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Artículo de método

Registro de la actividad neuronal en ratones que se mueven libremente mediante fotometría de fibra

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8 de julio de 2025

En este artículo

Resumen

Fuente: Martianova, E., et al. Fotometría multifibra para registrar la actividad neuronal en animales que se mueven libremente. J. Vis. Exp. (2019).

Este video muestra un método para registrar la actividad neuronal en un ratón que se mueve libremente utilizando fotometría de fibra. En este método, las neuronas de una región específica del cerebro expresan un indicador de calcio codificado genéticamente. Se aplica un estímulo a esta región del cerebro y se mide el cambio dependiente del estímulo en la fluorescencia para identificar la actividad neuronal.

Protocolo

Todos los procedimientos que involucran modelos animales han sido revisados por el comité institucional local de cuidado de animales y la junta de revisión veterinaria de JoVE.

1. Alineación de la trayectoria óptica entre la cámara CMOS (semiconductor de óxido metálico complementario) y el latiguillo individual o ramificado

  1. Afloje todos los tornillos del traductor de 5 ejes (Figura 1B).
  2. Atornille el cable de conexión (Figura 1B) al adaptador [SMA (subminiatura A) o FC (conector de fibra óptica)] que está fijado al traductor de 5 ejes.
  3. Encienda la luz de excitación de 470 nm (Figura 1B) a baja potencia (100 μW) y coloque la punta del cable de conexión apuntando a un portaobjetos de plástico autofluorescente. Esto no tiene ninguna relación con las grabaciones futuras, sino que es únicamente para visualizar el proceso de alineación.
  4. Grabe desde la cámara CMOS (Figura 1B) en modo en vivo. Aumente la ganancia o ajuste la tabla de búsqueda (LUT) hasta que la imagen no esté completamente negra. El punto es poder ver una imagen en el punto focal del objetivo (Figura 1B).
  5. Haga avanzar el traductor de 5 ejes hacia el objetivo, asegurándose de que la luz de 470 nm esté centrada en la fibra en el extremo SMA o FC del cable de conexión hasta que se pueda resolver una imagen en la cámara.
  6. Ajuste los ejes X e Y hasta que la imagen esté centrada y bien resuelta.
  7. Visualice la luz emitida por el extremo de la férula del cable de conexión. Debe aparecer como un círculo isótropo. Si se utiliza un latiguillo ramificado, la cantidad de luz emitida en los extremos de la férula de cada latiguillo debe ser similar. Si el círculo no es isótropo o la luz emitida es desigual, ajuste el traductor de 5 ejes en el eje X-Y.

>2. Configuración de ROIs alrededor de las fibras para la medición de la intensidad fluorescente media

  1. Enciende todas las luces de excitación para visualizar mejor las fibras. Ajuste la ganancia de la cámara para que no haya píxeles saturados y haya una imagen clara de las fibras.
  2. Graba en vivo o toma una imagen preliminar.
  3. Dibuje los ROI alrededor de las fibras y guárdelos para medir los valores de intensidad media durante las grabaciones (Figura 1A).
  4. En el caso de varias grabaciones de fibra, pruebe la independencia de las señales.
    1. Grabación en vivo desde todas las fibras.
    2. Apunte una fibra hacia una fuente de luz y golpee con un dedo. Las grandes fluctuaciones deben ocurrir únicamente en ese canal (fuga aceptable 1:1000).
    3. Si las señales no son independientes, vuelva a dibujar ROI más conservadores y repita la prueba de independencia.
  5. Para etiquetar y rastrear qué ROI corresponde a qué fibra, cinta adhesiva de color o esmalte de uñas se puede aplicar al final de las fibras. Tome una foto antes del inicio de cualquier experimento como recordatorio secundario.

3. Configuración de la arena de grabación

  1. Cuelgue el cable de conexión sobre la arena con soportes, abrazaderas o soportes.
  2. Asegúrese de que el animal pueda moverse libremente por toda la arena, sin inhibiciones por la longitud de la fibra.
  3. Si se utiliza una caja operante o un campo abierto, asegúrese de que el cable de conexión pueda llegar al animal con una flexión mínima. Si esto requiere un pinchazo en la nariz, asegúrese de que haya suficiente espacio por encima de la cabeza para evitar que la fibra se doble. Evite doblar o torcer excesivamente el cable de conexión.

>4. Grabaciones in vivo

  1. Inspeccione visualmente el extremo distal de las fibras del cordón de conexión a ojo y con un microscopio de minifibra. Si la superficie de las fibras está rayada, vuelva a pulir las fibras con una película de pulido/lapeado de fibras con grano fino (1 μm y 0,3 μm).
  2. Limpie los extremos distales del latiguillo con etanol al 70% y un aplicador de punta de algodón.
  3. Limpie las cánulas de fibra óptica con etanol al 70% y un aplicador de punta de algodón.
  4. Conecte el extremo de la férula del cable de conexión a la fibra implantada mediante un manguito dividido de cerámica cubierto con un tubo retráctil negro. Asegúrese de que el manguito esté apretado durante la conexión. De lo contrario, utilice una nueva funda.
    nota: Si hay algún espacio entre la férula del cable de conexión y el implante, habrá una gran pérdida de señal y las grabaciones no funcionarán.
  5. Permita que el animal se recupere durante unos minutos antes del inicio de las pruebas de comportamiento.
  6. Comience a grabar la señal óptica y ejecute el experimento.
  7. Mientras graba, vigile cuidadosamente el seguimiento en vivo para garantizar grabaciones de calidad. Se espera que la señal disminuya rápidamente en función del tiempo en los primeros 2 minutos de grabación. Este efecto es causado por el decaimiento del LED mediado por el calor, por lo que el aumento de calor aumenta la resistencia del elemento óptico.
  8. Si se produce un salto en la señal que excede la cinética de encendido/apagado de GCaMP, esto a menudo indica que el manguito no está lo suficientemente apretado y que el espacio entre el cable de conexión y el implante está cambiando. En este caso, detenga el experimento y vuelva a conectar al animal con una funda nueva.

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Resultados

figure-results-1
Figura 1: Esquema de fotometría de fibra. (A) La luz de excitación de dos LED (410 nm y 470 nm) pasa a través de una serie de filtros y espejos dicroicos y produce un punto de excitación a la distancia de trabajo del objetivo 20x. La luz pasa a través de un solo cable de conexión o fibras agrupadas (para grabaciones en múltiples sitios) conectadas a las cánulas implantadas. La fluorescencia emitida e...

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Divulgaciones

No se han declarado conflictos de interés.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Tornillo de cabeza de acero inoxidable de 1/4"-20, 1" de largoThorlabsSH25S100
Tornillo de cabeza de acero inoxidable de 1/4"-20, 1/2" de largoThorlabsSH25S050
Tornillo de cabeza de acero inoxidable de 1/4"-20, 3/8" de largoThorlabsSH25S038
1000 μm, 0,50 NA, SMA-SMA
Cable de conexión de fibra
ThorlabsM59L01
Poste óptico de 12,7 mmThorlabsTR30/M
Soporte de poste de pedestal de 12,7 mmThorlabsPH20EM
Fuente de alimentación de 15 V, 2,4 A con
Conector jack de 3,5 mm para T-Cube
ThorlabsKPS101
Objetivo 20xThorlabsRMS20X
Cubo de jaula de 30 mm con montaje de filtro dicroicoThorlabsCM1-DCH/M
LED de 405 nmLentes dóricasCLED_405
Filtro de paso de banda de 410 nmThorlabsFB410-10
465 millas náuticas. LedLentes dóricasCLED_465
Filtro de paso de banda de 470 nmThorlabsFB470-10
Filtro de paso de banda de 560 nmSemrockFF01-560/14-25
LED de 560 nmLentes dóricasCLED_560
Montura cinemática de 5 ejesThorlabsK5X1
Doblete acromáticoThorlabsAC254-035-A-ML
Adaptador para colimador 405ThorlabsAD11F
Adaptador para colimador ajustableThorlabsAD127-F
Placa de pruebas de aluminioThorlabsMB1824
Horquilla de aprieteThorlabsCF125
Conector de cuboThorlabsCM1-CC
Doble dicroico 493/574SemrockFF493/574-DI01-25x36
Filtro de emisiones para GCaMP6SemrockFF01-535/22-25
Cerramiento con paneles de madera prensada negraThorlabsXE25C9
Tapa de extremo roscada externamente SM1 para mecanizadoThorlabsSM1CP2M
Portafiltro de tubo de lente SM1 de cambio rápidoThorlabsSM1QP
Colimador fijo para luz de 405 nmThorlabsF671SMA-405
Colimador fijo para luz de 470 y 560 nmThorlabsF240SMA-532
Filtro de emisiones verdeSemrockFF01-520/35-25Divisor de haz de luz
Cámara CMOS USB 3.0 de alta resoluciónThorlabsDCC3260M
Divisor de haz de luzNeurofotometríapartir
Espejo dicroico de paso largo, corte de 425 nmThorlabsDMLP425R
Espejo dicroico de paso largo, corte de 495 nmSemrockFF495-DI03
Cemento dental MetabondC&B
Cable M8 - M8Lentes dóricasCable_M8-M8
Cánulas de fibra ópticaLentes dóricasEs necesario especificar que estos se utilizarán para experimentos de fotometría que requieran baja autofluorescencia
Latiguillos de fibra ópticaLentes dóricasEs necesario especificar que estos se utilizarán para experimentos de fotometría que requieran baja autofluorescencia
Filtro de emisión rojoSemrockFF01-600/37-25Divisor de haz de luz
T7 LabJackLabJack
Controlador LED T-cubeThorlabsLEDD1B
Cable de E/S USB 3.0, Hirose 25, para DCC3240ThorlabsCABINA-DCU-T3

Etiquetas

Registro de la actividad neuronalindicador de calcio codificado genéticamenteárea hipotalámica lateralhabénula lateralestímulo de ráfaga de airemedición de la fluorescenciacánula de fibra ópticaimagen de calcio