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Artículo de método

Mejora de la preparación y conservación de las rebanadas de hipocampo de un ratón de grabación muy estable y reproducible de la potenciación a largo plazo

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DOI:

10.3791/50483

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26 de junio de 2013

 , 
1Department of Neurosciences, Research Institute for Biosciences, University of Mons

En este artículo

Resumen

En este trabajo se presenta una metodología completa para preparar y conservar In vitro Cortes de hipocampo agudos de ratones adultos. Este protocolo permite la grabación de la potenciación a largo plazo duradera muy estable (LTP) durante más de 8 horas con una tasa de éxito del 95%.

Resumen

Potenciación a largo plazo (LTP) es un tipo de plasticidad sináptica que se caracteriza por un aumento en la fuerza sináptica y cree que está involucrado en la codificación de la memoria. LTP suscitó en la región CA1 de cortes de hipocampo agudos se ha estudiado ampliamente. Sin embargo, los mecanismos moleculares que subyacen a la fase de mantenimiento de este fenómeno son aún poco conocidos. Esto podría deberse en parte a las diversas condiciones experimentales utilizadas por diferentes laboratorios. En efecto, la fase de mantenimiento de la LTP es fuertemente dependiente de los parámetros externos, como la oxigenación, temperatura y humedad. También depende de los parámetros internos como orientación del plano de corte en lonchas y viabilidad rodaja después de la disección.

La optimización de todos estos parámetros permite la inducción de una potenciación muy reproducible y muy estable a largo plazo. Esta metodología ofrece la posibilidad de explorar más a fondo los mecanismos moleculares implicados en el aumento estableen la fuerza sináptica en rebanadas de hipocampo. También destaca la importancia de las condiciones experimentales de investigación in vitro de los fenómenos neurofisiológicos.

Introducción

Hoy en día, hay una comprensión limitada de cómo se almacenan y recuperan en el plano del circuito neuronal recuerdos complejos. Sin embargo, una hipótesis unificadora de almacenamiento de memoria está disponible y ampliamente aceptado: memorias se almacenan como los cambios en la fuerza de las conexiones sinápticas entre neuronas en el sistema nervioso central. Por su parte, la investigación sobre la plasticidad sináptica se ha beneficiado en gran medida a partir de dos grandes descubrimientos. (1) En un experimento seminal, Bliss y Lomo 1, usando el conejo anestesiado intacta, encontraron que la entrega de un breve de alta frecuencia (1 seg, 100 Hz) la estimulación de la vía perforante del hipocampo causó una larga duración (varias horas) el aumento de las conexiones sinápticas relacionadas. Este fascinante fenómeno se llama "potenciación a largo plazo" o LTP por Douglas y Goddard en 1975 2. (2) Posteriormente, se encontró que un fenómeno similar podría ser activado en rodajas de cerebro (0,4 mm) mantenida artificialmente en activo in vitro . La LTP más ampliamente estudiado se observó in vitro mediante la entrega de uno o varios tetani a un haz de axones (los llamados colaterales de Schaffer) durante la grabación del campo de potencial sináptico excitatorio resultante evocado en las neuronas piramidales de la llamada región CA1. Los mecanismos de inducción de LTP en gran medida han sido revelados. Básicamente, un influjo de Ca2 + a través de los receptores de NMDA activa las enzimas con dos consecuencias: una fosforilación de los receptores AMPA (lo que aumenta su eficiencia) y una incorporación de los receptores AMPA supletorias en la membrana postsináptica 3. Por el contrario, los mecanismos de la fase de mantenimiento de la LTP son en gran parte desconocidos, en particular debido a que es experimentalmente mucho más difícil mantener una rebanada saludable para muchas horas de durante 30 a 60 min.

Una gran cantidad de estudios se han dedicado a la comprensión de los mecanismos de LTP y teorías interesantes han sido elaborados durante los años 4-11. Pero sinhasta ahora, los mecanismos moleculares precisos que subyacen en el aumento estable en la fuerza sináptica no se han dilucidado. Esto podría deberse en parte a la dificultad de reproducir los resultados anteriores en distintos laboratorios, utilizando diferentes técnicas para la preparación y el mantenimiento de los cortes de hipocampo. En su documento sobre la metodología, Sajikumar et. Al 12 hizo hincapié en la importancia de las condiciones experimentales para la preparación de rodajas de hipocampo de rata y el registro de LTP estable. En este video se presenta todos los pasos de optimización desarrollados en nuestro laboratorio en los últimos años para poder grabar una LTP muy estable en rodajas de hipocampo de ratón.

Esta optimización se ha realizado a partir de protocolos desarrollados y utilizado con éxito por otros laboratorios que estudian los mecanismos de LTP en ratones y ratas 13 11. Se permite a los investigadores experimentados para inducir y grabar un LTP duración muy larga en ratones adultos con una alta tasa de éxito. El physiological base de la LTP inducida fue comprobado cuidadosamente y demostró 14. En este documento sobre la metodología, se muestra que las modificaciones de las condiciones experimentales, como la temperatura o la oxigenación pueden tener un profundo impacto en el mantenimiento LTP, mientras que el procedimiento de disección puede modificar profundamente rebanadas excitabilidad. También debe hacerse hincapié en que el control preciso de todos estos parámetros requiere una formación de varios meses para los estudiantes novatos.

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Protocolo

Todos los procedimientos con animales se realizaron de acuerdo con los Institutos Nacionales de Salud de los reglamentos para el cuidado y uso de animales en la investigación y con el acuerdo del comité de ética local.

1. Preparación artificial de fluido cerebro-espinal

Los mismos medios de comunicación se utiliza para diseccionar, cortar y perfundir rebanadas (1 ml / min) durante el período de reposo y los registros electrofisiológicos. Este medio está compuesto de 124 mM de NaCl, 4,4 mM de KCl, 26 mM de NaHCO3, 1 mM NaH 2 PO 4, 2,5 mM de CaCl2, 1,3 mM MgSO4 y 10 mM de D-glucosa.

  1. Pesar los diferentes componentes para 2 l de MgSO4 ACSF excepto que ya está en solución (1 M). Usando una solución estándar permite estar seguro de la concentración exacta de Mg 2 + porque MgSO4 en polvo es altamente higroscópico. Ca 2 +: Mg + 2 ratio influye mucho en la inducción y mantenimiento de LTP14 y por lo tanto sus proporciones deben ser siempre respetados.
  2. Poner todos los componentes, excepto CaCl2 en un vaso aforado y llevar a 2 L con agua destilada H 2 O.
  3. Agitar vigorosamente. Cuando todo esté disuelto, añadir carbógeno través de un burbujeador de acuario y tubo conectado al depósito (95% O 2, 5% de CO 2). Espere unos minutos y añadir cloruro de calcio cuando el pH se fija en 7,4 por la acción de tampón de bicarbonato.
  4. Mantenga 600 ml en un plato de cristal rectangular refrigerado y enfriar a 4 ° C con hielo alrededor del plato. Estos medios serán utilizados para la disección hipocampo.
  5. Filtrar el 1400 ml restantes y mantenerse en un erlenmeyer.

2. Preparación del Rig electrofisiológico y el corte de cerebro Cámara de grabación

El circuito de perfusión es de 2 bombas peristálticas, uno bombear fluido fresco de un tanque de reserva y el otro de bombeo de fluidos utilizados en tque la grabación cámara a un bin. Se añade fluido fresco a un sistema de perfusión hecha en casa donde se reoxigene y se calentó antes de llegar a la cámara de grabación de interfaz por gravedad (Figura 1A). La cámara de grabación de interfaz fue diseñada por FST (Herramientas de Bellas ciencia, Vancouver, Canadá, Figura 1B). Rodajas de tejido se colocan en el filtro de red tejida unidos a un anillo bien extraíble y se puede mantener continuamente bajo condiciones de interfaz mediante el ajuste de la altura de la aguja de aspiración así. Un tubo de plástico de fabricación casera bloqueado en su extremo y perforada lateralmente (0,5 mm) se fija a la aguja de aspiración para aumentar la estabilidad de nivel en la cámara. El cabezal de impresión está montado sobre un baño de agua que contiene una piedra de dispersión de gas que ayuda a mantener un ambiente húmedo haciendo pasar aire húmedo a través de los puertos de deflexión en el cabezal de impresión (para disminuir la formación de gotitas de agua). Baño y media temperatura son controlados por la variación continua del nivel de DC th actualáspero una silicona de goma incorporado elemento calentador en el baño de agua. Termistores en el baño de agua y pozos de registro permiten la temperatura de la cámara para ajustar y controlar con precisión en estos sitios.

El sistema de calefacción de la cámara se completa con un sistema de calentamiento global de control de la temperatura de todo el equipo de perforación. El software desarrollado por investigadores de la Universidad de Edimburgo ( www.etcsystem.com ) supervisa e iguala la temperatura del aire oxigenado, la porción del cerebro, los electrodos y la plataforma queda proporcionando un ambiente estable para grabaciones de larga duración (Figura 1C) . La temperatura usada para cortes de hipocampo de ratón es 28 ° C.

  1. Enjuague todo el circuito de perfusión con H2O destilada durante un mínimo de 20 minutos y empezar los sistemas de calefacción.
  2. Iniciar el burbujeo carbógeno en el circuito. Carbogen llega a los caseros a través de tubos de perfusión fvelas Ilter y en el baño de agua por debajo de la cámara de registro. La velocidad de flujo en el baño de agua está controlada por un medidor de flujo. Si el caudal es demasiado lento, el tejido podría llegar a ser hipóxico. A la inversa, si la tasa de flujo es demasiado alta, el gas podría no ser suficientemente calentada y humectada que conduce a secado del tejido. Tasa de flujo de gas de alta también podría aumentar la posibilidad de pulverización de agua sobre el tejido del baño de agua por debajo que conduce a choque osmótico. Esto se puede evitar mediante la adición de bits de malla de nylon (100 micras) en la salida de los puertos de deflexión.
  3. Vaciar el circuito y se llenan de ACSF filtrada.
  4. Coloque el anillo que apoyará el corte en la cámara de retención. Un filtro de red tejida con aberturas de malla que van de 500 a 750 micras se estira y unido al anillo con dos partes de resina epoxi pegamento. El filtro de red tejida está hecha de 87% poliamida y 13% elastano (Panty 15 den). Pegamento se debe aplicar cuidadosamente para evitar la formación de relieves en la superficie del ring.
  5. Retire con cuidado todas las burbujas de aire del circuito.
  6. Ajuste el nivel de ACSF en la cámara de registro con el tornillo de la aguja de aspiración. La velocidad de las bombas peristálticas se ajusta a 1 ml / min para la entrada de la bomba y a 5 ml / min para la salida de la bomba.

El sistema de perfusión se coloca sobre una mesa de vibración-resistente y rígido rodeado por una jaula de Faraday.

3. Preparación de la zona de disección

Los instrumentos quirúrgicos: un bisturí con una hoja # 11, unas tijeras pequeñas estándar disección, tijeras, pinzas de resorte curvas, dos Heidemann espátulas y una cuchara.

Material complementario: una guillotina, una almohadilla inferior, un cortador de tejidos McIlwain con una hoja de afeitar, papel de filtro, una pipeta Pasteur de vidrio con una tetina de goma, 2 Pipetas Pasteur plástico uno de los cuales con una boca ancha, una placa de Petri, un cilindro metálico de 7 mm de diámetro (Figura 2A).

  1. En el plato de disección llena de frío ACSF (preparado en el paso 1), sumerjo una tapa de vidrio refrigerada de una placa de tinción, envuelto en papel de filtro. Retire con cuidado las burbujas de aire y oxigenar la ACSF a través de un burbujeador de acuario (Figura 2A).
  2. Diseñar instrumentos con el fin de uso. Añadir tres capas de papel de filtro en la placa de cortador de tejidos y una nueva hoja de afeitar limpia con agua destilada y éter (Figura 2B). La cuchilla debe ser horizontal cuando toca el papel. Fuerza de la cuchilla se ajusta a la mitad del valor máximo y la velocidad a aproximadamente un tercio del valor máximo.
  3. Atentamente comprobar si todo está listo (instrumentos, temperatura ...) porque no tendrá tiempo después.
  4. Pídale a alguien que rociar la disección con una pipeta Pasteur llena de ACSF frío.
  5. Anestesiar el ratón con IP Nembutal (100 mg / kg) antes de la decapitación. Anestesia con halotano también se puede utilizar. Hemos comparado los dos métodos y obtaINED mismos resultados. Decapitación debe realizarse bajo anestesia pero dislocación cervical también puede ser utilizado. Sin embargo dislocación cervical necesita una muy buena práctica para evitar el sufrimiento de los animales.
  6. Disección de la underpad lo antes posible bajo la ducha continua ACSF frío.

4. La extracción del cerebro

  1. Mientras mantiene todavía la cabeza con el dedo índice y el pulgar de una mano en la boca del cañón, hacer una incisión con las tijeras de disección a lo largo de la mitad de la parte superior de la cabeza de partida en el borde del corte de guillotina y funcionando rostral al hueso frontal .
  2. Cortar a través del músculo cutáneo en cada lado de la cabeza para exponer completamente las placas de cráneo y eliminar los músculos en el lado caudal de la cabeza.
  3. Con las tijeras de disección, corte el músculo temporal en cada lado, a lo largo de la placa temporal, a continuación, cortar las placas frontales en el medio, transversalmente. A continuación, hacer un pequeño corte en el hueso occipital, entre los dos plates.
  4. Para cada lado, cortado en la base caudal de las placas occipitales.
  5. Corte a lo largo de la sutura sagital con unas tijeras de primavera.
  6. Con unas pinzas, retire las mitades de cráneo, mediante la difusión de lejos el uno del otro.
  7. Con el bisturí, cortado transversalmente justo después de que el bulbo olfatorio y justo antes de que el cerebelo entonces sumergirse el cerebro extraído en el plato de disección con ACSF frío.

5. Disección del hipocampo

  1. Una vez que el cerebro está sumergido en el plato de disección, cortar los dos hemisferios de uno al otro con un escalpelo insertado en el centro.
  2. La disección de hipocampo se realiza con espátulas bajo control visual a través de un microscopio quirúrgico binocular (X25, Figura 2A). En uno de los hemisferios, se extendió con cuidado las estructuras para ver el ventrículo lateral. Retirar el tallo cerebral y el diencéfalo. Esto se hace mediante la aplicación de la espátulas en la corteza frontal en un lado y en el diencéfalo en laotro lado. Tenga cuidado de no tocar el hipocampo con espátulas y no estirarlo durante el corte del tejido.
  3. Sever el fondo de saco y luego empuje suavemente el hipocampo de la corteza (removerá), mediante la inserción de una espátula en el ventrículo.
  4. Cuando se extrae el hipocampo, eliminar el exceso de tejido de la corteza y el resto de los vasos sanguíneos.

6. El corte de las rebanadas

  1. Con un plástico de boca ancha pipeta Pasteur, transferir el hipocampo en una cuchara con su superficie hacia arriba Alvear (lado convexo).
  2. Retire el exceso de líquido con una pipeta Pasteur de plástico estándar.
  3. Incline la cuchara verticalmente casi tocando el papel de filtro del helicóptero (Figura 2B) y dejar el hipocampo de la cuchara, tocando rápidamente el papel de filtro y retírese la cuchara.
  4. Orientar el hipocampo y cortarlo transversalmente a 400 micras con el helicóptero (véase la figura 2C para la orientación del hipocampopus con respecto a la hoja de afeitar). Actuar lo más rápidamente posible.
  5. Retire el papel de filtro con el hipocampo en rodajas y se envuelve alrededor del cilindro metálico para difundir las rodajas un poco. Entonces, sin los cortes con chorros de ACSF utilizando un plástico pipeta Pasteur y su recopilación en una placa de Petri llena de ACSF fría estándar.

7. La incubación de las rebanadas de la interfaz de

  1. Seleccionar rebanadas con un plástico pipeta Pasteur estándar y rápidamente colocarlos en la cámara de registro. Rebanadas recuperarse del trauma disección directamente en la cámara de registro, en la interfaz a 28 ° C.
  2. El corte lo más probable fregadero. Baje el nivel de líquido para alcanzar el nivel de macro, y luego elevarlo a hacerlo flotar.
  3. Gire el corte en la posición correcta mientras que la reducción del nivel. Las rebanadas son siempre orientado en la misma forma para facilitar la colocación de los electrodos (2 estimulante y uno electrodos de registro) en la región CA1.
  4. Deténgase cuandoel fluido es en la interfaz. Un "menisco" de los medios de comunicación alrededor de la rebanada es indicativo de un nivel suficiente de medios de comunicación. El filtro de red debe estar saturado con los medios de comunicación, pero no completamente sumergido.
  5. Mantenga la cámara cubierta con papel de filtro colocado sobre la tapa perforada.
  6. Dejar reposar la rebanada durante al menos 1,5 horas a 28 ° C.

8. Grabación de las respuestas sinápticas

  1. Grabación de electrodo: capilares de vidrio se retiró para obtener una resistencia a punta de 2-5 mW cuando se llena de ACSF. Un pequeño trozo de papel de filtro se coloca alrededor de la punta del electrodo y la cera de hueso se aplica en la extremidad para reducir la condensación. Electrodos de estimulación: platino iridio electrodos bipolares de racimo con un diámetro de 12,5 micras se compran a FHC (EE.UU.). Con el cuidado adecuado, cada electrodo se puede utilizar al menos 30 veces (Figura 1B).
  2. La posición de los electrodos en el stratum radiatum de la región CA1, todos los electrodos alineadosarriba (Figura 3A). Los electrodos se bajaron 75 a 150 micras debajo de la superficie de la rebanada con micromanipuladores Narishige. Los dos electrodos de estimulación se colocan para estimular dos paquetes distintos de Schaffer colaterales. Cuando los electrodos se bajan en el sector, filtros de papel son cuidadosamente colocados a su alrededor para cerrar la cámara.
  3. La estimulación bifásica (0,08 mseg duración del pulso por medio de la onda) se lleva a cabo a un voltaje constante con un estimulador Grass conectado a unidades de aislamiento SIU-V. La respuesta máxima se comprueba mediante el aumento de la intensidad del estímulo de 2 V a un máximo de 12 V. EPSP de campo son amplificados 1000 veces con un amplificador de WPI ISO-80 y se filtraron a 10 Hz y 10 kHz. La señal se envía entonces a un PC a través de un Instrumento Nacional convertidor A / D. Estimulación, adquisición y análisis de datos se realizaron con el programa WinLTP ( www.winltp.com ). EPSP de campo se registran al 40% de la amplitud máxima obtenida en una entrada Salidaponer curva. Para cada sector, las laderas fEPSP se normalizaron en contra de la pendiente media en el min 30 anterior LTP inducción.
  4. LTP se activa mediante la aplicación de un solo tren de estimulación (100 Hz) a la fuerza de prueba en una vía, mientras que la segunda vía sirve como un control.

9. La limpieza de la instalación

  1. Enjuague todo el circuito con una solución al 3% de peróxido de hidrógeno (H 2 O 2) por lo menos durante 10 min, luego de drenaje. El circuito se enjuaga cuidadosamente con agua destilada antes de comenzar cualquier experimento. El uso de H 2 O 2 no es absolutamente necesario que otros laboratorios utilizan únicamente agua destilada para limpiar, pero hemos notado la deposición de residuos oscuros en el sistema de tuberías cuando se utiliza sólo agua.
  2. Cambie el agua en el baño de agua por debajo de la cámara de registro.
  3. Baño de los electrodos de estimulación consejos en alcohol durante 5 min.

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Resultados

Esta metodología se ha utilizado para analizar las propiedades de larga duración potenciación a largo plazo inducida en cortes de hipocampo agudos de C57Bl/6J ratones adultos (JANVIER SAS, Francia) 14. Sorprendentemente, la mejora de las condiciones experimentales ha dado lugar a una nueva forma de ver la LTP. Hemos demostrado que aumentan la larga duración en la fuerza sináptica no requiere la síntesis de nuevas proteínas.

Aquí, mostramos que la inducción de LTP depende rebanadas...

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Discusión

Hemos desarrollado en nuestro laboratorio un protocolo resultante de la combinación de los métodos desarrollados y utilizados por otros laboratorios que tienen una gran experiencia en la LTP grabaciones 11,17. Este protocolo está adaptado para adultos hipocampo del ratón y se puede utilizar en animales de cualquier edad y de cualquier genotipo fondo. También permite el análisis de LTP en ratones transgénicos en desarrollo las enfermedades neurodegenerativas como la enfermedad de Alzheimer 18,19.

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Divulgaciones

No hay conflictos de interés declarado.

Agradecimientos

Damos las gracias a Bernard Foucart de asistencia técnica. Este trabajo fue apoyado por el Fondo Belga para la Investigación Científica (FRS-FNRS) y por el Fondo de la Reina Elisabeth de Investigación Médica. Agnès Villers es Investigador Asociado en el Fondo Belga para la Investigación Científica.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Reactivo/Material
NaClSigma - AldrichS7653
NaHCO3Sigma - AldrichS8875
KClSigma - AldrichP9333
D-glucosaSigma - AldrichG7528
NaH2PO4 Sigma - AldrichS9638
MgSO4 1MSigma - Aldrich63126
CaCl2Sigma - AldrichC4901
CarbogenAir Liquide (Bélgica)
CapilaresWPI, Inc. (Reino Unido)TW150-4
Electrodos estimulantesFHC (EE. UU.)CE2B30
Herramientas quirúrgicasFST (Alemania)
Papel de filtro 84 g/m2SartoriusFT-3-105-110
MeshLycra15 den
GlueUHUplus endfest300
Instrumento
AmplificadorWPI, Inc. (UK)ISO-80
Cámara de registro de interfazFST (Alemania)
Bombas peristálticasGilson (EE. UU.)Minipuls 3
Controladorde temperatura Universidad de Edimburgowww.etcsystem.com
Cortadora de tejidosMcllwain
EstimuladoresGrass (USA)S88X + SIU-V
Análisis de programasWinLTPwww.winltp.com
MicromanipuladoresNarishigeMM-3 y MMO-220A
Microscopio quirúrgicoLeica Microsystem
Convertidor A/DInstrumentsNIPCI-6229 Serie
National M

Referencias

  1. Bliss, T. V., Lomo, T. Long-lasting potentiation of synaptic transmission in the dentate area of the anaesthetized rabbit following stimulation of the perforant path. J. Physiol. 232 (2), 331-356 (1973).
  2. Douglas, R. M., Goddard, G. V. Long-term potentiation of the perforant path-granule cell synapse in the rat hippocampus. Brain Res. 86, 205-215 (1975).
  3. Squire, L., Kandel, E. Memory: From mind to molecules. , WH Freeman & Company. New York, New York, USA. (1999).
  4. Nguyen, P. V., Abel, T., Kandel, E. R. Requirement of a critical period of transcription for induction of a late phase of LTP. Science. 265 (5175), 1104-1107 (1994).
  5. Frey, U., Morris, R. G. Synaptic tagging and long-term potentiation. Nature. 385 (6616), 533-536 (1038).
  6. Bortolotto, Z. A., Collingridge, G. L. A role for protein kinase C in a form of metaplasticity that regulates the induction of long-term potentiation at CA1 synapses of the adult rat hippocampus. Eur. J. Neurosci. 12 (11), 4055-4062 (2000).
  7. Migues, P. V., Hardt, O., et al. PKMzeta maintains memories by regulating GluR2-dependent AMPA receptor trafficking. Nat. Neurosci. 13 (5), 630-634 (2010).
  8. Ehlers, M. D., Heine, M., Groc, L., Lee, M. -C., Choquet, D. Diffusional trapping of GluR1 AMPA receptors by input-specific synaptic activity. Neuron. 54 (3), 447-460 (2007).
  9. Vickers, C. A., Dickson, K. S., Wyllie, D. J. A. Induction and maintenance of late-phase long-term potentiation in isolated dendrites of rat hippocampal CA1 pyramidal neurones. J. Physiol. 568 (3), 803-813 (2005).
  10. Fonseca, R. Activity-dependent actin dynamics are required for the maintenance of long-term plasticity and for synaptic capture. Eur. J. Neurosci. 35 (2), 195-206 (2012).
  11. Redondo, R. L., Okuno, H., Spooner, P. A., Frenguelli, B. G., Bito, H., Morris, R. G. M. Synaptic tagging and capture: differential role of distinct calcium/calmodulin kinases in protein synthesis-dependent long-term potentiation. J. Neurosci. 30 (14), 4981-4989 (2010).
  12. Sajikumar, S., Navakkode, S., Frey, J. U. Protein synthesis-dependent long-term functional plasticity: methods and techniques. Curr. Opin. Neurobiol. 15 (5), 607-613 (2005).
  13. Connor, S. A., Wang, Y. T., Nguyen, P. V. Activation of beta-adrenergic receptors facilitates heterosynaptic translation-dependent long-term potentiation. J. Physiol. 589 (17), 4321-4340 (2011).
  14. Villers, A., Godaux, E., Ris, L. Long-lasting LTP requires neither repeated trains for its induction nor protein synthesis for its development. PLoS One. 7 (7), e40823(2012).
  15. Capron, B., Sindic, C., Godaux, E., Ris, L. The characteristics of LTP induced in hippocampal slices are dependent on slice-recovery conditions. Learn. Mem. 13 (3), 271-277 (2006).
  16. Villers, A., Godaux, E., Ris, L. Late phase of L-LTP elicited in isolated CA1 dendrites cannot be transferred by synaptic capture. Neuroreport. 21, 210-215 (2010).
  17. Nguyen, P. V., Kandel, E. R. Brief theta-burst stimulation induces a transcription-dependent late phase of LTP requiring cAMP in area CA1 of the mouse hippocampus. Learn. Mem. 4 (2), 230-243 (1997).
  18. Dewachter, I., Ris, L., et al. Modulation of synaptic plasticity and Tau phosphorylation by wild-type and mutant presenilin1. Neurobiol. Aging. 29 (5), 639-652 (2008).
  19. Dewachter, I., Filipkowski, R. K., et al. Deregulation of NMDA-receptor function and down-stream signaling in APP[V717I] transgenic mice. Neurobiol. Aging. 30 (2), 241-256 (2009).
  20. Mathis, D. M., Furman, J. L., Norris, C. M. Preparation of Acute Hippocampal Slices from Rats and Transgenic Mice for the Study of Synaptic Alterations during Aging and Amyloid Pathology. J. Vis. Exp. (49), e2330(2011).
  21. Kirov, S. A., Sorra, K. E., Harris, K. M. Slices have more synapses than perfusion-fixed hippocampus from both young and mature rats. J. Neurosci. 19 (8), 2876-2886 (1999).
  22. Bourne, J. N., Kirov, S. A., Sorra, K. E., Harris, K. M. Warmer preparation of hippocampal slices prevents synapse proliferation that might obscure LTP-related structural plasticity. Neuropharmacology. 52, 55-59 (2007).
  23. Alger, B. E., Dhanjal, S. S., Dingledine, R., Garthwaite, J., Henderson, G., King, G. L., et al. Appendix: Brain slice methods. Brain Slices. Dingledine, R. , Plenum. New York. 381-437 (1984).
  24. Watson, P. L., Weiner, J. L., Carlen, P. L. Effects of variations in hippocampal slice preparation protocol on the electrophysiological stability, epileptogenicity and graded hypoxia responses of CA1 neurons. Brain Res. 775, 134-143 (1997).
  25. Frey, U., Krug, M., Reymann, K. G., Matthies, H. Anisomycin, an inhibitor of protein synthesis, blocks late phases of LTP phenomena in the hippocampal CA1 region in vitro. Brain Res. 452 (1-2), 57-65 (1988).
  26. Kandel, E. R. The molecular biology of memory storage: a dialogue between genes and synapses. Science. 294 (5544), 1030-1038 (2001).
  27. Fonseca, R., Nägerl, U. V., Bonhoeffer, T. Neuronal activity determines the protein synthesis dependence of long-term potentiation. Nat. Neurosci. 9 (4), 478-480 (2006).
  28. Rudy, J. W. Is there a baby in the bathwater? Maybe: some methodological issues for the de novo protein synthesis hypothesis. Neurobiol. Learn. Mem. 89 (3), 219-224 (2008).
  29. Sharma, A. V., Nargang, F. E., Dickson, C. T. Neurosilence: Profound Suppression of Neural Activity following Intracerebral Administration of the Protein Synthesis Inhibitor Anisomycin. J. Neurosci. 32 (7), 2377-2387 (2012).
  30. Volianskis, A., Jensen, M. S. Transient and sustained types of long-term potentiation in the CA1 area of the rat hippocampus. J. Physiol. 550 (2), 459-492 (2003).
  31. Ris, L., Villers, A., Godaux, E. Synaptic capture-mediated long-lasting long-term potentiation is strongly dependent on mRNA translation. Neuroreport. 20 (17), 1572-1576 (2009).
  32. Abbas, A. -K., Dozmorov, M., et al. Persistent LTP without triggered protein synthesis. Neurosci. Res. 63 (1), 59-65 (2009).
  33. Ho, O. H., Delgado, J. Y., O'Dell, T. J. Phosphorylation of proteins involved in activity-dependent forms of synaptic plasticity is altered in hippocampal slices maintained in vitro. J. Neurochem. 91, 1344-1357 (2004).
  34. Whittingham, T. S., Lust, W. D., Christakis, D. A., Passonneau, J. V. Metabolic stability of hippocampal slice preparations during prolonged incubation. J. Neurochem. 43, 689-696 (1984).
  35. Dunlop, D. S., van Elden, W., Lajtha, A. Optimal conditions for protein synthesis in incubated slices of rat brain. Brain Res. 99, 303-318 (1975).
  36. Taubenfeld, S. M., Stevens, K. A., Pollonini, G., Ruggiero, J., Alberini, C. M. Profound molecular changes following hippocampal slice preparation: loss of AMPA receptor subunits and uncoupled mRNA/protein expression. J. Neurochem. 81 (6), 1348-1360 (2002).
  37. Gruart, A., Munoz, M. D., Delgado-Garcia, J. M. Involvement of the CA3-CA1 synapse in the acquisition of associative learning in behaving mice. J. Neurosci. 26 (4), 1077-1087 (2006).
  38. Whitlock, J. R., Heynen, A. J., Shuler, M. G., Bear, M. F. Learning induces long-term potentiation in the hippocampus. Science. 313, 1093-1097 (2006).
  39. Grant, S. G. N., Silva, A. J. Targeting learning. TINS. 17 (2), 71-75 (1994).
  40. Izquierdo, I., Medina, J. H., Vianna, M. R. M., Izquierdo, L. A., Barros, B. M. Separate mechanisms for short- and long-term memory. Behav. Brain Res. 103, 1-11 (1999).
  41. Morice, E., Andreae, L. C., Cooke, S. F., Vanes, L., Fisher, E. M. C., Tybulewicz, V. L. J., Bliss, T. V. P. Preservation of long-term memory and synaptic plasticity despite short-term impairments in the Tc1 mouse model of Down syndrome. Learn Mem. 15 (7), 492-500 (2008).
  42. Dunlop, D. S., van Elden, W., Plucinska, I., Lajtha, A. Brain Slice Protein Degradation and Development. J. Neurochem. 36, 258-265 (1981).
  43. Izquierdo, I. Long-term potentiation and the mechanisms of memory. Drug Dev. Res. 30, 1-17 (1993).

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