$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
1. Preparación preoperatoria
- Anota el peso corporal de cada conejo. Al igual que con todos los estudios preclínicos, controle el peso de los animales con regularidad para evaluar la toxicidad potencial.
- Antes de anestesiar al conejo, llene un tubo cónico de 50 mL con gel de ultrasonido disponible en el mercado y centrifugue a 500 x g durante 30 s; no debe haber burbujas visibles en el gel al finalizar la centrifugación.
- Administrar glicopirrolato por vía subcutánea a una dosis de 0,1 mg/kg y acepromazina por vía intramuscular a una dosis de 0,75 mg/kg. Espere de 15 a 20 minutos para que el sedante haga efecto mientras monitorea los signos vitales y el comportamiento.
nota: El glicopirrolato es un agente anticolinérgico que previene la bradicardia y reduce las secreciones respiratorias y gastrointestinales. La acepromazina es un sedante que sirve como premedicación para la anestesia.
- Administrar 35 mg/kg de ketamina y 5 mg/kg de xilacina por vía subcutánea como anestésico. Sin embargo, a medida que el operador adquiera más experiencia y pueda realizar la administración intraductal más rápidamente, disminuya las dosis del fármaco a 15 mg/kg de ketamina y 3 mg/kg de xilacina por vía subcutánea; Esto acortará el tiempo de anestesia y el tiempo necesario para que el animal se recupere de la anestesia.
- Revise y documente la frecuencia cardíaca, la SPO2, la temperatura, la frecuencia respiratoria y el color de la membrana mucosa cada 15 min. Aplique lubricante ocular en ambos ojos.
nota: Solo el personal que ha recibido la capacitación adecuada y que ha sido aprobado por la IACUC de su institución debe administrar o monitorear la anestesia. El uso de un monitor de anestesia veterinario puede ayudar a adquirir los signos vitales y se recomienda. El monitor de anestesia veterinario, sin embargo, no reemplaza la necesidad de revisar manualmente al animal cada 15 minutos. Consulte las instrucciones del fabricante para el uso adecuado de un monitor veterinario.
- Verifique el inicio de la anestesia con un suave pellizco en el dedo del pie; el conejo debe no responder antes de continuar.
- Afeita cuidadosamente el abdomen caudal del conejo en el área alrededor del tercer y cuarto par de pezones inguinales.
- Una vez eliminado la mayor parte del vello, aplica una crema depilatoria de venta libre en la zona afeitada. Retire la crema 10 minutos después de la aplicación con toallas de papel húmedas humedecidas con agua tibia.
nota: La piel de conejo es muy frágil/sensible. La crema depilatoria no debe usarse durante más de 10 minutos. De hecho, es más seguro probar un "lugar de prueba" a los 5 minutos y solo dejarlo más tiempo si el lugar de prueba indica que se necesita un período de tiempo más largo.
- Limpie el área con gasas empapadas en alcohol para limpiar el sitio de la inyección.
- Coloque el conejo sobre su dorso en un comedero en forma de V forrado con una manta de agua tibia de recirculación y una almohadilla absorbente.
2. Preparación del Agente de Contraste
- Reconstituya el reactivo de contraste no dirigido de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Pipetear hacia arriba y hacia abajo suavemente para mezclar.
nota: El agente de contraste utilizado en este protocolo es estable a temperatura ambiente durante 4 a 6 h después de la reconstitución. Mueva suavemente el vial entre cada recuperación.
NOTA: El volumen de solución requerido dependerá del número de conductos a inyectar. El conejo tiene 4 aberturas ductales por pezón, y 0,2 mL de solución es suficiente para llenar un árbol ductal de un conejo blanco de Nueva Zelanda adulto (Oryctolaguscuniculus). Por lo tanto, se puede administrar un volumen total de 0,8 mL a una glándula mamaria.
3. Entrega Intraductal
- Localizar los pezones apropiados para ser inyectados; se recomiendan el3º y4º par de pezones inguinales, ya que se visualizan fácilmente cuando el animal se coloca sobre su dorso.
- Cargue 0,2 mL de solución salina estéril al 0,9% en una jeringa de tuberculina Luer-lock de 1 mL con una aguja de 22 G. Deseche correctamente la aguja de 22 G una vez que la solución salina esté en la jeringa y reemplácela con una aguja estéril de calibre 25. Limpie suavemente el área con alcohol isopropílico al 85% en una gasa.
- Con el bisel de la aguja hacia arriba y la jeringa paralela al cuerpo del animal, inserte el bisel de la aguja en el costado del pezón e inyecte lentamente 0,1-0,2 mL de solución salina; esto permitirá una mejor visualización de las aberturas ductales.
- Cargue 0,2 mL de solución inyectable en una jeringa de tuberculina Luer-lock de 1 mL.
- Sostenga la tetina suavemente con el pulgar y el dedo índice y levántela ligeramente para posicionarla para la inyección intraductal; una lupa ocular portátil puede ayudar a visualizar las aberturas ductales.
- Mientras mantiene la posición elevada del pezón, cánula cuidadosamente el conducto de interés con una aguja de punta roma de 25 G.
- Después de la canulación, gire suavemente la jeringa Luer-lock en el centro de la aguja de infusión de punta roma hasta que quede bloqueada en su lugar.
- Levante la tetina e inyecte la solución lentamente para minimizar el daño potencial causado por el fluido que se mueve rápidamente dentro del conducto; en ningún momento debe haber resistencia al inyectar la solución.