Inducción de accidente cerebrovascular trombótico a través de hipoxia e isquemia en un modelo de ratón

Resumen

Fuente: Sun, Y. Y., et al., Un modelo de accidente cerebrovascular trombótico basado en hipoxia-isquemia cerebral transitoria. J. Vis. Exp. (2015).'

Este video muestra el procedimiento de replicar un accidente cerebrovascular trombótico en un modelo de ratón mediante el bloqueo de la arteria carótida común derecha y la exposición del ratón a un entorno con poco oxígeno. Este proceso reduce el flujo de sangre y oxígeno al cerebro, lo que provoca la formación de coágulos sanguíneos y daño cerebral.

Protocolo

Todos los procedimientos que involucran modelos animales han sido revisados por el comité institucional local de cuidado animal y la junta de revisión veterinaria de JoVE.

1. Configuración

1. Prepare la cama quirúrgica sobre una almohadilla térmica conectada a una bomba de calor a 37 °C durante al menos 15 minutos antes de la cirugía. Coloque un rollo de cuello con el cilindro de una jeringa de 3 ml en la cama quirúrgica. Prepare el gas anestésico con isoflurano al 2% en aire medicinal.
2. Prepare pinzas esterilizadas en autoclave, tijeras, microagujas, un hemostático, hisopos de algodón y suturas. Además, prepare pegamento para pañuelos y ungüento para los ojos.
3. Configure el sistema de hipoxia y los controladores de temperatura con una lámpara de calefacción y una sonda rectal. Prepare gas hipoxia con isoflurano al 2% en O₂ equilibrado al 92.5% N₂.
4. Una hora antes de la cirugía, los ratones se analgésicos mediante una inyección subcutánea de un Meloxicam de liberación lenta (4,0 mg/kg).

2. Hipoxia-isquemia cerebral transitoria (Figura 1B)

1. Anestesiar ratones machos C57BL/6 de 10-13 semanas de edad que pesan de 22 a 30 g en la cámara de inducción de anestesia con isoflurano al 3% hasta que el animal no responda al apretón del pie, y luego eliminar el vello del cuello derecho con una afeitadora electrónica.
2. Coloque ratones en el lecho quirúrgico conectado con isoflurano al 2% en aire medicinal a un caudal de 2 L/min. Las extremidades delanteras aseguradas estiradas a lo largo del cuello se enrollan a los lados con cinta médica.
3. Limpie el sitio quirúrgico para la incisión con betadine seguido de alcohol y luego hisopos de algodón.
4. Bajo un microscopio de disección, haga una incisión de 0,5 cm en el cuello uterino derecho con pinzas rectas y microtijeras a unos 0,2 cm de distancia lateral de la piel de la línea media.
5. Use un par de pinzas finamente dentadas para separar la fascia y el tejido para exponer la arteria carótida común derecha (RCCA). Separe cuidadosamente el RCCA del nervio vago con un par de pinzas finas y lisas.
6. Nudo vivo dos suturas de seda 5-0 precortadas (desmoldables) en el RCCA, y luego cose la piel usando suturas de monofilamento de nylon 4-0 (Figura 1C).
7. Aplique ungüento para los ojos en ambos ojos para prevenir la sequedad.
8. Transfiera rápidamente a los ratones al sistema de hipoxia y coloque sus narices y bocas en una mascarilla facial con isoflurano al 2% en O₂ a un caudal de 0,5-1 L/min durante 30 min.
   1. Durante la hipoxia, utilice controladores de temperatura con lámparas de calefacción para controlar la temperatura rectal a 37,5 ± 0,5 °C. Controle la frecuencia respiratoria a 80-120 respiraciones/min. Mantener la temperatura corporal por encima de 37 °C durante la hipoxia es importante para crear un infarto cerebral consistente. La frecuencia respiratoria baja generalmente ocurre después de 20 minutos de hipoxia. Quítese la mascarilla y permita el suministro normal de aire si la frecuencia respiratoria cae por debajo de 40. Esto tarda de 1 a 2 minutos y no cuenta para la duración de la hipoxia de 30 minutos

Resultados

Figura 1: Procedimiento de insulto transitorio de hipoxia-isquemia cerebral (tHI) en ratones adultos. (A) La tríada de Virchow que impulsa la trombosis incluye la estasis del flujo sanguíneo, la lesión endotelial y la hipercoagulabilidad de la sangre. (B) Un diagrama esquemático del procedimiento de ictus tHI. Se ataron dos nudos liberables en la arteria carótida común derecha (ACC), y se administró ...

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo

Nombre	Empresa	Número de catálogo	Comentarios
Ratones machos adultos	Río Charles	C57BL/6	10~13 semanas de edad (22~30 g)
Sistema móvil de anestesia para animales de laboratorio	VetEquip	901807	Anestesia
Tanque de aire medicinal (comprimido)	Airgas	UN1002	Anestesia
Isoflurano	Piramal Healthcare	NDC 66794-013-25	Anestesia
Sistema de anestesia para animales de laboratorio multiestación	Surgivet	V703501	Sistema de hipoxia
7.5% O2 equilibrado por 92.5% tanque de N2	Airgas	UN1956	Sistema de hipoxia
Controlador de temperatura con lámpara de calefacción	Cole Parmer	EW-89000-10	Controladores de temperatura
Sonda rectal	Cole Parmer	NCI-00141PG	Controladores de temperatura
Microscopio de disección	Olimpo	SZ40	Montaje quirúrgico
Bomba de calor con almohadilla térmica	Gaymar	TP700	Configuración quirúrgica
Pinzas curvas finas (dentadas)	FST	11370-31	Instrumental quirúrgico
Pinzas curvas finas (lisas)	FST	11373-12	Instrumental quirúrgico
micro tijeras	FST	15000-03	Instrumental quirúrgico
micro portaagujas	FST	12060-01	Instrumental quirúrgico
Hemostáticos de Halsted-Mosquito	FST	13008-12	Instrumental quirúrgico
5-0 Sutura de seda	Aparato de Harvard	624143	Suministros quirúrgicos
4-0 Sutura de monofilamento de nylon	MIRAR	766B	Suministros quirúrgicos
Pegamento para tejidos	Laboratorios Abbott	NC9855218	Suministros quirúrgicos
Puralube Vet ungüento	Pescador	NC0138063	Prevención de la sequedad ocular