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<ol><li>Winden, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tuberous+sclerosis+complex%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Dis+Primers%22%5BJournal%5D)">Tuberous sclerosis complex.</a> Nat Rev Dis Primers. 12, 11(2026).</li>
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</ol>

<table><tbody><tr><td>Borosilikatglas Kapillaren (Außendurchmesser 1,0 mm/Innendurchmesser 0,75 mm)</td><td>Sutter Instrument</td><td>BF150-75-10</td><td></td></tr><tr><td>CaCl2 (Calciumchlorid)</td><td>Chempur</td><td>118748703</td><td></td></tr><tr><td>Kalibrierschiebe (1/100 mm)</td><td>Bresser</td><td>5916710</td><td></td></tr><tr><td>Kapillarenhalter (Grip Head Set 4 Größe 0)</td><td>Fertilart Sp. z o.o</td><td>5196082001</td><td></td></tr><tr><td>Flaming/Brown Mikropipettenzieher</td><td>Sutter Instrument</td><td>P-1000</td><td></td></tr><tr><td>HCl</td><td>Chempur</td><td>115752837</td><td></td></tr><tr><td>Human IL6</td><td>Thermo Fischer Scientific</td><td>200-06-20UG</td><td>Bestandskonzentration: 10 &micro;g/mL, Arbeitskonzentration: 2 pg/nL (verdünnt in 0,9% NaCl)</td></tr><tr><td>Injektorpumpe FemtoJet 4i</td><td>Eppendorf</td><td>E5252000021</td><td></td></tr><tr><td>KCl (Kaliumchlorid)</td><td>Chempur</td><td>117397402</td><td></td></tr><tr><td>MgCl2&middot;6H2O (Magnesiumchlorid Hexahydrat)</td><td>Chempur</td><td>116120500</td><td></td></tr><tr><td>Femtotips Microloader Tips für Femtojet Mikroinjektor</td><td>Eppendorf</td><td>EPE 5242956003</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop Leica M165 FC 1983 Vergrößerung</td><td>Leica Microsystems</td><td>https://www.leica-microsystems.com/products/ light-microscopes/stereo-microscopes/p/leica-m165-fc/</td><td></td></tr><tr><td>Mineralöl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M5904</td><td></td></tr><tr><td>NaCl (Natriumchlorid)</td><td>Chempur</td><td>117941206</td><td></td></tr><tr><td>Pronase</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P5147-1G</td><td>Bestandskonzentration: 20 mg/mL (hergestellt in ultrareinem Wasser), Arbeitskonzentration: 0,5 mg/mL (verdünnt in E3)</td></tr><tr><td>Tricain</td><td>Sigma-Aldrich/Merck</td><td>A-5040</td><td></td></tr><tr><td>Tris base</td><td>Carl Roth</td><td>4855.3</td><td></td></tr><tr><td>Trypanblau</td><td>Thermo Fischer Scientific</td><td>15250061</td><td></td></tr><tr><td>UltraPure Low Melting Point Agarose</td><td>Thermo Fischer Scientific</td><td>16520050</td><td></td></tr><tr><td>ZebraBox Erweiterung - Photo Motor Response EZBPMR</td><td>Animalab</td><td>https://animalab.eu/zebrabox-high-throughput-monitoring-system</td><td></td></tr><tr><td>Zebrabox</td><td>ViewPoint</td><td>https://www.viewpoint.fr/product/zebrafish/fish-behavior-monitoring/zebrabox</td><td>Automatisierte Analysekammer</td></tr></tbody></table>

mikroinjektion von interleukin-6 in den blutkreislauf der tsc-zebrafischlarven zur untersuchung neuropsychiatrischer störungsähnlicher verhaltensweisen

Microinjection of Interleukin-6 into the Bloodstream of TSC Zebrafish Larvae to Study Neuropsychiatric Disorder-Like Behaviors

Mikroinjektion von Interleukin-6 in den Blutkreislauf der TSC-Zebrafischlarven zur Untersuchung neuropsychiatrischer störungsähnlicher Verhaltensweisen

Patients with tuberous sclerosis complex (TSC1/TSC2 mutations) exhibit variable expressivity of autism spectrum disorder (ASD), and maternal immune ...

Meine Forschung untersucht, wie durch IL-6 ausgelöste Entzündungen mit genetischen Risikomutationen für Autismus interagieren, um die Gehirnentwicklung und -funktion zu beeinflussen. Im Gegensatz zu der breiten, durch LPS ausgelösten Entzündung ermöglicht dieses Protokoll eine gezielte Erhöhung von IL-6, wodurch die spezifischen neurodevelopmentalen Wirkungen dieses Zytokins präzise untersucht werden können. Zunächst sammeln Sie die Mikroinjektionsnadeln, die benötigten Reagenzien und zweitags postbefruchtete Zebrafischeier.Stellen Sie eine 1 %ige (Gewicht pro Volumen) Agarose-Lösung in E3-Medium her und erhitzen Sie sie, bis die Agarose vollständig gelöst ist und die Lösung klar wird. Lassen Sie die Agarose-Lösung kurz abkühlen. Gießen Sie etwa 30 Milliliter in eine 100 Millimeter große Petrischale, um eine gleichmäßige Schicht über die gesamte Oberfläche zu gewährleisten.Während das Agarose noch flüssig ist, aber bereits beginnt zu erstarren, legen Sie vorsichtig eine Silikonform auf die Oberfläche, um gleichmäßige Rillen zu erzeugen. Überführen Sie etwa 100 chorionierte Embryonen zwei Tage nach der Befruchtung in eine kleine, mit Agarose beschichtete 50-Millimeter-Petri-Schale. Geben Sie vier Milliliter frisch zubereitete Pronase-Lösung in die Schale, wobei sichergestellt werden muss, dass die Embryonen vollständig untergetaucht sind.Bei Raumtemperatur drei bis fünf Minuten inkubieren. Unter einem Stereomikroskop die Freisetzung der Embryonen aus den Chorionen beobachten. Die Petrischale intermittierend vorsichtig rotieren oder schwenken, um die enzymatische Entfernung der Chorionen zu erleichtern.Fortsetzen, bis die Mehrheit der Embryonen aus ihren Chorionen freigesetzt ist. Die Embryonen gründlich waschen, indem sie durch fünf bis sechs Wechsel frisches E3-Embryomedium überführt werden. Sicherstellen, dass alle Chorionen und Pronase-Rückstände entfernt sind, um Schäden an den Larven zu vermeiden und optimale Kulturbedingungen aufrechtzuerhalten.Überführen Sie mit einer Glas-Pasteur-Pipette etwa 50 dechorionierte Larven in eine 100 Millimeter große Petrischale, die 40 Milliliter E3-Medium enthält. Bewahren Sie die Larven bis zur Mikroinjektion im E3-Medium auf. Brechen Sie unter einem Stereomikroskop mit feiner Pinzette vorsichtig die Spitze der zuvor vorbereiteten Glas-Kapillare ab, um eine Mikropipette mit einer Öffnung von etwa drei Mikrometern Durchmesser zu erzeugen.Stellen Sie eine Natriumchloridlösung mit 0,9 % Gewicht pro Volumen für Kontrollinjektionen her. Und eine Lösung mit zwei Pikogramm pro Nanoliter Interleukin 6 oder IL-6 in 0,9 % Natriumchlorid für die IL-6-Injektionen. Geben Sie ein Mikroliter 0,05 % Trypanblau zu jeweils 10 Mikrolitern Injektionslösung hinzu, um die Sichtbarmachung während der Injektion zu erleichtern.Mit einer Pipette die Lösung in eine Mikrolader-Spitze aufnehmen. Anschließend die vorbereitete Mikropipetten-Injektionsnadel mithilfe der Mikrolader-Spitze mit etwa drei Mikrolitern der Injektionslösung rückwärts befüllen, wobei sichergestellt werden muss, dass keine Luftblasen eingeschlossen werden. Die beladene Injektionsnadel sicher in der Kapillarhalterung befestigen, die mit dem Mikroinjektionssystem verbunden wird.Bringen Sie dann einen kleinen Tropfen Mineralöl auf einen Kalibrierungsschlitten auf. Kalibrieren Sie das Injektionsvolumen, indem Sie Tropfen in das Mineralöl ausstoßen. Messen Sie den Tropfendurchmesser mithilfe des Kalibrierungsschlittens mit einer 0,01-Millimeter-Skala.Stellen Sie den Injektionsdruck so ein, dass ein Tröpfchen mit einem Volumen von etwa einem Nanoliter entsteht. Betäuben Sie die Larven in kleinen Portionen, indem Sie Tricain dem E3-Medium in einer endgültigen 1X-Konzentration hinzufügen, um Stress zu minimieren und eine gleichmäßige Sedierung sicherzustellen. Überführen Sie einzelne zwei Tage nach der Befruchtung stammende Larven auf eine verfestigte Agarose-Injektionsplatte.Platzieren Sie die Petrischale unter dem Stereomikroskop. Orientieren Sie jedes Larvenexemplar vorsichtig mit einer Glaspipette, sodass der Ductus Cuvieri deutlich sichtbar und zugänglich ist. Positionieren Sie die Mikropipettenspitze am Eintrittspunkt des Ductus Cuvieri, indem Sie die sich in Richtung Herz bewegenden Blutzellen unter dem Stereomikroskop verfolgen.Spritzen Sie die erste Tröpfchen der vorbereiteten Lösung in den Ductus Cuvieri. Spritzen Sie nach etwa 20 Sekunden ein zweites Tröpfchen in den Ductus Cuvieri. Überführen Sie die Larven nach der Injektion vorsichtig in eine frische 100 Millimeter große Petrischale, die 40 Milliliter E3-Medium enthält.Bringen Sie die Larven zur Erholung in einen Inkubator bei 28,5 Grad Celsius zurück. Am folgenden Tag wiederholen Sie das Mikroinjektionsverfahren wie zuvor gezeigt. Verwenden Sie die Larven fünf Tage nach der Befruchtung für nachgeschaltete Anwendungen, einschließlich Verhaltensassays, Gehirnbildgebung oder Immunfluoreszenzanalysen.Die Mikroinjektion von IL-6 beeinträchtigte die Larvenviabilität im Vergleich zu Natriumchlorid-Injektionen nicht. Die Überlebensraten fünf Tage nach der Befruchtung unterschieden sich nicht zwischen den mit IL-6 und den mit NaCl injizierten Gruppen, was darauf hindeutet, dass das Dosierungsregime gut vertragen wird und keine unspezifische Toxizität verursacht. Mikroinjektionen verringerten die Viabilität leicht im Vergleich zu nicht injizierten Geschwistern.Die homozygoten Tuberösen Sklerose-Komplex-2- oder TSC2-Mutanten wiesen signifikant höhere Basalwerte an Prostaglandin E2 oder PGE2 auf als ihre Wildtyp-Geschwister. Heterozygote TSC2-Mutanten zeigten im Vergleich zu Wildtyp-Geschwistern einen geringfügigen, nicht signifikanten Anstieg der Basalwerte von PGE2. Die PGE2-Spiegel stiegen bei heterozygoten TSC2-Mutanten nach Mikroinjektion von IL-6 stark an.Der Open-Field-Test zeigte, dass TSC2-Mutanten im Vergleich zu wildtypischen Geschwistern in nicht injizierten Kontrollen ein erhöhtes angstähnliches Verhalten aufwiesen, und IL-6-Mikroinjektionen beeinflussten dieses Verhalten nicht. Sowohl heterozygote als auch homozygote TSC2-Mutanten verbrachten in nicht injizierten Kontrollen sowie bei IL-6-injizierten TSC2-Larven signifikant mehr Zeit in der äußeren Zone der Versuchsarena und zeigten eine verminderte Erkundung des Zentrums im Vergleich zu wildtypischen Geschwistern. IL-6-Injektionen verstärkten repetitive, stereotype Schwimmverhaltensmuster, insbesondere bei heterozygoten TSC2-Mutanten.Der Anteil an IL-6-injizierten heterozygoten TSC2-Mutanten, die wiederholtes Looping zeigten, war im Vergleich zu Natriumchlorid-injizierten Kontrollen signifikant erhöht. Dieses Protokoll ermöglicht kontrollierte Untersuchungen zur IL-6-bedingten Entzündung, um Gen-Umwelt-Interaktionen bei der neurologischen Entwicklung und dem Verhalten von Zebrafischen zu bewerten. Wichtige Aspekte bei der Durchführung dieses Protokolls sind eine konsistente Nadelgröße, ein genaues Injektionsvolumen von zwei Nanolitern und die Minimierung der Zeit der Larven außerhalb des E3-Mediums. Künftige Studien können untersuchen, wie IL-6-bedingte Entzündungen und genetische Risikofaktoren gemeinsam die Gehirnentwicklung und das Verhalten beeinflussen.

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Neurowissenschaften

Dieses Video zeigt, wie Morpholino-oder mRNA in Zebrafisch-Embryonen können bei der Ein-Zell-Stadium zu verringern oder zu erhöhen das Niveau der spezifischen Genprodukte bei der späteren Entwicklung injiziert werden.

Mikroinjektion von Zebrafisch-Embryos, um Gene Function Analyze

Die rasante Entwicklung, geringe Größe und Transparenz der Zebrafisch sind enorme Vorteile für das Studium der angeborenen Immunabwehr Kontrolle der...

Nicht-invasive Bildgebung von disseminierter Candidiasis in Zebrafischlarven

Das Video zeigt die Mikroinjektion von Lipopolysacchariden (LPS) in das Gehirn von Zebrafischlarven, um Neuroinflammation zu induzieren. Die Larven werden auf eine mit Agarose ausgekleidete Schale gelegt, die Nadel wird in die Hirnventrikel eingeführt und das LPS injiziert. Das injizierte LPS löst eine Immunantwort aus, die zu Neuroinflammation führt.

Induktion von Neuroinflammation bei Zebrafischlarven mit einer Lipopolysaccharid-Injektion

In diesem Artikel zeigen wir ein Verfahren zur Manipulation der Genexpression in den Zellen des ventrikulären erwachsenen Zebrafisch telencephalon Verwendung von Antisense-Morpholino-Oligonukleotide. Wir präsentieren diese Methode als eine effiziente und schnelle Protokoll, das für funktionelle Studien in der erwachsenen Gehirn von Wirbeltieren eingesetzt werden können.

Mikromanipulation der Genexpression in der Erotik-Zebrafischgehirn Mit cerebroventricular Mikroinjektion von Morpholino Oligonukleotiden

Mikroinjektion von Zebrafisch-Embryonen und Larven ist eine entscheidende, aber anspruchsvolle Technik in vielen Modellen der Zebrafisch. Hier präsentieren wir Ihnen eine Reihe von Microscale Tools zur Unterstützung bei der Stabilisierung und Ausrichtung der Zebrafisch für Mikroinjektion und Imaging.

Mikrostrukturierter Apparate für optimierte Mikroinjektion und Imaging von Zebrafischlarven

Hier stellen wir ein Protokoll für die Entwicklung und Charakterisierung eines Zebrafischmodells der Epilepsie vor, das aus der vorübergehenden Hemmung des DEPDC5-Gens resultieren.

Verhaltens- und physiologische Analyse in einem Zebrafischmodell der Epilepsie

Das vorliegende Protokoll beschreibt die intrazerebroventrikuläre (ICV) Injektion von adulten Zebrafischen mit neurotoxischem 6-Hydroxydopamin (6-OHDA) am ventralen Zwischenhirn (Dn) und die Beurteilung der Beeinträchtigung und anschließenden Wiederherstellung der Nachbehandlung des Schwimmverhaltens unter Verwendung des offenen Tanktests, der von einer Analyse mit einer Video-Tracking-Software begleitet wird.

Lokomotorische Bewertung des 6-Hydroxydopamin-induzierten adulten Zebrafisch-basierten Parkinson-Modells

Dieses Protokoll demonstriert die Mikroinjektion von Lipopolysaccharid in die ventrikuläre Hirnregion in einem Zebrafisch-Larvenmodell, um die resultierende neuroinflammatorische Reaktion und Neurotoxizität zu untersuchen.

Hirnventrikuläre Mikroinjektionen von Lipopolysaccharid in Zebrafischlarven zur Beurteilung von Neuroinflammation und Neurotoxizität

Wir demonstrieren eine Methode, die die Vorteile der schnellen konfokalen Rastermikroskopie nutzt, um Live-Bildgebung von Mikrogliazellen im sich entwickelnden optischen Tectum des Zebrafisches durchzuführen und so die Dynamik dieser Zellen in vivo zu analysieren.

Live-Bildgebung und Charakterisierung der Mikroglia-Dynamik im Zebrafischembryo

RASopathien sind multisystemische genetische Syndrome, die durch eine Hyperaktivierung des RAS-MAPK-Signalwegs verursacht werden. Potenziell pathogene Varianten, die auf ihre Validierung warten, treten kontinuierlich auf, während schlechte präklinische Evidenz die Therapie einschränkt. Hier beschreiben wir unser in vivo-Protokoll zum Testen und Kreuzvalidieren von RASopathie-assoziierten ERK-Aktivierungsniveaus und ihrer pharmakologischen Modulation während der Embryogenese durch...

Ein effizientes Protokoll zur Beurteilung der Modulation der ERK-Aktivität in frühen Modellen des Zebrafisch-Noonan-Syndroms mittels Live-FRET-Mikroskopie und Immunfluoreszenz

International Institute of Molecular Mechanisms and Machines, IMol, Polish Academy of Sciences.  Um zu modellieren, wie entzündliche Signale die Neuroentwicklung bei genetisch anfälligen Organismen beeinflussen, präsentieren wir ein Protokoll zur Mikroinjektion von IL-6 in den Gang des Cuvier (kardinalisten) von Zebrafischlarven, was eine kontrollierte Entzündungsinduktion und die Bewertung ihrer Entwicklungsauswirkungen im Kontext des tuberösen Sklerosekomplexes (TSC) ermöglicht.

Mikroinjektion von Interleukin-6 in den Blutkreislauf der TSC-Zebrafischlarven zur Untersuchung neuropsychiatrischer störungsähnlicher Verhaltensweisen

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