Modelo de resección ileal murina: estudio del metabolismo biliar inducido por ileectomía en modelo murino

Resumen

Fuente: Zhang, R., et al. Sobreacumulación de bilis inducida por ileectomía en el intestino del ratón. J. Vis. Exp. (2017)

Este video describe el protocolo detallado para la resección intestinal en un modelo murino. Esta técnica proporciona información sobre la malabsorción biliar inducida por ileectomía, la sobreacumulación y la toxicidad en el intestino del ratón.

Protocolo

1. Ileectomía y anastomosis

1. Anestesiar ratones con isoflurano (2 - 3%) en una cámara de incubación de animales pequeños. Determinar la anestesia adecuada utilizando la técnica de pinzamiento de los dedos del pie mientras el animal está en tratamiento con isoflurano.
2. Elimine el vello abdominal aplicando productos de depilación y limpie el vello con esponjas quirúrgicas mientras mantiene la anestesia. Coloque el ratón en una mesa quirúrgica de animales pequeños con temperatura controlada (Figura 1A) para mantener la temperatura corporal a 37 °C. Mantenga la anestesia con isoflurano (1 - 2%) a través de una mascarilla. Trata los ojos del ratón con ungüento ocular.
3. Limpiar la piel con povidona yodada y alcohol al 70% y cubrir el área quirúrgica del abdomen con gasa quirúrgica estéril (Figura 1B).
4. Haga una incisión en la línea media del abdomen con un bisturí quirúrgico una vez que la anestesia esté en vigor. Use un aplicador con punta de algodón para proteger el intestino y tire del músculo abdominal del ratón con retractores para abrir completamente y exponer la cavidad abdominal (Figura 1C).
5. Localiza el ciego. A partir del ciego, mueva con cuidado el íleon conectado y parte del yeyuno fuera de la cavidad abdominal (Figura 1D).
   nota: El ciego se puede identificar fácilmente debido a su gran tamaño incluso después del ayuno.
6. Ligar la rama superior de la arteria mesentérica superior con una sutura de seda 7-0 para ocluir la sangre que irriga el segmento ileal que se va a extirpar. El color ileal cambia de rosa a púrpura oscuro después de la ligadura. (Figura 1E - F).
7. Dependiendo del propósito del experimento, con unas tijeras, extirpe y extraiga el 50% o el 90% del íleon.
   nota: En el caso de una cirugía simulada, no realice la ligadura de la arteria mesentérica superior y no extirpe el íleon
.
8. Enjuague el lumen de ambos extremos ileales con solución salina al 0,9 %
   nota: Dado que el íleon intacto restante sigue recibiendo un suministro normal de sangre de la arteria mesentérica superior, se expulsará una pequeña cantidad de sangre durante el proceso. Esto también indica que el suministro de sangre a los extremos ileales es normal y garantiza que no haya isquemia durante el procedimiento de anastomosis (Figura 1G).
9. Localiza los mesenterios en el lado de ambos extremos ileales. Alinee los mesenterios y suture los extremos ileales con 8-0 sutura (Figura 1G - H).
10. Suturar la cara contralateral del íleon para mantener el íleon anastomoso, de forma natural (Figura 1I).
11. Sutura los lados superior e inferior entre las dos suturas originales para unir completamente los dos extremos ileales (Figura 1J).
12. Confirme que no haya fugas del sitio de la anastomosis después de terminar el procedimiento de sutura de tres pasos (Figura 1G-I). Regrese el ciego y el intestino delgado a la cavidad abdominal a la ubicación anatómica original. Lave el área de la cirugía con solución salina tibia al 0,9 % con una aguja roma. (Figura 1K).
13. Cierre la incisión de la capa muscular abdominal con una sutura 6-0. Alinear la incisión de la piel abdominal con pinzas y suturar la piel abdominal para facilitar la cicatrización óptima de la herida (Figura 1L).

>2. Cuidados postoperatorios

1. Transfiera a los ratones postoperatorios a una unidad de cuidados intensivos para su recuperación. Colóquelos en una jaula de papel sobre una almohadilla térmica con temperatura controlada para continuar la recuperación postoperatoria durante la noche. Suministre a los ratones alimentos blandos además de la comida y el agua habituales.
2. Administrar buprenorfina (0,05 - 0,1 mg/kg) con inyección subcutánea cada 8-12 h para la analgesia.
   nota: Eutanasiar a los ratones con CO₂ si están gravemente enfermos.
3. En el punto final, sacrifique ratones con isoflurano en sobredosis y recoja muestras según sea necesario (sección 3).

>3. Evaluación de la sobreacumulación de bilis inducida por ileectomía

1. Pesar y diseccionar los ratones un día después de la resección del 0% (simulación), el 50% o el 90% del íleon
.
2. Retire el tracto gastrointestinal y péselo. Calcule la relación entre el peso del IG y el peso corporal para evaluar la gravedad de la malabsorción y la sobreacumulación de sales biliares.
3. Transfiera los tractos gastrointestinales a tubos cónicos de 15 ml y córtelos en segmentos cortos con unas tijeras. Después de cortar, centrifugar a 3.000 x g durante 10 min. Transfiera el sobrenadante (líquido gastrointestinal que contiene sales biliares) a un tubo limpio.
4. Mida el volumen y el peso totales del líquido gastrointestinal y calcule la relación entre el peso del líquido y el peso del tracto gastrointestinal para evaluar más a fondo la sobreacumulación de bilis en el tracto gastrointestinal.
5. Determine la cantidad total de bilis en el sobrenadante mediante un ensayo de ácidos biliares.

Resultados

Figura 1: Procedimientos quirúrgicos de la ileectomía. (A) Mantener la temperatura corporal utilizando una mesa quirúrgica para animales pequeños con temperatura controlada. (B) Cubra el área de la cirugía con gasas estériles después de la preparación de la piel abdominal. (C) Exponga el intestino delgado a través de una incisión abdominal en la línea media. (D) El ciego (resaltado por la...

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo

Nombre	Empresa	Número de catálogo	Comentarios
C57BL/6J	El Laboratorio Jackson
Microscopio de disección	Olimpo	SZ61	Para la cirugía
Controlador de temperatura animal	Physitemp Instrumentos, Inc	TCAT-2LV	Para el control de la temperatura corporal
Vaporizador anestésico de isoflurano	VetEquip	911104	Para anestesia
Pinzas de disección	Herramientas de Ciencia Fina, Inc.	11274-20	Para la cirugía
tijeras	Herramientas de Ciencia Fina, Inc	14084-08	Para la cirugía
Portaagujas	Roboz Instrumento Quirúrgico Co.	RS-7882	Para la cirugía
Micro cuchillos-hoja de aguja	Fisher Científico	10318-14	Para la cirugía
Sutura monofilamento 6-0	Ethicon	1698G	Para el cierre de la piel abdominal
7-0 Sutura de seda	Ethicon	766G	Para la ligadura
Sutura monofilamento 8-0	Ethicon	1714G	Para la anastomosis
Esponjas quirúrgicas	Corporación Dynarex.	3333	Para la cirugía
Pequeños aplicadores con punta de algodón	Fisher Científico	23-400-118	Para la cirugía
Isoflurano	Piramal Healthcare Limitada	66794-013-25	Para anestesia
Clorhidrato de buprenorfina	Productos farmacéuticos Reckitt-Benckiser	12496-0757-1	Para la analgesia
Inyección de cloruro de sodio al 0,9	B. Braun Medical Inc.	0264-7800-10	Para lavado/inyección
Solución de preparación de povidona yodada	Corporación Dynarex.	Año 1413	Para la preparación de la piel
Pomada veterinaria Puralube	Productos Veterinarios Dechra	17033-211-38	Para la protección de los ojos
Loción depiladora	Iglesia y Dwight Co., Inc.		Para la preparación de la piel
Unidad de cuidados intensivos	Cuidado térmico	FW-1	Para la recuperación postoperatoria
Kit de ensayo de ácidos biliares totales	Diagnóstico de Genzyme	DZ042A-K01	Para el ensayo de ácidos biliares

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