührt. Nach der Inkubationszeit nehmen Sie die Diffusionsschale vom Schüttler. Heben Sie vorsichtig den Deckel ab, indem Sie die Vaseline-Dichtung lösen. Drehen Sie den Deckel dann auf eine ebene Fläche, ohne die drei Fluorid-Fallen-Tropfen zu stören. Geben Sie anschließend mit einer P20-Pipette 15 bis 20 Mikroliter 0,2 normaler Essigsäure zu einem der Fluorid-Fallen-Tropfen und verschmelzen Sie alle drei Tropfen zu einem einzigen Tropfen, ohne die Pipettenspitze zu wechseln. Bewahren Sie die kombinierte Probe auf dem umgedrehten Deckel auf. Stellen Sie eine P100-Pipette auf 75 Mikroliter ein. Aspirieren Sie das gesamte Volumen der Fluorid-Falle, ohne Luft einzuziehen, und stellen Sie das Probenvolumen mithilfe von ultrareinem Wasser exakt auf 75 Mikroliter ein. Fahren Sie unverzüglich mit der Messung fort. Geben Sie die Probe zwischen die sensorische Oberfläche der fluorselektiven Elektrode und die Petrischale ab. Stellen Sie sicher, dass die gesamte sensorische Oberfläche in der Flüssigkeit eingetaucht ist, ohne die Petrischale zu berühren. Warten Sie, bis sich der Messwert stabilisiert hat, und notieren Sie dann das Elektrodenpotential in Millivolt anhand der Anzeige des Potentiometers.Bei Mäusen, die fluoridfreies Trinkwasser erhielten, war die kurzzeitige Fluoridkonzentration bei den Jugendlichen signifikant niedriger als bei den ausgewachsenen Mäusen. Im Gegensatz dazu kehrte eine Exposition gegenüber 125 Teilen pro Million Fluorid dieses Muster um, wobei die Jugendlichen signifikant höhere Fluoridkonzentrationen im Femur aufwiesen als die ausgewachsenen Mäuse. Nach der Fluoridexposition zeigten die jungen Mäuse einen 14-fachen Anstieg der Fluoridkonzentration im Femur, während die ausgewachsenen Mäuse lediglich einen geringeren dreifachen Anstieg aufwiesen.Dieses Protokoll ermöglicht die genaue Bestimmung von Fluoridkonzentrationen in Serum und mineralisierten Geweben mit sehr geringen Probenmengen. Es ist entscheidend, dass die exakt gewogene Asche vollständig in die Diffusionschale überführt wird, da jeder Verlust die Ergebnisse beeinträchtigt. Wir hoffen, dass zukünftige Studien diesen Ansatz nutzen werden, um aufzuklären, wie sich die Anreicherung von Fluorid auf die Gewebegesundheit, das Erkrankungsrisiko und den Alterungsprozess auswirkt.

quantification-fluoride-serum-bone-teeth-murine-model-using

Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

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Hier charakterisieren wir zelluläre proteotoxische Stressreaktionen in der Nematode C. elegans, indem wir die Aktivierung fluoreszierender Transkriptionsreporter messen und die Empfindlichkeit gegenüber physiologischem Stress beobachten.

Messung physiologischer Stressreaktionen in C. Elegans

Lernen Sie die Fluoridquantifizierung in Serum, Knochen und Zähnen von Mäusen mittels HMDS-unterstützter Diffusion und ionenselektiver Elektrodenanalyse. Diese Methode ermöglicht empfindliche Messungen in kleinen biologischen Proben.

Quantifizierung von Fluorid in Serum, Knochen und Zähnen in einem Mausmodell mittels Hexamethyldisiloxan-unterstützter Diffusion und ionenselektiver Elektrodenmessungen (Video) | JoVE Journal

Quantifizierung von Fluorid in Serum, Knochen und Zähnen in einem Mausmodell mittels Hexamethyldisiloxan-unterstützter Diffusion und ionenselektiver Elektrodenmessungen

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