Todos los procedimientos que involucran modelos animales han sido revisados por el comité local de cuidado institucional de animales y la junta veterinaria JoVE.
1. Protocolo modelo CAUTI (Infección urinaria asociada a catéter), Preparación de aguja para catéter para modelo CAUTI
- Quita la tapa de la aguja de 30 G. Corta un trozo de tubo PE10 de 7 mm (polietileno 10) y un trozo de tubo de silicona de 5 mm como RenaSIL. Pasa la aguja con tubo PE10 hasta que toque la base de la aguja.
- Luego alimenta la pieza de 5 mm sobre la aguja que contiene PE10. Los conjuntos de agujas con los rayos UV (ultravioleta) se esterilizan durante la noche.
NOTA: Al cargar el tubo de silicona, deja aproximadamente 1 mm del tubo pasando de la punta de la aguja.
2. Preparación de inoculo bacteriano OG1RF de E. faecalis
- Prepara el inóculo OG1RF comenzando 48 horas antes del día de la inoculación. Haz una raya OG1RF sobre una placa de BHI (infusión cerebral y corazón) desde una culata congelada.
- Elige una colonia e inocúlala en 10 ml de BHI y hazla crecer estáticamente durante 18 horas a 37 °C. Centrifuga el cultivo y lava el pellet (3 veces) en volúmenes de 1 ml de PBS estéril 1x.
- Resuspende el pellet bacteriano en 1x PBS (solución salina tamponada con fosfato). Mide la densidad óptica bacteriana y ajusta la concentración al tamaño deseado del inoculo. La concentración estándar del inóculo utilizado es10,7; sin embargo, esto puede variar debido al diseño del estudio
3. Implantación de catéter
- Limpia la estación de trabajo con etanol al 70% y cubre la zona con una cubierta absorbente (o usa una campana de flujo estéril).
- Coloque la aguja del catéter en una jeringuilla vacía de 1 ml (TB o tuberculina). Corta un tramo de parafilm de 1 pulgada cuadrada y pon un poco de lubricante quirúrgico (aproximadamente del tamaño de una moneda de diez centavos) encima.
NOTA: Se utilizan dos agujas diferentes para la deposición del catéter y para el inóculo, con el fin de minimizar la inoculación accidental debido a la manipulación mecánica necesaria para la implantación del catéter. Esto también permite la comodidad de preparar menos agujas de inoculación. - Anestesiar ratones C57BL/6 colocándolos en un tarro de cristal de 32 onzas que contiene una bola de infusor de té con bolas de algodón remojadas en 3 ml de isoflurano o una cámara de vaporizador (siguiendo el protocolo del fabricante) hasta que estén inconscientes pero respirando normalmente (1 respiración/segundo).
- Luego coloca el ratón boca arriba sobre una toalla de papel y abre las patas. Cubrir la nariz del ratón con un cono nasal o un tubo cónico de 50 ml con bolas de algodón que contengan una pequeña cantidad (aproximadamente 1-2 ml) de isoflurano.
PRECAUCIÓN: El isoflurano es un anestésico inhalable. Úsalo en un lugar bien ventilado y minimiza la inhalación por parte del investigador. - Palpa suavemente la vejiga para inducir la micción y asegurar que la vejiga esté vaciada. Limpia la zona periuretral con una toallita 100% etanol.
- Desinfecta la zona periuretral con una solución de povidona-yodo al 10% utilizando un aplicador de punta de algodón. Aplica primero la aguja/jeringuilla de inoculación, apuntando primero, en el lubricante quirúrgico.
NOTA: El yodo de povidona se utiliza para la implantación de catéteres, que es una solución aséptica más fuerte que el alcohol. La implantación del catéter requiere más manipulación mecánica para insertar el catéter y, por tanto, tiene un mayor potencial de contaminación. - Introduce el catéter en la abertura uretral. Una vez dentro, usa pinzas para empujar la pieza (de 7 mm PE10) hacia la vejiga, empujando así el catéter pequeño (de silicona de 5 mm) y depositándolo en la vejiga. Retira la aguja, con el tubo de 7 mm aún conectado, inmediatamente.