Estimulación cerebral profunda como tratamiento para la adicción a las drogas en un modelo de rata

Resumen

Fuente: Batra, V., et al. Un método general para evaluar los efectos de la estimulación cerebral profunda en la autoadministración intravenosa de metanfetamina. J. Vis. Exp. (2016).

Este video demuestra un modelo de adicción a las drogas en ratas en el que el animal se autoadministra metanfetamina intravenosa presionando una palanca, lo que lleva a un comportamiento compulsivo de búsqueda de drogas impulsado por la liberación de dopamina en el núcleo accumbens. Para contrarrestar esto, la rata se somete a estimulación cerebral profunda (DBS) a través de un electrodo bipolar implantado, que emite pulsos de alta frecuencia para inhibir las neuronas hiperactivas en el núcleo accumbens. Luego, los efectos de DBS se evalúan observando cambios en el comportamiento de búsqueda de drogas, revelando su potencial para reducir las respuestas relacionadas con la adicción.

Protocolo

Todos los procedimientos que involucran modelos animales han sido revisados por el comité de cuidado animal institucional local y la junta de revisión veterinaria JoVE.

1. Aclimatación de roedores y restricción de alimentos

1. Utilice ratas Wistar adultas que tengan 3 meses de edad al comienzo del experimento. Ratas domésticas individualmente en jaulas equipadas con una unidad de flujo laminar y un filtro de aire en un centro de cuidado de animales acreditado por la Asociación Estadounidense para la Acreditación del Cuidado de Animales de Laboratorio (AAALAC) con temperatura y humedad controladas en un ciclo inverso de luz / oscuridad de 12 horas (luces apagadas a las 0600 horas).
2. Proporcione agua y comida estándar para roedores libremente hasta que el peso corporal sea de aproximadamente 380 a 400 g. Posteriormente, restringe la alimentación de las ratas y las mantiene entre el 85 y el 90% de su peso corporal de alimentación libre durante las sesiones experimentales para facilitar la adquisición y el mantenimiento de la respuesta a la metanfetamina.
3. Manipule a los roedores en la sala de jaulas de su hogar diariamente desde su llegada durante las sesiones experimentales para registrar el peso corporal y ajustar la asignación diaria de alimentos.
4. Una vez que se alcancen los pesos objetivo, prepárese para implantar quirúrgicamente a cada rata un catéter yugular permanente crónico y electrodos estimulantes intracraneales.

2. Preparación del catéter de cateterismo de vena yugular

1. 1. Prepare un tubo silástico de 13 cm de longitud con un diámetro interior de 0,012 x 0,025', cree una bola de silicona a 4 cm de un extremo del tubo utilizando un tubo de silicona adicional y electrocauterio, y deje secar al aire.
   2. Sumerja el otro extremo del tubo en un solvente a base de limoneno derivado de los cítricos durante unos minutos y deje que se expanda. Conecte el tubo expandido a una cánula guía de acero inoxidable doblada en ángulo recto.
   3. Ancle la base doblada de la cánula guía de acero inoxidable a un cuadrado de 1" de malla biocompatible con cemento acrílico dental.
   4. Enjuague el catéter por dentro y por fuera con etanol y agua destilada. Inyecte aire a través del tubo para eliminar las gotas de líquido residuales. Deje secar durante la noche (O/N).
2. Técnica estéril
   1. Realice todas las cirugías en una sala quirúrgica dedicada a animales utilizando técnicas quirúrgicas asépticas. Esterilice los instrumentos e implantes con un autoclave y prepare un área estéril colocando papel impermeable en la mesa de operaciones cubierta con una toalla estéril.
   2. Use guantes estériles y mantenga todos los instrumentos, implantes y gasas quirúrgicas en el área estéril durante el procedimiento. Limpie cada instrumento con un hisopo con alcohol seguido de 20 segundos en un esterilizador de perlas entre procedimientos cuando se realicen múltiples cirugías.
3. Anestesia
   1. Pretratar ratas con atropina (sulfato) (0,04 mg/kg, s.q.) seguido de pentobarbital (20 - 50 mg/kg, ip) para lograr la anestesia.
   2. Inyectar a los animales con penicilina G estéril en suspensión de procaína (75.000 unidades, intramuscular [i.m.]) y un agente analgésico (carprofeno, 5 - 10 mg/kg, sc o ketoprofeno, 2 - 5 mg/kg, sc) inmediatamente antes de la cirugía para disminuir las infecciones perioperatorias y el dolor, respectivamente.
   3. Verifique que la anestesia sea adecuada administrando un pellizco moderado en el dedo del pie al animal y, si no se produce respuesta, continúe. Aplique lubricante para los ojos en ambos ojos.
4. Preparación del sitio quirúrgico
   1. Afeitar un parche dorsal de 2 x 2 cm en la espalda de la rata justo detrás de una línea que conecta los omóplatos. Afeitar un parche ventral de 1 x 1 cm en la región derecha del cuello entre la mandíbula y el esternón.
   2. Limpie las áreas afeitadas con almohadillas con alcohol seguidas de una solución de betadine. Coloque la rata en una toalla estéril y deje que el betadine se seque antes de continuar.
5. Implantación de catéter
   1. Haga una incisión paralela a una línea que conecte los omóplatos en la región escapular media de la espalda con un cuchillo de 10 hojas. Use un hemostático para separar la piel del tejido conectivo subyacente para crear un plano para la base del catéter de malla. Irriga el área con solución salina estéril y cúbrela con una gasa estéril antes de poner a la rata boca arriba.
   2. Haga una incisión diagonal entre la mandíbula derecha y el esternón con un cuchillo de 10 hojas. Use un hemostático para separar la piel del tejido conectivo subyacente para localizar la vena yugular.
      Nota: La vena yugular aparece blanca/plateada y brillante, y es más grande en las ratas macho que en las hembras.
   3. Coloque una espátula debajo de la vena, ate una sutura de seda 4-0 suavemente alrededor de la parte superior (parte proximal) de la vena expuesta y empuje la vena hacia el cuello.
   4. Separe los tejidos conectivos para crear una bolsa superficial debajo de la piel inferolateral del cuello pero por encima del músculo. Empuje un trócar esterilizado desde la incisión del cuello hasta la incisión del escapulario medio haciendo un túnel detrás del brazo y hacia arriba. Pase el catéter desde la espalda hasta el cuello insertando un alambre guía rígido a través del trócar desde el extremo del cuello hasta el catéter distal. Tire del alambre guía hacia la incisión del cuello y el catéter distal conectado seguirá.
   5. Aísle la vena yugular derecha sobre una espátula tirando hacia arriba de la sutura proximal colocada anteriormente. Use unas tijeras de bola para hacer un pequeño corte parcial en la parte superior de la vena.
   6. Inserte una pinza curva en la incisión de la vena para abrirla. Manteniendo las pinzas separadas pero en su lugar, pase la punta del catéter entre las puntas de las pinzas y dentro de la vena unos 2 a 3 cm, donde terminará fuera de la aurícula derecha.
   7. Asegure el catéter atando una sutura de seda 4-0 alrededor de la vena distal. Ate las suturas proximal y distal en un nudo de "caja" para agregar estabilidad adicional.
   8. Enjuague el catéter con solución salina estéril heparinizada y extraiga sangre para confirmar la implantación exitosa. Recorte las suturas de 1 a 2 mm por encima de los nudos y meta el catéter proximal restante debajo de la piel del cuello. Cierre con una sutura/método apropiado de su elección. Si se utilizan suturas o grapas no absorbibles, deben retirarse en 10-14 días bajo anestesia general. Cubra la incisión con ungüento antibiótico con un aplicador estéril con punta de algodón.
   9. Ancle el conjunto de catéter distal / cánula guía / malla al tejido posterior subcutáneo usando suturas absorbibles en dos de las esquinas opuestas de la base de la malla. Cierre la incisión posterior alrededor de la cánula guía con suturas absorbibles interrumpidas y no invertidas. Cubra la incisión con ungüento antibiótico con un aplicador estéril de punta de algodón.
6. Cuidados postoperatorios
   1. Enjuague el catéter con solución salina estéril heparinizada al 0,9% con una jeringa de 3 ml y coloque un obturador en la cánula guía para evitar obstrucciones.
   2. Enjuague el catéter de cada rata diariamente para mantener la permeabilidad.
   3. Inmediatamente después del procedimiento, coloque a la rata en su jaula sobre una almohadilla térmica en la sala quirúrgica y observe hasta que recupere la conciencia y el movimiento espontáneo.
   4. Devuelva la rata recuperada a la sala de la colonia y deje pasar de cinco a siete días antes de la cirugía intracraneal. Pese, manipule y evalúe su estado general diariamente, incluida la verificación de infecciones y la evaluación del comportamiento, la apariencia y los niveles de actividad de los animales.
   5. Consulte al veterinario de Recursos Animales si surge algún problema y siga los regímenes de tratamiento recomendados. Inyecte a los animales con un agente analgésico (carprofeno, 5 - 10 mg / kg, sc o ketoprofeno, 2 - 5 mg / kg, sc) para tratar el dolor perioperatorio según sea necesario.

3. Colocación de electrodos intracraneales

Preparación quirúrgica
1. Realice todas las cirugías en condiciones estériles como se describe en la sección 2.2.
1. Anesthesia
   1. Coloque al animal en una cámara de inducción de anestesia y proporcione un flujo de gas isoflurano en la cámara a 1.000 - 2.000 ml/min con el vaporizador ajustado al 5%.
   2. Una vez que el animal esté recostado, retírelo de la cámara y colóquelo en el cono de la nariz en la plataforma de operación estereotáctica acolchada. Cambie el flujo de gas de la cámara al cono de la nariz y haga funcionar el gas con el vaporizador ajustado al 2 - 3%.
   3. Ajuste el vaporizador según sea necesario para mantener respiraciones estables y sin respuesta a la estimulación durante la cirugía.
   4. Inyecte a la rata una suspensión estéril de penicilina G procaína (75,000 unidades, i.m.) y un agente analgésico (buprenorfina 0.05 a 0.5 mg / kg sc) inmediatamente antes de la cirugía para disminuir las infecciones perioperatorias y el dolor, respectivamente.
   5. Verifique que la anestesia sea adecuada administrando un pellizco moderado en el dedo del pie al animal y, si no se produce respuesta, continúe. Aplique lubricante para los ojos en ambos ojos.
2. Preparación del sitio quirúrgico
   1. Afeitar la parte superior de la cabeza de la rata y colocar la rata en las barras de los oídos para mantener su cabeza inmóvil durante el procedimiento. Limpie el área afeitada con almohadillas con alcohol seguidas de una solución de betadine. Deje que el betadine se seque antes de continuar.
3. Implantación de electrodos
   1. Sujete el cuero cabelludo entre las orejas y ligeramente anterior a ellas con fórceps y use tijeras para cortar la base. Esta maniobra eliminará un área de piel de 1,5 x 1 cm sobre la parte media del cráneo.
   2. Use una cuchilla de 10 para hacer una incisión circunferencial a través del pericráneo hasta el cráneo, y unas pinzas curvas para raspar y extraer el pericráneo. Irriga el área con solución salina estéril, frota el exceso de sangre y solución salina con una gasa y deja que el cráneo se seque por completo para que se puedan ver claramente los puntos de referencia óseos, incluido el bregma.
   3. Para la cirugía bilateral, monte dos electrodos bipolares de platino-iridio, uno en cada soporte de electrodos a cada lado de la plataforma de operación estereotáctica. Mueva el primer electrodo a la posición ~ 1 mm sobre el bregma y anote las coordenadas estereotácticas para las posiciones anteroposterior (AP) y medial-lateral (ML), que se mostrarán en la pantalla digital. En realidad, NO toque la punta del electrodo con el cráneo porque el electrodo ya no funcionará. Repita este procedimiento para el otro electrodo.
   4. Calcule las coordenadas finales de AP y ML en función de la estructura de destino de interés. Mueva el electrodo a esta posición con la punta justo encima del cráneo para obtener la coordenada dorsoventral inicial (DV) en la pantalla digital. Calcule la profundidad final de DV en función de la estructura objetivo de interés.
      Nota: La capa del núcleo accumbens se atacó en este ejemplo, dada su participación conocida en el comportamiento consumatorio de fármacos, utilizando las siguientes coordenadas estereotácticas en relación con el bregma:Coordenada de entrada AP = [Coordenada mostrada digitalmente en bregma] + Coordenada de entrada 1.6ML = [Coordenada mostrada digitalmente en bregma] ± 2.4 para la profundidad DV derecha/izquierda = [Coordenada mostrada digitalmente en la superficie del cráneo en la entrada AP/ML] - 8.5
   5. Marque la posición de entrada proyectada de cada electrodo en la superficie del cráneo con un marcador permanente. No golpee ni toque la punta del electrodo durante esta maniobra.
   6. Utilice una fresa de bola redonda recubierta de diamante para perforar un orificio de 1,4 mm en cada marca. Tenga cuidado de no sumergirse a través del cráneo en la bóveda intracraneal con el taladro de alta velocidad. Use fórceps curvos para perforar la duramadre una vez que se haya perforado el cráneo.
   7. Utilice una fresa de bola redonda recubierta de diamante para perforar orificios de 0,7 mm en cuatro ubicaciones adicionales detrás de las entradas de los electrodos para la colocación de tornillos craneales. Use un destornillador manual para colocar cuatro tornillos de acero inoxidable de 0,8 (diámetro) x 3,2 (longitud) en el cráneo, dos a cada lado de la línea media. Asegure firmemente estos tornillos hasta aproximadamente la mitad de su longitud en el cráneo porque son la infraestructura principal que mantendrá la tapa craneal en su lugar durante las próximas semanas y meses.
   8. Inserte con cuidado el primer electrodo a través de su orificio en el cerebro hasta la profundidad DV calculada girando manualmente la perilla que administra la coordenada Z del portaelectrodos. Gire la perilla a una velocidad aproximadamente igual a 1/2 vuelta por segundo para evitar daños indebidos a la punta del electrodo. Asegúrese de que la punta del electrodo no toque el borde óseo del orificio de excavación al ingresar al cerebro.
   9. Asegure el primer electrodo con superpegamento en capas sobre el orificio y los tornillos posteriores, seguido de cemento dental. Una vez que esta construcción se haya secado por completo, retire el electrodo de su soporte. Repita el proceso de inserción y cementación del segundo electrodo. Aplique cemento dental hasta el borde de la piel, pero no se superponga con la piel porque esto afloja la tapa de cemento craneal a largo plazo.
4. Cuidado postoperatorio
   1. Coloque dos tapas antipolvo sobre los pedestales de los electrodos para evitar obstrucciones.
   2. Inmediatamente después del procedimiento, coloque a la rata en su jaula sobre una almohadilla térmica en la sala quirúrgica y observe hasta que recupere la conciencia y el movimiento espontáneo.
   3. Regrese la rata recuperada a la sala de la colonia y deje pasar cinco días antes de comenzar el experimento. Pese, manipule y evalúe el estado general de las ratas diariamente, incluida la verificación de infecciones y la evaluación del comportamiento, la apariencia y los niveles de actividad de los animales.
   4. Consulte al veterinario de Recursos Animales si surge algún problema y siga los regímenes de tratamiento recomendados. Inyecte a los animales con un agente analgésico (buprenorfina 0,05 a 1 mg/kg sc) para tratar el dolor perioperatorio según sea necesario. El sangrado intracraneal puede ser más frecuente con el uso de analgésicos no esteroideos (carprofeno, 5 - 10 mg / kg, sc o ketoprofeno, 2 - 5 mg / kg, sc), así que use buprenorfina perioperatoriamente para la cirugía intracraneal.

4. Aparato operante

1. Utilice cámaras de acondicionamiento operante de plástico y acero inoxidable contenidas dentro de recintos que atenuan el sonido para ejecutar los experimentos de comportamiento.
2. Equipe cada recinto con un extractor de aire para suministrar ventilación y ruido blanco para enmascarar sonidos extraños.
3. Utilice una computadora personal y un sistema de interfaz de software de comportamiento para programar los procedimientos y recopilar los datos experimentales.
4. Configuración general
   1. Equipe cada cámara experimental con dos palancas de respuesta montadas en una pared de la cámara, con una luz de estímulo ubicada encima de cada palanca. Designe una de las palancas como la palanca "activa" para que tenga una consecuencia programada cuando se presione.
   2. Programe una luz de estímulo ubicada directamente sobre la palanca de respuesta activa para iluminar durante cada sesión operante, indicando la disponibilidad del medicamento.
   3. Tener una respuesta en la palanca activa que resulte en una administración de perfusión de metanfetamina (0,05 mg / kg / infusión en 100 μl 0,9% NaCl) durante 2,8 segundos, acompañada de la luz de la casa en la pared opuesta encendida durante 5 segundos y la luz de estímulo apagada durante un tiempo de espera de 30 segundos.
   4. Cuente las respuestas en la palanca activa, pero no deben tener consecuencias programadas durante el período de tiempo de espera de 30 segundos. Para completar, registre las respuestas en la palanca inactiva, pero no deben tener consecuencias programadas.

5. Procedimiento de autoadministración de metanfetamina intravenosa (IV)

1. Preparaciones generales
   1. Cargue ratas en las cámaras operantes lo más rápido y tranquilo posible para minimizar los artefactos de comportamiento. Conecte una correa de resorte de acero inoxidable a la cánula guía en la espalda del roedor y a un eslabón giratorio de líquido a prueba de fugas suspendido sobre la cámara operante.
   2. Garantice la integridad del tubo de conexión desde el eslabón giratorio hasta la jeringa de medicamentos de 20 ml en una bomba accionada por motor ubicada fuera del recinto de atenuación de sonido. Para hacer esto, empuje el tubo de conexión de plástico al menos 1/4 de pulgada sobre la punta giratoria de metal y la punta de la aguja de la jeringa del medicamento hasta que no se deslice con un tirón moderado. Contrarresta el conjunto giratorio y de correa para permitir un movimiento relativamente desenfrenado del animal.
   3. Realice sesiones operativas aproximadamente a la misma hora todos los días, de lunes a viernes.
2. Acquisition
   1. Para facilitar la adquisición rápida de la autoadministración intravenosa de metanfetamina, ejecute ratas en sesiones diarias de 6 horas durante cuatro o cinco días consecutivos.
   2. Realice estas sesiones en un programa de refuerzo FR-1 + 30 segundos de proporción fija durante el cual las ratas reciben una infusión de metanfetamina intravenosa por cada presión en la palanca activa, seguida de un tiempo de espera de 30 segundos (por ejemplo, no se producen consecuencias de señal o recompensa al presionar cualquiera de las palancas).
      Nota: Este acceso inicial prolongado y "fácil" dará como resultado que la mayoría de los roedores adquieran un comportamiento significativo de consumo de drogas en menos o igual a una semana (Figura 3).
3. Maintenance
   1. Durante la segunda semana de entrenamiento, ejecute ratas en sesiones diarias de 2 horas de lunes a viernes para mantener y refinar la autoadministración de metanfetamina intravenosa.
   2. Realice sesiones en un cronograma de refuerzo de FR-1 + 30 segundos de tiempo de espera.
   3. Documente una respuesta estable e intensa cuando el número total de presentaciones de metanfetamina en cada sesión varíe menos del 10% durante tres sesiones consecutivas (Figura 4) y el número acumulado de infusiones durante los primeros 30 minutos sea mayor que el número acumulado de infusiones durante los segundos 30 minutos (Figura 5).
      Nota: Este criterio asegura que las ratas desarrollen un patrón de carga de drogas al comienzo de la sesión que indique un comportamiento adictivo19 y no simplemente un uso casual.
4. Post-Session
   1. Al final de cada sesión, desconecte la correa de la espalda del roedor. Enjuague el catéter con 0,1 ml de solución salina al 0,9% que contenga 800 UI de estreptoquinasa para prevenir la formación de coágulos sanguíneos. Inserte un obturador en cada cánula guía para evitar obstrucciones antes de devolver las ratas a las jaulas domésticas.
   2. Pruebe la permeabilidad de los catéteres inmediatamente después del final de cada sesión experimental los miércoles durante el transcurso del experimento.
      1. Prepare una jeringa de 3 cc con una aguja de 22 G, que contenga solución salina bacteriostática heparinizada para probar la permeabilidad del catéter. Conecte un extremo de un tubo de plástico de 4 a 6 pulgadas de largo a la aguja y el otro extremo al poste de metal del conjunto de catéter-cánula en la espalda del animal.
      2. Infundir de 0,1 a 0,2 ml de solución salina para asegurar un flujo claro y luego retirar el émbolo de la jeringa. Si el catéter es permeable, debe enjuagarse fácilmente y extraer sangre que será visible en el tubo. Suelte el émbolo e infunda otros 0,2 ml para enjuagar toda la sangre a través del catéter.
      3. Si no se puede extraer sangre, retire la jeringa de 3 cc y el tubo del poste de metal.
      4. Prepare una jeringa de 1 cc con una aguja de 22 G, que contenga metohexital sódico, un anestésico de acción rápida, para probar aún más la permeabilidad del catéter. Conecte un extremo de un tubo de plástico de 4 a 6 pulgadas de largo a la aguja y el otro extremo al poste de metal del conjunto de catéter-cánula en la espalda del animal.
      5. Infundir 1,5 mg y retirar rápidamente la jeringa y el tubo de 1 cc del poste metálico del lomo del animal. Vuelva a conectar la jeringa de 3 cc llena de solución salina bacteriostática heparinizada e infunda 0,1 - 0,2 ml. Si el animal pierde tono muscular en 3 segundos, entonces el catéter es patente y funcional.
5. Consulte el archivo complementario "Trampas comunes" para ver una sección de trampas que aborda las reacciones adversas a la metanfetamina, la falta de autoadministración de metanfetamina y la dificultad de extracción de ratas.

6. Aparato de estimulación cerebral

1. Use de 10 a 12 cajas de plexiglás (12 x 18 x 18 pulgadas) (ancho x alto x profundidad) para ejecutar los experimentos de DBS. Cubra cada caja por fuera con papel opaco rígido que cubra la parte posterior y los lados de la caja para evitar que las ratas se vean o interactúen entre sí. Deje el panel frontal transparente descubierto para que el examinador pueda ver a los animales durante las sesiones de estimulación.
2. Cubra la parte superior de las cajas con un panel semipermeable que evite que las ratas se escapen mientras permite el flujo de aire. Utilice este panel para apoyar los conmutadores que se encuentran encima de cada caja para facilitar la conexión eléctrica entre la tapa de la cabeza de roedores y el sistema de estimulación.
3. Utilice un sistema de estimulación que pueda suministrar corriente constante a varios animales simultáneos para los experimentos de ECP. Utilice un sistema que consista en un procesador de señal digital programable por el usuario/interfaz de comunicaciones, un estimulador, un paquete de baterías de estimulador, una caja divisora de canales y el software que lo acompaña (consulte la hoja de materiales).
4. Utilice cables de longitud personalizada para conectar los puertos de canal del estimulador al pedestal electrónico superior de cada conmutador.
   Nota: La longitud necesaria dependerá del laboratorio individual. Estos cables están fuera del área del animal y no necesitan estar cubiertos con un resorte de acero inoxidable.
5. Conecte el pedestal electrónico inferior del conmutador al pedestal del electrodo implantado en la tapa de la cabeza del roedor mediante cables de 16 pulgadas cubiertos con un resorte de acero inoxidable. Asegúrese de que los cables sean lo suficientemente largos como para permitir el libre movimiento a todas las áreas del recinto sin una tensión significativa en la tapa de la cabeza.
   Nota: Un cable que termine aproximadamente donde estaría la cabeza de la rata cuando está de pie sobre las cuatro patas suele ser adecuado.
6. Programación de estimulación cerebral
   1. Utilice una computadora personal y un software de programación para programar los parámetros de estimulación (por ejemplo, forma de onda, frecuencia, ancho de pulso, retardo entre estímulos, amplitud de corriente) y recopile los datos experimentales.
   2. Utilizando un lenguaje de programación visual, especifique qué funciones realizará cada dispositivo para cumplir con los puntos finales experimentales y qué datos se almacenarán y/o proyectarán para su visualización en tiempo real. Los comandos que ejecutan este proyecto en particular se muestran en la Figura 1.
   3. Especifique la frecuencia, el ancho de pulso y la amplitud deseados en el panel de control visual (Figura 2) antes del inicio del experimento. Los parámetros típicos para la estimulación de alta frecuencia en ratas son similares a los utilizados en la estimulación clínica del cerebro profundo humano: frecuencia de 130 a 180 Hz, ancho de pulso de 60 a 90 ms y amplitud de corriente de 100 a 250 μA4,8-10.
      Nota: Se utiliza una corriente más baja en el roedor debido a su tamaño reducido en comparación con el primate.

7. Procedimiento de estimulación cerebral profunda

1. Para cargar ratas en las cajas, conecte el cable de resorte de acero inoxidable del conmutador a cada pedestal de electrodo en la tapa de la cabeza. Pruebe la impedancia de cada electrodo haciendo funcionar 5 μA de corriente a una frecuencia de 1,000 Hz durante 2 segundos.
   1. Si la impedancia es igual o inferior a 125 KOhm, continúe con el experimento porque el electrodo puede administrar estimulación terapéutica. Si la impedancia es superior a 125 kOhms, considere retirar al animal del experimento porque la alta resistencia del electrodo puede truncar la corriente a niveles potencialmente subterapéuticos.
2. Pase a las ratas a través de una o dos sesiones simuladas para la habituación, durante las cuales estarán conectadas a los cables de los electrodos pero no recibirán ninguna terapia activa. Las pruebas simuladas eliminarán cualquier efecto conductual no específico. Inmediatamente después de cada sesión simulada, transporte las ratas a las cajas operantes para la sesión diaria de 2 horas de autoadministración de metanfetamina intravenosa.
3. Contraequilibre las ratas en dos grupos, una cohorte de estimulación activa y una cohorte de estimulación simulada, de modo que la ingesta inicial de fármacos no sea significativamente diferente entre los grupos.
4. Realice sesiones diarias de ECP en la cohorte de roedores durante 5 días, durante los cuales reciben estimulación cerebral eléctrica activa o ninguna estimulación durante 3 horas, según su asignación de grupo. Inmediatamente después de cada sesión de DBS, transporte ratas a las cajas operantes para la sesión diaria de 2 horas de autoadministración de metanfetamina intravenosa.
   1. Observe a los animales cuidadosamente durante al menos una parte de cada sesión de ECP para asegurarse de que la estimulación no esté causando alteraciones claras en el comportamiento animal. Si ocurre algún comportamiento anormal durante / después de la estimulación, tenga cuidado de documentar estas observaciones. Nota: Los autores no han notado alteraciones significativas en el comportamiento o cambios en la ingesta de alimentos / agua durante el experimento descrito en este artículo.
5. Modifique la duración del tratamiento de ECP, los parámetros eléctricos y el tiempo entre la sesión de ECP y la sesión operante según sea necesario, según la hipótesis.

Resultados

Figura 1. Lenguaje de programación visual. El investigador utiliza un lenguaje de programación visual, como el ejemplo que se muestra aquí, para diseñar un programa que puede administrar estimulación cerebral a múltiples anim...

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo

Nombre	Empresa	Número de catálogo	Comentarios
Cámaras operantes para roedores	Med Associates, Inc	ENV-008CT	Med Associates Inc. PO Box 319 St. Albans, Vermont 05478 USA Teléfono: (802) 527-2343
Instrumento estereotáxico para animales pequeños Kopf con consola de visualización digital	Kopf Instruments	Modelo 940	Kopf Teléfono: 1-877-352-3275 Fax: 1-818-352-3275 Correo electrónico: sales@kopfinstruments.net
Procesador de bioamplificadores de 3 DSP de la serie Z	Tucker Davis Technologies	RZ5D	Tucker-Davis Technologies 11930 Research Circle Alachua, FL 32615 EE. UU. Teléfono: 386-462-9622 Estimulador
de 32 canales de la serie Z de www.tdt.com	Tucker Davis Technologies	IZ2-32	El software va acompañado de un manual que analiza cómo programar experimentos utilizando la plataforma OpenEx, al que se puede acceder aquí: http://www.tdt.com/files/manuals/OpenEx_User_Guide.pdf
Paquete de baterías de iones de litio de 48 voltios para estimulador IZ2	Tucker Davis Technologies	LZ48-200
Caja divisora de 32 canales para PZ5	Tucker Davis Technologies	S-BOX_PZ5
Paquete de software OpenEx Ext para grabación neuronal multicanal	Tucker Davis Technologies	OpenEx
Electrodos estimulantes de platino-iridio	Plastics One Inc	MS303/8-B/SPC ELECT PT 2C TW .005"	Plastics One Inc P.O.Box 21465, S.W. Roanoke, VA 24018, PH 540-772-7950
Cables de 2 canales entre estimulador y conmutador	Plastics One Inc	305-441/2 W/ Spring
Cables de 2 canales entre el conmutador y el pedestal del electrodo	Plastics One Inc	305-305 con resorte
Conmutadores de 4 canales	Plastics One Inc	SL2+2C y SL2+SC/SB