1. Siembra de células endoteliales
1. Obtener cultivos primarios de RBMECs de ratas Sprague Dawley adultas (u obtenerlos comercialmente).
2. Cultive RBMEC en placas de Petri recubiertas de fibronectina de 100 cm (50 μg/ml) utilizando el medio de crecimiento de células endoteliales del cerebro de rata. Cambie el medio cada dos días hasta que se alcance la confluencia.
3. Al alcanzar el 80-90% de confluencia, lavar suavemente las células con 5 ml de solución salina tamponada con fosfato (PBS) mediante remolino. A continuación, las células se desprenden exponiéndolas a 1 ml de solución tibia de tripsina-etilendiaminotetraacético (EDTA) al 0,25%, equilibrada a 37 °C.
4. Incubar las células a 37 °C durante 2-5 min hasta que las células se desprendan y se dispersen. NOTA: Golpee la placa de cultivo para separar las células. Observe las células bajo el microscopio para confirmar el desprendimiento completo de las células de la superficie de la placa.
5. Agregue 5 ml de medio completo a la placa de Petri para neutralizar la tripsina. Pipetear el medio que contiene las células desprendidas y recogerlo en un tubo de centrífuga de 15 ml.
6. Centrifugar el medio que contiene células endoteliales a 220 x g durante 5 min.
7. Aspirar el sobrenadante y conservar las células que contienen el pellet. Suspenda el gránulo en 3-5 ml de medio de crecimiento de células endoteliales frescas de cerebro de rata mezclándolo suavemente hacia arriba y hacia abajo con una pipeta. A continuación, se contarán las células utilizando un contador de células automatizado o un hemocitómetro.
8. Transfiera la suspensión celular a un sistema de portaobjetos de 8 pocillos prerrecubierto con fibronectina (50 μg/ml), 0,7 cm/pocillo con una densidad de siembra que oscila entre 10.000 y 15.000 células por pocillo. Hacer crecer las células a 37 °C hasta lograr la confluencia NOTA: Para realizar Western blots u otros experimentos, las células se pueden cultivar en placas de cultivo celular de 10 cm o en placas especiales según lo requiera el experimento.
2. Modelo in vitro de privación-reoxigenación de oxígeno y glucosa
1. Utilice el sistema de cultivo celular de hipoxia para estudiar los efectos de OGD-R en los RBMEC (ver Figura 1). Configure y calibre el sistema de cultivo celular de hipoxia antes de comenzar el experimento, de acuerdo con las instrucciones del fabricante.
2. Retire los portaobjetos de la cámara confluente (paso 1.8) de la incubadora a 37 °C. Reemplace el medio completo en el portaobjetos de la cámara con medio de águila modificado (DMEM) desoxigenado, sin glucosa, y se colocó en la cámara de hipoxia con 95% de nitrógeno y 5% de dióxido de carbono durante 2 h a 37 °C, para representar la condición OGD.
3. Traslade las células de vuelta a la incubadora con un 95% de oxígeno, un 5% de dióxido de carbono a 37 °C y provista de medio completo para células endoteliales frescas de cerebro de rata e incube durante 1 hora más a 37 °C.
NOTA: Este paso representa una situación de reoxigenación.