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Artículo de método

Xenoinjerto de tumor en cápsula renal: una técnica para generar un modelo animal experimental para evaluar la carcinogénesis prostática

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30 de abril de 2023

En este artículo

Resumen

Fuente: Nicholson, T. M. et al. Xenoinjerto de cápsula renal e implantación de pellets subcutáneos para la evaluación de la carcinogénesis prostática y la hiperplasia prostática benigna. J. Vis. Exp. (2013)

En este video, demostramos la implantación de injertos de tejido de cáncer de próstata de origen humano en la cápsula renal de un ratón receptor inmunocomprometido. Esta técnica se puede utilizar para evaluar la progresión tumoral y desarrollar nuevas estrategias terapéuticas.

Protocolo

Todos los procedimientos que involucran modelos animales han sido revisados por el comité institucional local de cuidado de animales y la junta de revisión veterinaria de JoVE.

1. Procedimiento quirúrgico: Xenoinjerto de cápsula renal

  1. Antes de la inducción de la anestesia, observe al ratón para garantizar la salud y el bienestar.
  2. Coloque el ratón en la cámara para la inducción de anestesia con isoflurano al 3-5%. Cuando el animal haya dejado de moverse y la frecuencia respiratoria haya disminuido, transfiéralo al cono de la nariz en posición prona y mantenga la anestesia al 1-3%.
  3. Si es necesario, use maquinillas para afeitar la parte posterior del mouse. Esto no es necesario cuando se utilizan ratones desnudos atímicos (nu/nu).
  4. Aplique una presión firme a la membrana del retropié extendido para evaluar la idoneidad de la anestesia. Si el ratón responde a la presión, se necesita más tiempo para que la anestesia haga efecto. Si es necesario, ajuste ligeramente el flujo de anestesia para lograr una anestesia adecuada.
  5. Cuando el ratón esté adecuadamente anestesiado, desinfecte el sitio quirúrgico con una solución de yodo quirúrgico (Betadine) seguida de alcohol al 70%.
  6. Use guantes y batas estériles; aplique paños estériles en el sitio quirúrgico. Levante la piel de la espalda con un par de pinzas dentadas y, con las tijeras gruesas, haga una incisión de 2-3 cm en la línea media dorsal.
  7. Con unas tijeras romas o una sonda, separe la dermis subyacente de la pared corporal (a ambos lados de la incisión para el injerto bilateral o en un lado para el injerto unilateral).
  8. Vuelva a colocar el ratón en posición lateral e identifique la ubicación del riñón observando el perfil renal a través de la pared muscular. La aplicación de una suave presión manual con el pulgar y el índice sobre el abdomen puede ayudar a visualizar los órganos internos.
  9. Con unas tijeras finas para el iris y teniendo cuidado de evitar los vasos principales y los nervios espinales, haga una incisión de 1 cm en la pared del cuerpo paralela a la columna vertebral. Amplíe esta incisión a 1,5-2,0 cm (un poco más larga que el eje largo del riñón) abriendo suavemente las tijeras después de colocarlas en la incisión inicial.
  10. Exteriorice el riñón aplicando una presión suave fuera de la pared muscular a ambos lados del riñón con el dedo índice y el pulgar. Mete los bordes de la piel por debajo del riñón exteriorizado, que descansará sobre la pared del cuerpo. Mientras el riñón está exteriorizado, se mantiene la hidratación de la cápsula renal mediante la aplicación de solución salina estéril.
  11. Con unas pinzas finas #5, levante suavemente la cápsula renal del parénquima del riñón y, con un bisturí fino, haga una incisión de 2-4 mm en la cápsula. El tamaño de la incisión está determinado por el tamaño del injerto, pero debe minimizarse para mantener la integridad de la cápsula.
  12. Manipule una pipeta Pasteur de vidrio que ha sido estirada delgada y pulida al fuego con un extremo cerrado redondeado debajo de la cápsula tangencial a la superficie del riñón. Abra suavemente un pequeño bolsillo de cápsula para los injertos, teniendo mucho cuidado de no dañar el parénquima renal.
  13. El borde cortado de la cápsula renal se levanta con las pinzas finas y el injerto se inserta en el bolsillo debajo de la cápsula utilizando la pipeta de vidrio pulido al fuego. Se pueden colocar varios injertos debajo de la cápsula renal y espaciarlos uniformemente en la superficie del riñón.
  14. Si durante el curso del injerto la cápsula se deshidrata, debe humedecerse aplicando solución salina estéril.
  15. Una vez finalizado el injerto, levante suavemente los lados de la incisión de la pared muscular para volver a colocar el riñón en la cavidad corporal. Observe que los injertos no se salgan de debajo de la cápsula.
  16. Cerrar la pared muscular con una sola sutura (4-0, sutura de vicril FS-2). El procedimiento quirúrgico se puede repetir en el riñón contralateral reposicionando el ratón.
  17. Con pinzas dentadas, alinee los bordes de la incisión en la piel y aplique 2-3 clips quirúrgicos para heridas quirúrgicas para cerrar la incisión. Administrar analgesia (utilizamos 5-10 mg/kg de carprofeno mediante inyección subcutánea) y colocar al ratón en posición lateral recostada en la jaula de recuperación. Asegure el mantenimiento de la temperatura corporal con el calor de una lámpara o almohadilla térmica. Observe la recuperación completa del ratón, que debería ocurrir en menos de 15 minutos.
  18. Los ratones deben ser observados durante las próximas 24 horas para detectar signos de dolor postoperatorio, sangrado y/u otras complicaciones. Inspeccione regularmente las incisiones quirúrgicas en busca de signos de infección.
  19. Retire los clips para heridas con el dispositivo de extracción de clips quirúrgicos de 7 a 14 días después de la cirugía.

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Divulgaciones

No se han declarado conflictos de interés.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Bata quirúrgica estérilSuministro veterinario del Medio Oeste350.79866.2
Mascarilla quirúrgicaSuministro veterinario del Medio Oeste350.50111.2
Guantes estériles Kimberly Clark 55092
Cortaheridas Reflex F.S.T. 12031-09Corresponde con el tamaño del clip enrollado
Sutura Vicryl Suministro veterinario del Medio Oeste295-92100.2 4-0, FS-2, Reabsorbible
Tijeras rectas afiladas/romas Herramientas Científicas Finas (F.S.T.)14054-13
Pinzas de Graefe (dentadas, dentadas, curvas)F.S.T.11055-10
Vaporizador de isoflurano Supera Anesthesia InnovVAP3000
Cámara de inducción Supera Anesthesia InnovRES644
Pippets de vidrio Pasteur Fisher CientíficoS670505" de largo
Pinzas de Graefe (dentadas, curvas) F.S.T.11052-10
Pinzas de Graefe (dentadas, rectas)F.S.T.11050-10
Betadine Webster Veterinaria07-836-3379
Solución salina estérilSuministro veterinario del Medio Oeste193.74504.3 NaCl 0.9%, Inyectable
Aplicador de punta de algodón Suministro veterinario del Medio Oeste001.06220.2
Pinzas para heridas Braintree Científico ACS CSPuede usar clips de 7 mm o 9 mm
Isoflurano Suministro veterinario del Medio Oeste193.33161.3
Microscopio de disección Leica L2
Cono de nariz de ratones pequeños Supera Anesthesia Innov ACC526
Caudalímetro de oxígeno Supera Anesthesia Innov OXY660
Removedor de clips F.S.T. 12033-00 universal

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