Name: Studieren Membrane Biogenesis mit einem Luciferase-Based Reporter Gene Assay (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2008-09-07T14:36:00.000+00:00
Duration: 13 min 48 s
Description: Lernen Sie die Luciferase-basierte Reportergen-Analyse zur Untersuchung der Membranbiogenese nach Phagozytose. Diese Methode ermöglicht die Analyse genetischer Regulation bei schneller Membransynthese.

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Cell Culture <ol><li> Stammkulturen von humanen embryonalen Nierenzellen 293 (HEK293-Zellen) sind in 10-cm Kulturschalen in &quot;Medium A &#39;, bestehend aus Dulbecco modifiziertem Eagle-Medium (DMEM) mit einem Cocktail von Antibiotika (100 Einheiten pro ml Penicillin und 100 ug ergänzt gewachsen pro ml Streptomycin-Sulfat) und 10% fötalem Rinderserum (FBS). </li><li> Zum Einrichten Zellen für ein Experiment, das Medium wird abgesaugt, und die Zellen werden zweimal mit 5 ml Phosphat-gepufferter Kochsalzlösung (PBS)-Lösung. </li><li> Das PBS wird dann entfernt und durch 0,6 ml einer Lösung mit 0,25% Trypsin. </li><li> Das Gericht wird bei 37 ˚ C für ca. 2 min inkubiert, bis die Zellen begonnen haben, zu lösen. </li><li> 5,5 ml Medium A zugesetzt wird, um das Trypsin zu neutralisieren und die Zellen mit einer Zählkammer gezählt. </li><li> Die Zellen werden auf 320.000 Zellen pro ml verdünnt und verzichtet auf 0,1 ml pro Vertiefung in einem Polylysin-beschichteten 96-well-Kulturplatte. </li><li> Setzen Sie die Schüssel in einer Gewebekultur-Inkubator bei 37 ˚ C mit einer Atmosphäre, die 8,8% CO2 und wachsen für 24 Stunden. </li></ol> Transfektionen <ol><li> In Vorbereitung für Transfektionen, sollte überlegt werden, wie viele Wiederholungen sind pro experimentellen Bedingungen durchgeführt werden und welche Mengen von Plasmid wird transfiziert werden. Wir routinemäßig alle Bedingungen in dreifacher Ausfertigung und transfizieren insgesamt 50 bis 100 ng Plasmid-DNA pro Vertiefung. Plasmid vermischt sollte mindestens ein Reporter Ausdruck Glühwürmchenluciferase und eine Kontroll-Plasmid Ausdruck Renilla Luziferase aus einem konstitutiven Promotor-Konstrukts. </li><li> Plasmid-Lösungen sind in 1,5-ml Reaktionsgefäße pipettiert und ergänzt mit 10 ul pro Probe von Serum-freien und Antibiotika-freien DMEM. Zum Beispiel, wenn 20 Vertiefungen mit 50 ug DNA transfiziert werden, fügen Sie 200 ul DMEM auf 1 pg DNA. </li><li> Um das DMEM / DNA-Lösung add 3 ul &#39;Transit 293 Reagenz &quot;(Mirus) pro pg DNA. Mix durch Pipettieren up &amp; down und lassen Sie die Proben bei Raumtemperatur stehen für mindestens 10 min. </li><li> Während dieser Zeit, entfernen Sie die Medien aus dem 96-Loch-Kulturplatte und ersetzen mit 90 ml frisches Medium A. </li><li> Zu jedem Well 10 ul der DMEM / DNA / Transit 293 Mischung. </li><li> Setzen Sie die Schüssel in einer Gewebekultur-Inkubator bei 37 ˚ C mit einer Atmosphäre, die 8,8% CO2 und wachsen für 24 Stunden. </li></ol> Phagozytose <ol><li> Bereiten Suspensionen, die mittel-B (ein 1:1-Gemisch von DMEM und Hams F12-Medium plus Antibiotika und 10% FBS) plus 0,75-um Latexkügelchen auf Null zu 1 mg pro ml. </li><li> Entfernen Sie die Medien aus dem 96-Loch-Kulturplatte und ersetzen mit 0,1 ml Bead-Suspensionen in Medium B </li><li> Drehen Sie die Platte für 2 min bei 1000 x g. </li><li> Die Zellen werden dann bei 37 ˚ C für 6 bis 16 Stunden kultiviert. Abhängig von den Bedingungen und der Promotor verwendet werden, um Laufwerk Luciferase, erhöhte Expression des Reportergens nach 1 bis 3 Stunden nachgewiesen werden können. </li><li> In denselben Fällen kann es erforderlich sein, um die Zellen mit Perlen für 30-60 min inkubieren, dann 2 Wäschen mit PBS auf unincorporated Perlen zu entfernen, und fügen Sie neue Medien vor Inkubation der Zellen für zusätzliche Zeiträume. </li></ol> Dual-GloTM Luciferase Assay <ol><li> Hinweis: unser Protokoll für die Verwendung dieses Kit unterscheidet sich in einigen Punkten von dem vom Hersteller empfohlen. Es wurde geändert, um die Menge an Reagenzien pro Probe zu reduzieren. </li><li> Bereiten Sie eine Lösung von 1 M DTT, teilen sich in mehrere kleine Portionen und bei -20 ˚ C. </li><li> Bereiten Sie eine Lyse-Puffer mit 20 mM Tris-HCl (pH 7,8), 10% (v / v) Glycerin und 0,5% (v / v) Triton X-100. Vor dem Gebrauch aliquoten Betrag für das Experiment benötigte und fügen Sie 1 ul pro ml von 1 M DTT und Protease-Inhibitor-Cocktail auf eine Endkonzentration von 0,5 bis 1x. Nicht wiederverwenden Überbleibsel DTT-Lösung. </li><li> Bei Verwendung der Dual-GloTM Kit zum ersten Mal, bereiten Sie die (firefly) Luciferase-Reagenz durch die Übertragung der gesamte Inhalt einer Flasche Dual-Luciferase GloTM Buffer (im Lieferumfang des Kits), um eine Flasche Dual-GloTM Luciferase Substrat (vorausgesetzt, mit dem Kit). Teilen Sie die unbenutzten Luciferase-Reagenz in 10-ml-Portionen und bei -20 ˚ C. </li><li> Entfernen Sie die 96-Well-Platte aus der Gewebekultur-Inkubator und legen Sie sie auf Eis. Entfernen Sie die Medien durch Aspiration, dann werden 40 ul pro Well Lysepuffer, und dann lassen Sie die Platte auf Eis für 30 min. </li><li> In einem weißen, undurchsichtigen 96-Well-Platte (OptiplateTM-96, Perkin Elmer Bestellnummer 6005290) Aliquot 15 ul pro Well Luciferase Reagenz, und fügen Sie dann 15 ul Zelllysat. </li><li> Die Platte bei Raumtemperatur für 10 min und lesen Sie dann die Lumineszenz in einem Mikroplatten-Reader. </li><li> Unmittelbar vor dem Gebrauch vorbereiten eine entsprechende Menge an Renilla Luciferase-Substrat-Lösung durch Zugabe von 1 Teil Dual-GloTM Stop &amp; Glo ®; Reagent (im Lieferumfang des Kits) und 100 Teile Dual-GloTM Stop &amp; Glo ® Buffer (im Lieferumfang des Kits). </li><li> Zu jedem Well 15 ul pro Well der Renilla Luciferase-Substrat-Lösung bei Raumtemperatur für 10 min inkubieren und messen Sie dann die Lumineszenz wieder. </li></ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

studieren membrane biogenesis mit einem luciferase-based reporter gene assay

Studying Membrane Biogenesis with a Luciferase-Based Reporter Gene Assay

Zur Untersuchung der Koordination der verschiedenen Lipid-Synthesewege in Membran-Biogenese ist es sinnvoll, mit einem experimentellen System, in dem Membran-Biogenese erfolgt schnell und in einem induzierbaren Weise zu arbeiten. Wir haben festgestellt, dass die Phagozytose von Latex-Beads praktisch für diese Zwecke als Zellen schnell synthetisieren Membranlipide zu Membran-Pools als Verpackungsmaterial während Partikel engulfment verloren aufzufüllen. Hier beschreiben wir Verfahren für die Untersuchung von Veränderungen in Phagozytose-induzierte Genexpression mit einem Luciferase-basierten Reportergen-Ansatz mit dem Dual-Glo Luciferase Assay System von Promega.

Hier beschreiben wir Verfahren für die Untersuchung von Veränderungen in Phagozytose-induzierte Genexpression mit einem Luciferase-basierten Reportergen-Ansatz mit dem Dual-GloTM Luciferase Assay System von Promega.

Studieren Membrane Biogenesis mit einem Luciferase-Based Reporter Gene Assay

Um die Koordination verschiedener Lipid-Synthesewege während der Membranbiogenese zu untersuchen, ist es hilfreich, mit einem experimentellen System zu arbeiten, in dem Membranen ...

Hallo, ich untersuche die Koordination verschiedener Lipidsynthesewege im Zusammenhang mit Gedächtnis und Biogenese. Es ist hilfreich, ein experimentelles System zu haben, in dem Membranbiogenese schnell und induzierbar abläuft. Wir fanden heraus, dass die Phagozytose von Latexkügelchen für solche Studien besonders nützlich ist, da die Zellen sehr schnell neue Membranen synthetisieren, um die zu ersetzen, die während des Einkapselungsprozesses frühzeitig als Hüllmaterial verloren gehen.In diesem Video wird mein Kollege Ong Zang die Verfahren demonstrieren, die verwendet wurden, um phagozytoseinduzierte Veränderungen in der Genexpression mithilfe eines auf Luciferase basierenden Reportergen-Assay-Ansatzes zu untersuchen, wobei, Hallo, ich bin X vom Leverage of Exon North in der Abteilung für molekulare und zelluläre Biologie an der Harvard University. Heute zeige ich Ihnen, wie man ein Reportergen-Assay verwendet, um die Regulation von Genen zu analysieren, die an der Membranbiogenese nach Phagozytose beteiligt sind. Beginnen wir also.Für dieses Verfahren verwenden wir Kulturen von menschlichen embryonalen Nieren-293-Zellen. Diese Zellen werden in einer 10 cm Kulturschale in Medium A kultiviert, das aus dem modifizierten Eagle-Medium (DMEM) besteht, ergänzt mit 10% fetalem Rinderserum (FBS) und einer Antibiotikacocktail-Lösung. Mithilfe einer Standardisierungstechnik werden die Zellen vom Boden der Schale gelöst, gezählt und anschließend auf mit Polylysin beschichteten 96-Well-Platten ausgesät, wo sie 24 Stunden lang wachsen, bis die Transfektion beginnt.Für unsere Transfektion führen wir routinemäßig alle Bedingungen im Dreifachen durch und verwenden insgesamt 50 bis 100 Nanogramm Plasmid-DNA pro Vertiefung. Die Plasmidmischungen sollten mindestens den Reporterkonstrukt, der Firefly-Luciferase exprimiert, sowie das Kontrollplasmid, das Renilla-Luciferase unter einem konstitutiven Promotor exprimiert, enthalten. Bereiten Sie zunächst eine Mischung aus serumfreiem und antibiotikafreiem DMEM mit dem Transfecting-Reagenz Trans 293 vor. Verwenden Sie 10 Mikroliter DMEM für jede zu transfizierende Vertiefung und 3 Mikroliter Trans 293-Reagenz pro Mikrogramm Plasmid-DNA.Beispielsweise, wenn jeweils 20 Vertiefungen mit 50 Nanogramm DNA bei drei Mikroliter Trans 2 9 3 Reagenz auf 200 Mikroliter DM EM transfiziert werden sollen. Die Lösung wird durch wiederholtes Auf- und Abpipettieren gemischt und anschließend mindestens fünf Minuten lang bei Raumtemperatur ungestört stehengelassen. Als Nächstes wird die DNA in separate Mikrozentrifugenröhrchen pipettiert. Die Konzentrationen unserer Plasmid-Stammlösungen liegen gewöhnlich zwischen 10 und 100 Nanogramm pro Mikroliter.Nachdem das DM M-Transit-Gemisch fünf Minuten lang inkubiert wurde, wird es in das DNA-Röhrchen überführt und die Lösung erneut per Pipette gemischt. Anschließend werden die Proben 20 Minuten bei Raumtemperatur stehengelassen. Während der 20-minütigen Inkubation wird das Medium aus der 96-Well-Kulturplatte entfernt und durch 19 Mikroliter frisches Medium A ersetzt. Sobald die Inkubation abgeschlossen ist, werden 10 Mikroliter der D-M-M-D-N-A-Übersetzungs-mischung in jedes der Wells gegeben.Die Mischung sollte direkt in die vorhandene Flüssigkeit pipettiert werden. Lassen Sie die Pipettenspitze nicht die Wand des Röhrchens berühren. Es ist außerdem wichtig, drei Vertiefungen mit Zellen einzuschließen, die unbehandelt belassen und nicht untersucht werden.Die durchschnittliche Luciferase-Aktivität in diesen Wells wird später als Hintergrund abgezogen; stellen Sie die 96-Well-Platte in den 37 °C-Inkubator und kultivieren Sie die Zellen 24 Stunden lang. Sobald die 24-stündige Inkubation abgeschlossen ist, fahren wir mit der Induktion der Membranbiosynthese, der Biosynthese der Lax-Perlen, fort. Bereiten Sie zunächst eine Suspension aus Zellkulturmedium und Lax-Perle vor.Bereiten Sie hierzu Medium B vor, das aus einer 1:1-Mischung aus DMEM und Ham’s F10-Medium plus Antibiotika und 10 % FBS besteht. Geben Sie anschließend die 0,75 µm großen Latexkügelchen in Konzentrationen von bis zu einem Milligramm pro Milliliter hinzu. Natürlich sollte jedes Experiment Kontrollen umfassen, bei denen keine Kügelchen hinzugefügt werden.Als Nächstes entfernen Sie das Medium aus der 96-Well-Kulturplatte und ersetzen jedes Loch durch 100 Mikroliter der Perlsuspension. Nachdem die Suspension hinzugefügt wurde, zentrifugieren Sie die Platte zwei Minuten lang bei 1000 ×g. Dies hilft, die Perlen am Boden des Wells zu konzentrieren und erleichtert die Phagozytose. Danach inkubieren Sie die Zellen 6 bis 16 Stunden bei 37 Grad C.Abhängig von den Bedingungen und dem verwendeten Promotor kann die Promotor-Genexpression nach ein bis drei Stunden detektiert werden, die die Luciferase-Aktivität erhöhen. Für bestimmte Experimente kann es notwendig sein, fal von der Lipidsynthese zu entkoppeln, beispielsweise um die Wirkung bestimmter Medikamente auf die Lipidsynthese zu untersuchen, ohne die Partikelbildung zu beeinflussen. In solchen Fällen inkubieren Sie die Zellen mit dem Beat für 30 bis 16 Minuten, um den Zellen Zeit zu geben, die Perlen aufzunehmen.Nach dieser Inkubation werden die Zellen zwei Mal mit PBS gewaschen, um nicht eingebaute Kügelchen zu entfernen. Anschließend wird frisches Medium zugegeben, und die Zellen werden sechs bis 16 Stunden zur Expression des Reportergens inkubiert. Nun sind wir bereit, mit den Ferrous-Assays fortzufahren.Um die Lucifer-Assays zu beginnen, bereiten Sie einen xis-Puffer vor, der 20 Millionen molare Bäume, HCl pH 7,8, 10 % (Volumen/Volumen) Glycerin und 0,5 % (Volumen/Volumen) Triton X-100 enthält. Stellen Sie vor der Verwendung die für das Experiment benötigte Menge her. Fügen Sie anschließend einen Mikroliter pro Milliliter eines einmolaren DTT hinzu. Verwenden Sie die restliche DTT-Lösung nicht erneut.Als Nächstes ein Proteaseinhibitorcocktail auf eine Endkonzentration von 0,5 bis einemfach hinzufügen, wenn das Dual-Glow-Kit zum ersten Mal verwendet wird. Bereiten Sie das Firefly-Luciferase-Reagenz vor, indem Sie den gesamten Inhalt einer Flasche Dual-Glow-Luciferase-Puffer in eine Flasche Dual-Glow-Luciferase-Substrat umpipettieren. Teilen Sie das ungenutzte Luciferase-Reagenz in 10 mm-Gläser auf und lagern Sie es bei minus 20 Grad C. Sobald das Luciferase-Reagenz bereit ist, nehmen Sie die 96-Loch-Platte aus dem Zellkulturinkubator und stellen Sie sie auf Eis. Entfernen Sie anschließend das Medium durch Absaugen und geben Sie 40 Mikroliter pro Loch Lysepuffer hinzu. Lassen Sie die Platte 30 Minuten auf Eis stehen.Danach je 15 µL Lucifer-Reagenz pro Vertiefung. In einer weißen undurchsichtigen 96-Vertiefungs-Platte verwenden wir die Perkin S optive plate 96. Anschließend je 15 µL Zelllysat hinzufügen und die Platte 10 Minuten bei Raumtemperatur inkubieren.Nach 10 Minuten die Lumineszenz in einem Mikroplatten-Reader messen. Anschließend den klassischen Luciferase-Assay durchführen, um Daten für das Kontrollplasmid zu erhalten. Dazu unmittelbar vorher die geeignete Menge Luciferase-Substratlösung herstellen, indem man eine Portion Dual-Glo®-Stop-and-Glo®-Reagenz zu 100 Teilen hinzugibt.Dual-Glow-, Stop- und Glow-Puffer. Geben Sie anschließend 15 µL Substratlösung zu jedem Brunnen hinzu. Inkubieren Sie die Platte 10 Minuten bei Raumtemperatur und messen Sie danach erneut die Lumineszenz.Bitte beachten Sie, dass wir den vom Hersteller empfohlenen Protokoll für diese dualen Glow-eisenbasierten Assays geändert haben. Um die Menge an benötigten Reagenzien zu reduzieren, kann die Probe nun erneut mit einem Plattenlesegerät analysiert werden. Sobald die Daten mit dem Mikroplattenreader erfasst wurden, können sie zur weiteren Analyse in ein Tabellenkalkulationsprogramm wie Microsoft Excel übertragen werden.Zunächst berechnen Sie den Durchschnittswert der drei nicht resezierten Wells und ziehen diesen Wert von jedem der Datenpunkte ab. Danach teilen Sie für jedes transfizierte Well den Wert für Firefly-Luciferase. Tun Sie dies für Luciferase und berechnen Sie anschließend für jeden Satz von triplikaten Proben den Durchschnitt, dann die Abweichung und den Variationskoeffizienten.In unserem Beispiel verwenden wir die verschiedenen Konzentrationen von Kügelchen, die auf der x-Achse gegen das Verhältnis der Feuerfliegen-Luciferase-Aktivität zur Vanille-Luciferase-Aktivität aufgetragen wurden. Wie Sie sehen, zeigt sich eine dosisabhängige Zunahme dieses Verhältnisses. Wir haben Ihnen soeben gezeigt, wie man einen auf Luciferase basierenden Reportergen-Assay verwendet, um die Expression des LDL-Rezeptor-Promotors als Reaktion auf die Phagozytose von Latexkügelchen zu messen.Bei diesem Verfahren ist es wichtig, darauf zu achten, dass die Zellen zum Zeitpunkt der Transfektion nur zu 80 bis 90 % konfluent sind. Das war’s. Vielen Dank fürs Zuschauen und viel Erfolg bei Ihren Experimenten.

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Mit dem wachsenden Interesse an Stammzelltherapien, sind molekulare Bildgebungsverfahren ideal für die Überwachung Stammzellen Verhalten nach der Transplantation. Luciferase Reporter Gene nicht-invasive, repetitive Beurteilung der das Überleben der Zelle, den Standort und Verbreitung in vivo ermöglicht. Dieses Video wird gezeigt, wie man hESC Proliferation in einer lebenden Maus zu verfolgen.

In vitro und in vivo Biolumineszenz Reporter Gene Imaging von humanen embryonalen Stammzellen

Circadiane Uhren funktionieren innerhalb einzelner Zellen, dh sie sind zellautonome. Hier beschreiben wir Verfahren zur Erzeugung von Zell-autonome Uhrenmodelle mit nicht-invasiven, Luciferase-basierte Echtzeit-Biolumineszenz-Technologie. Reporter Zellen bereitzustellen gefügig, funktionales Modell für das Studium zirkadianen Biologie.

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Das Video zeigt den Luciferase-Assay, der zur Quantifizierung von Luciferase-markierten Proteinen verwendet wird. Der Assay verwendet ein künstlich hergestelltes Luciferase-Enzym, das aus einem großen Fragment besteht, das an das kleine Fragment bindet, das mit einem Protein von Interesse konjugiert ist. Die gebundenen Untereinheiten bilden ein aktives Enzym, das in Gegenwart des Substrats ein Lumineszenzsignal freisetzt. Dieses Signal wird dann mit einem Luminometer quantifiziert.

Der Luciferase-Assay: Ein Hochdurchsatz-Assay zur Messung von Lumineszenzsignalen mit Hilfe von Bioreportern auf Basis von Nanoluziferase-Systemen

Dieses Video zeigt den Split-Luciferase-Komplementationsassay zum Nachweis von Protein-Protein-Wechselwirkungen. In diesem Assay werden die Proteine von Interesse an kleine und große Fragmente des Luciferase-Enzyms getaggt. Wenn die Proteine interagieren, verbinden sich die großen und kleinen Fragmente zu einem aktiven Enzymkomplex, der in Gegenwart eines bestimmten Substrats eine helle Lumineszenz freisetzt, die gemessen werden kann.

Split-Luciferase-Komplementationsassay zur Identifizierung spezifischer Protein-Protein-Wechselwirkungen

Wir präsentieren Ihnen eine schnelle und kostengünstige Screening-Methode zur Identifizierung von Transkriptionsregulatoren mit Hochdurchsatz-Roboter-Transfektionen und ein hausgemachtes Dual-Luciferase-Assay glühen. Dieses Protokoll erzeugt schnell direkten Seite-an-Seite funktionellen Daten für Tausende von Genen und ist leicht modifizierbar, um jedes Gen von Interesse zielen.

Hochdurchsatz-Screening mit einem Funktionshomemade Dual-Luciferase Assay-Schein

Das Erreichen einer Systemebene Verständnis zellulärer Prozesse ist ein Ziel der modernen Zellbiologie. Wir beschreiben hier Strategien zum Multiplexen Luciferase Reporter von verschiedenen zellulären Funktion Endpunkte zur Genfunktion mit genomweiten RNAi-Bibliotheken zu verhören.

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Ein in-vitro- Biolumineszenz-Assay zellulären zirkadianen Rhythmus in Mamma Epithelzellen bestimmen wird vorgestellt. Diese Methode nutzt Säugerzelle Reporter Plasmide destabilisierte Luciferase unter der Kontrolle des Veranstalters Periode 2 gen zum Ausdruck zu bringen. Es kann zu anderen Zelltypen auszuwertende Organ-spezifischen Auswirkungen auf die zirkadianen Rhythmus angepasst werden.

In-vitro- Biolumineszenz-Assay zirkadianen Rhythmus in Mamma Epithelzellen zu charakterisieren

Genetisch codierte Luciferase ist eine beliebte nicht-invasive Reporter der Genexpression. Eine automatisierte längs Luciferase imaging-Gas - und Temperatur-optimierte Recorder (ALLIGATOR) können längs Aufnahme von Biolumineszenz Zellen unter den unterschiedlichsten Bedingungen. Hier zeigen wir, wie ALLIGATOR im Rahmen des circadianen Rhythmus Forschung verwendet werden können.

Flexible Messung der Biolumineszenz Reporter mit einer automatisierten längs Luciferase Imaging-Gas - und Temperatur-optimierte Recorder (ALLIGATOR)

Neurale Stamm-/Vorläuferzellen weisen verschiedene Expressionsdynamiken von Notch-Signalkomponenten auf, die zu unterschiedlichen Ergebnissen zellulärer Ereignisse führen. Eine solche dynamische Expression kann durch Echtzeitüberwachung und nicht durch statische Analyse mit einem hochempfindlichen Biolumineszenz-Bildgebungssystem, das die Visualisierung schneller Veränderungen von Genausdrücken ermöglicht, aufgedeckt werden.

Echtzeit-Biolumineszenz-Bildgebung der Notch-Signaldynamik während der murinen Neurogenese

Wir entwickelten einen intronischen microRNA-Biogenese-Reporter-Assay für den Einsatz in Zellen in vitro mit vier Plasmiden: eines mit intronischer miRNA, eines mit dem Ziel, eines zur Überexprimierung eines regulatorischen Proteins und eines für Renilla luciferase. Die miRNA wurde verarbeitet und konnte die Luciferase-Expression durch Bindung an die Zielsequenz steuern.

Ein Reporter-Assay zur Analyse der intronischen microRNA-Reifung in Säugetierzellen

Zirkadiane Rhythmen, die in den meisten Organismen vorkommen, regulieren die zeitliche Organisation biologischer Prozesse. 3D-Organoide haben sich in jüngster Zeit als physiologisch relevantes In-vitro-Modell herauskristallisiert. Dieses Protokoll beschreibt die Verwendung von biolumineszierenden Reportern zur Beobachtung zirkadianer Rhythmen in Organoiden, was in vitro Untersuchungen von zirkadianen Rhythmen in multizellulären Systemen ermöglicht.

Überwachung zirkadianer Oszillationen mit einem Biolumineszenz-Reporter in Organoiden

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