Inducción de una hemorragia subaracnoidea en un modelo de ratón mediante perforación endovascular

Resumen

Fuente: Liu, S., et al. Modelo de perforación endovascular para hemorragia subaracnoidea combinada con resonancia magnética (RM).J. Vis. Exp. (2021).

El video muestra la inducción de hemorragia subaracnoidea a través de la perforación endovascular en un modelo de ratón. Se realiza una incisión en la región del cuello del ratón anestesiado para acceder a la arteria carótida común y su bifurcación. Se inserta un filamento a través de las arterias para perforar una rama de la arteria intracraneal, induciendo una hemorragia subaracnoidea.

Protocolo

Todos los procedimientos que involucran modelos animales han sido revisados por el comité institucional local de cuidado de animales y la junta de revisión veterinaria de JoVE.

1. Preparación animal

1. Inducir la anestesia inyectando ketamina (70 mg/kg) y xilacina (16 mg/kg) por vía intraperitoneal. Mantener la temperatura corporal normal, contribuyendo a la inducción rápida de la anestesia profunda. Pruebe la sedación adecuada con un estímulo doloroso, como un pellizco en el dedo del pie, y verifique la ausencia de una reacción.
2. Afeitar cuidadosamente el vello del cuello del ratón con una navaja, limpiarlo con etanol al 70% seguido de betadina/clorhexidina y aplicar lidocaína al 1% en la superficie de la piel para controlar el dolor local.
3. Coloque el ratón en posición supina. Use cinta adhesiva para fijar las extremidades y la cola, estirando suavemente la piel del cuello hacia el lado opuesto de la cirugía. Al mismo tiempo, eleve ligeramente el cuello.
4. Use ungüento oftálmico (por ejemplo, dexpantenol al 5%) para prevenir la deshidratación de los ojos durante la operación.

2. Inducción SAH

1. Abra la piel del cuello con un bisturí estéril, desde la barbilla hasta el borde superior del esternón (1,5 cm), y separe sin rodeos las glándulas salivales del tejido conectivo circundante.
2. Separe el grupo muscular a lo largo de un lado [en este caso, el lado derecho] de la tráquea, exponiendo la vaina de la arteria carótida común (CCA) cubierta de vasos sanguíneos y vénulas nutritivas. El CCA y los nervios se encuentran muy cerca uno del otro.
3. Disociar el CCA y dejar libre un 8-0 sutura de seda alrededor de la CCA sin ligarla previamente. Preste atención a la protección del nervio vago, ya que se daña fácilmente (Figura 1A).
4. Una triple bifurcación de la CCA, la arteria carótida interna (ACI) y la arteria carótida externa (ECA) es visible a lo largo del tercio posterior inferior de la diástasis. Diseccionar el extremo distal del ECA y ligar el vaso dos veces más distalmente posible.
5. Desconecte el ECA en el punto medio del segmento dos veces ligado, creando un muñón vascular.
6. Organice previamente una ligadura para el filamento alrededor del muñón ECA, no lo cierre hasta que la inserción del filamento sea exitosa.
7. Utilice una sutura o un microclip para ocluir temporalmente el ACI y el ACC (Figura 1B).
8. Haga una pequeña incisión (aproximadamente la mitad del diámetro del ECA) en el ECA con unas tijeras microvasculares. Inserte un filamento prolene 5-0 (alternativamente 4-0) en el ECA y avancelo en el CCA.
9. Cierre ligeramente la ligadura en el ECA mientras afloja el microclip en el ICA y el CCA (Figura 1C).
10. Tire suavemente del filamento hacia atrás y ajuste el muñón ECA en la dirección craneal, invaginando el filamento a través de la bifurcación en el ICA (Figura 1D).
11. Apunte la punta del filamento medialmente en un ángulo de ~30° con respecto a la línea media traqueal y de ~30° con respecto al plano horizontal. Empuje el filamento hacia adelante dentro del ICA. Después de llegar a la bifurcación de la arteria cerebral anterior (ACA)-arteria cerebral media (ACM), se encuentra resistencia (~9 mm).
12. Avanza el filamento 3 mm más, perforando el ACA derecho. Retire rápidamente el filamento al muñón ECA, permitiendo el flujo sanguíneo hacia el espacio subaracnoideo.
13. Mantenga el filamento en esta posición durante unos 10 s (Figura 1E). La presencia de temblores musculares, miosis ipsilateral, dificultad para respirar, alteración del ritmo cardíaco e incontinencia urinaria pueden ser pruebas de apoyo de una cirugía exitosa.
14. Cierre temporalmente el CCA para evitar la pérdida excesiva de sangre. Saca el filamento al instante y liga el ECA con la sutura predispuesta. Vuelva a abrir el ACC y permita la reperfusión y un mayor derrame de sangre en el espacio subaracnoideo (Figura 1F).
15. Después de comprobar si hay fugas de sangrado, desinfecte la piel que rodea la herida para prevenir infecciones cutáneas postoperatorias y sutura la herida con una sutura de fibra de poliéster 4-0 no absorbible.
16. Coloque el ratón en una caja térmica hasta que recupere la conciencia. Espere hasta que el animal esté completamente despierto y asegúrese de que haya recuperado la conciencia suficiente para mantener la decúbito esternal. No devuelva los animales a la compañía de otros ratones hasta que estén completamente recuperados.
17. Administrar 200-300 mg/kg de paracetamol de peso corporal para el alivio del dolor postoperatorio.
18. Revise a los ratones diariamente después de la cirugía.

Resultados

Figura 1: Imágenes paso a paso de la técnica quirúrgica.(A) Representación de la anatomía expuesta de la arteria carótida derecha: se identifica el ACC y su bifurcación en ACI y ACE, así como las pequeñas ramas del ACE (OA y STA). (B) El ECA se moviliza desde el tejido circundante y se liga con dos suturas antes de cortarlo. Es necesario colocar una tercera ligadura ...

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo

Nombre	Empresa	Número de catálogo	Comentarios
Crema para el contorno de ojos	Bayer	815529836	Bepanthen
Sutura de ligadura (5-0)	Smi		Seda negro USP
Fuente de luz para microscopio	Zeiss	CL 6000 LED
ketamina	CP-farmacéutica	797-037	100 mg/mL
Paracetamol (40 mg/mL)	bene Arzneimittel	4993736
Filamento de prolene (5-0)	Erhicon	EH7255
navaja	Wella	HS61
Instrumental quirúrgico (tijeras finas)	FST	14060-09
Instrumento quirúrgico (pinzas#1)	AESCULAP	FM001R
Instrumento quirúrgico (pinzas #2)	AESCULAP	FD2855R
Instrumento quirúrgico (pinzas #3)	Hammacher	HCS 082-12
Instrumento quirúrgico (portaagujas)	FST	91201-13
Instrumental quirúrgico (Tijeras de resorte Vannas)	FST	15000-08
Microscopio quirúrgico	Zeiss	Stemi 2000 C
Sutura hiriente(4-0)	Erhicon	CB84D
Xylavet	CP-farmacéutica	797-062	20 mg/mL