Method Article

Determinación de la estructura y coordinación de complejos péptido-metal mediante RMN 1D y 2D 1h

DOI:

10.3791/50747

⸱

December 16th, 2013

 ,  , 
1Department of Chemistry, The Hebrew University of Jerusalem, 2Wolfson Centre for Applied Structural Biology, The Hebrew University of Jerusalem

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Se determinó la estructura de la solución de RMN de un péptido modelo de metalochaperona con Cu (I), y se describe un protocolo detallado desde la preparación de la muestra y la recopilación de datos 1D y 2D hasta una estructura tridimensional.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La unión del cobre (I) por las proteínas transportadoras de metalochaperonas evita la oxidación del cobre y la liberación de los iones tóxicos que pueden participar en reacciones redox dañinas. El complejo Cu (I) del modelo peptídico de una proteína metalochaperona de unión a Cu (I), que incluye la secuencia MTCSGCSRPG (subrayado se conserva), se determinó en solución en condiciones inertes mediante espectroscopia de RMN.

RMN es una técnica ampliamente aceptada para la determinación de estructuras de solución de proteínas y péptidos. Debido a la dificultad en la cristalización para proporcionar cristales individuales adecuados para la cristalografía de rayos X, la técnica de RMN es extremadamente valiosa, especialmente porque proporciona información sobre el estado de la solución en lugar del estado sólido. En este trabajo describimos todos los pasos que se requieren para la determinación completa de la estructura tridimensional por RMN. El protocolo incluye la preparación de muestras en un tubo de RMN, la recopilación y el procesamiento de datos 1D y 2D, la asignación e integración de picos, los cálculos de mecánica molecular y el análisis de estructuras. Es importante destacar que el análisis se llevó a cabo primero sin ningún enlace metal-ligando preestablecido, para garantizar una determinación confiable de la estructura de manera imparcial.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los péptidos son ampliamente utilizados como modelos de proteínas, posibles pistas de fármacos y agentes terapéuticos por derecho propio. Sin embargo, su pequeño tamaño y alto grado de flexibilidad a menudo impiden la determinación de la estructura por rayos X debido a las dificultades en la cristalización.

La resonancia magnética nuclear (RMN) se puede utilizar para determinar las estructuras e interacciones de los péptidos. El método puede proporcionar información sobre la estructura local y general, la unión y las interacciones de menor afinidad, y es aplicable a muestras difíciles, ya que se puede hacer en el estado de solución.

El transporte de cobre en los sistemas biológicos se logra mediante proteínas metalochaperonas de cobre intracelulares que se unen específicamente a los iones Cu (I) y los entregan a sus proteínas objetivo a través de una serie de interacciones proteína-proteína, para proteger los iones de la oxidación y evitar la liberación de cobre tóxico2-5. El sitio de unión se caracteriza por la secuencia conservada, MXH/TCXanyXanyC, que se ha demostrado tanto por RMN como por cristalografía que se une al Cu (I) por los ligandos tiolato blandos de los dos residuos de cisteína, aunque también se ha propuesto un ligando externo adicional6-8. La relación estructura-función de estas proteínas ha sido objeto de una intensa investigación9.

En el estudio presentado aquí, se sintetizó un modelo peptídico que incluye la secuencia conservada de metalochaperonas de cobre y se reaccionó con Cu (I) en un entorno inerte. El protocolo presentado describe los pasos de la determinación de la estructura por RMN, incluida la preparación de la muestra, la recopilación de datos, el procesamiento de datos, la generación de estructuras y el análisis estructural. El análisis se realizó en dos etapas: Primero se generaron estructuras sin información sobre el modo de unión del péptido al ion cobre. Una vez que se estableció empíricamente el modo de enlace, se introdujeron estas restricciones para proporcionar una estructura de alta resolución. El modo de vinculación es el punto esencial en el modelo y, por lo tanto, se determinó de manera imparcial.

La determinación estructural de RMN de péptidos modelo es una técnica extremadamente valiosa que a menudo es utilizada por químicos y biólogos. Puede aplicarse con relativa facilidad a diferentes péptidos en diferentes condiciones y, por lo tanto, puede arrojar luz sobre los mecanismos relevantes10. La comprensión del proceso de elucidación de la estructura proporciona una mejor comprensión de las fortalezas y debilidades de las estructuras propuestas.

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Protocol

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1. Preparación de la muestra

  1. Apo-muestra: Disolver aproximadamente 1-2 mg del péptido en 450-500 μl de disolvente de grado RMN deuterado (las soluciones preferibles para muestras biológicas son D2O al 10% en agua o d6-DMSO 11-12 si la muestra no se disuelve en agua o reacciona con ella).
  2. Muestra reaccionada con cobre: Disuelva aproximadamente 1-2 mg del péptido con una cantidad equimolar de sal metálica en 450-500 μl del disolvente de RMN.
  3. Filtre la solución utilizando un vidrio sinterizado, papel de filtración o cualquier otra técnica que se adapte a los compuestos bajo investigación y no los adsorba. Esto es esencial para eliminar cualquier partícula metálica, que afectará a la homogeneidad.
  4. Transfiera la solución a un tubo de RMN y ciérrelo. Asegúrese de que la calidad del tubo se ajuste a la fuerza del imán utilizada (para obtener más detalles, consulte la tabla de equipos).
  5. Si la muestra es sensible al oxígeno, estos pasos deben realizarse en un entorno inerte y el tubo debe sellarse para evitar la oxidación.

2. Recopilación y procesamiento de datos de RMN13

  1. Registre los espectros 1D 1H de las muestras reaccionadas con apo y cobre y compárelos. El espectro de péptidos que contienen cobre debería mostrar un cambio significativo de cambio químico en la región de amida y los picos se resolvieron ya que el apopéptido es flexible y muestra un promedio de conformaciones, pero al reaccionar con el cobre, las amidas de péptido unido tienen una sola estructura (Figura 2).
    1. Si el espectro no cambia, se supone que la reacción ha fallado.
    2. Si la muestra se vuelve verde, el cobre se habrá oxidado en la atmósfera, lo que puede cambiar sus propiedades de unión.
    3. En ambos casos, será necesario rehacer la muestra.
  2. Encuentre las condiciones óptimas de temperatura para las mediciones de RMN que proporcionen una superposición mínima de los residuos de amida con anchos de línea estrechos.
  3. Configure los experimentos de RMN COSY14, TOCSY15 y NOESY16 o ROESY17 en condiciones idénticas (temperatura, pH, etc.) y ejecútelos en secuencia.
    1. Los experimentos COSY (Figura 3) y TOCSY (Figura 4) detectarán interacciones a través del enlace de interacciones protón-protón adyacentes y vecinas de mayor alcance, respectivamente. El espectro COSY proporciona información sobre las correlaciones HN-Hα, mientras que el espectro TOCSY proporciona, además, información sobre HN y otros protones alifáticos H de residuos correlacionados.
    2. Los experimentos NOESY y ROESY (Figura 5) detectan la proximidad a través del espacio sin depender de los enlaces para proporcionar información estructural. La elección entre los dos se realiza de acuerdo con el tamaño efectivo del compuesto y la intensidad de campo. Algunas de estas combinaciones dan señales teóricas de cero (Figura 6) y será necesario realizar un experimento ROESY para detectar las interacciones NOE10,18.
    3. Si la muestra está en agua, los experimentos deben tener un componente de supresión de agua. Esto se logra de manera más eficiente utilizando gradientes19. En este caso, es ventajoso volver a ejecutar la muestra, una vez asignada, en D2O puro para obtener interacciones hacia y entre los hidrógenos Hα.
    4. Optimice la duración de los tiempos de mezcla TOCSY y NOESY o ROESY mediante la ejecución de una serie de experimentos cortos para encontrar la máxima acumulación de señal con una pérdida mínima en la difusión del espín. Asegúrese de que esta sea la región lineal de la curva de acumulación. Los valores comunes para los péptidos en campos de 600 MHz incluyen tiempos de mezcla de alrededor de 100 mseg para TOCSY y 150 mseg para los experimentos NOESY o ROESY.
    5. Ejecute experimentos 1D entre cada experimento para asegurarse de que la composición de la muestra permanezca constante durante la adquisición de datos (Figura 7).
  4. Procese los espectros utilizando las funciones de apodización apropiadas para obtener la máxima resolución con una pérdida mínima de intensidad de la señal, agregando relleno cero en la dimensión t1.
    1. Corrija aún más la línea de base en la dimensión F2 y luego F1 con una función polinómica cuadrática.
    2. Calibrar cuidadosamente el desplazamiento químico de los espectros de acuerdo con los picos de agua residual o DMSO en los disolventes respectivos de acuerdo con su cambio de los estándares conocidos (TMSP o TMS, respectivamente).

3. Asignación de picos e integración con SPARKY20

  1. Prepare un conjunto de espectros COSY y TOCSY superpuestos en el espectro NOESY o ROESY (Figura 8).
  2. Asigne todos los picos NOE en el espectro de acuerdo con la metodología de asignación secuencial desarrollada por Wüthrich21.
    1. Comience con la asignación de picos que se superpongan a las señales TOCSY en la región de huellas dactilares, ya que esto facilitará las entradas posteriores de asignación de picos con el programa SPARKY (Figura 9). Registre el desplazamiento químico de la asignación (Figura 10) y los valores de 3JHNHα (Figura 11).
  3. Traslade los picos en restricciones de distancia y los valores de 3JHNHα en ángulos diedros.
    1. Esto se puede hacer integrando los picos desde dentro del programa y traduciéndolos en restricciones de distancia utilizando una interacción de distancia conocida (como la distancia entre dos protones del grupo metileno o átomos de hidrógeno aromáticos de un aminoácido aromático).
    2. Si los picos se superponen y no se pueden utilizar métodos de integración, se pueden etiquetar como fuerte-medio-débil-muy débil mediante estimación visual, y estas designaciones se pueden traducir en distancias de hasta 2,5, 3,5, 4,5 y 5,5 Å, respectivamente. Esto es más efectivo en el trabajo con péptidos.
    3. 3JLos valores de HNHα son indicativos de ángulos diedros según la ecuación de Karplus, donde la mayoría de los valores de acoplamiento dados pueden resultar de más de un ángulo diedro. Estos pueden ser indicativos de estructura secundaria (hélices o láminas), bobina aleatoria o promedios conformacionales de la misma. Por lo tanto, es importante utilizar las restricciones con cuidado, o utilizarlas como confirmación de los resultados conformacionales.

4. Cálculos de Mecánica Molecular para Generar Conjuntos de Estructuras usando XPLOR22

  1. Importe las restricciones de distancia y los ángulos diedros con el formato correcto para XPLOR. (Figura 12, solo restricciones inter-residuales). XPLOR buscará en el espacio conformacional para encontrar estructuras que se adhieran a las restricciones químicas geométricas canónicas, como longitudes de enlace, ángulos, quiralidad, etc., además de las restricciones de distancia encontradas experimentalmente, para generar un conjunto en el que no se viole ninguno de los parámetros anteriores. Este constituirá el conjunto inicial.
  2. La primera ejecución de determinación de la estructura se realizará sin utilizar ninguna restricción para el metal. Esto mostrará qué residuos participan en la unión de metales sin ningún sesgo. Vaya al paso 4.4.
  3. Además de las restricciones de distancia derivadas de la RMN, agregue restricciones de unión de metales a los residuos determinados.
    1. Agregue los parámetros apropiados para describir el ion metálico y su topología.
    2. La información física apropiada (masa, longitudes de enlace con otros átomos, ángulos y parámetros de repulsión no enlazantes) debe introducirse en el archivo de parámetros.
    3. Agregue la información de enlace al archivo de topología: qué enlaces se forman y se rompen y qué cargos formales se modifican como resultado del enlace.
  4. Crea un pequeño conjunto de 10 miembros.
    1. Introduzca las restricciones gradualmente, comenzando con las interacciones de red troncal a red troncal, luego de la red troncal a la cadena lateral, luego de la cadena lateral a la cadena lateral, y pasando de interacciones intra-residuales secuenciales a interacciones de mayor alcance. Esto facilita la identificación de errores en la asignación.
    2. Introducir la energía NOE como un potencial de pozo cuadrado con una constante de fuerza constante de 50 kcal/mol•Å2. El recocido simulado debe realizarse con 1.500 pasos de 3 fsec a 1.500 K y 3.000 pasos de 1 fsec durante el enfriamiento a 500 K. Por último, minimice las estructuras utilizando la minimización de energía de gradiente conjugado durante 4.000 iteraciones; estas son variables que se pueden cambiar dentro de XPLOR.
  5. Crea un conjunto final de 50 miembros. Realice los pasos del paso 4.4 en todo el conjunto.
    1. Indique el número de cada tipo de interacción NOE que se encontraron, como se muestra en la Figura 13.
  6. Cree un conjunto de estructuras que se adhieran a la geometría química canónica y a las restricciones empíricas derivadas de la RMN.
    1. Notifique el número total de conformaciones, el número de estas que tienen violaciones de las restricciones derivadas de RMN y el RMSD de todo el conjunto, tanto la red troncal como todos los valores de RMSD de átomos pesados.

5. Análisis de la estructura

  1. El conjunto resuelto representa el espacio conformacional adoptado por el péptido durante la medición de la RMN. La flexibilidad local puede cambiar en diferentes regiones de la molécula y esto puede atribuirse a razones estructurales o funcionales (el propósito del análisis estructural es determinar la base estructural de la estabilidad y el mecanismo de acción).
    1. Importar todas las conformaciones de la estructura al programa MolMol23 para crear un conjunto inicial (Figura 14).
  2. Examine el conjunto para determinar la estabilidad local de la molécula.
    1. Determine los valores de RMSD de la red troncal y de la cadena lateral seleccionando las regiones subsiguientes de cuatro residuos a lo largo de la secuencia y haciendo que el programa calcule el RMSD a la estructura de energía más baja o a la media.
    2. Determine qué regiones de la molécula muestran estabilidad local (Figura 15) trazando el RMSD local en función de la secuencia.
    3. Superponga el conjunto a lo largo de esta región de la molécula y utilice este conjunto para análisis posteriores (Figura 16).
  3. Elija conformaciones de baja energía que se adhieran a las restricciones derivadas de RMN (no infringidas). Estos formarán el "conjunto de baja energía".
    1. Indique el número de conformaciones en el conjunto, los criterios para elegirlas y los valores RMSD definidos en el paso 4.6.1.
    2. Si ya se ha determinado el modo de encuadernación de metales, continúe con el siguiente paso. De lo contrario: Analice el conjunto de baja energía y determine qué cadenas laterales de residuos están en la proximidad correcta entre sí para poder unirse al ion metálico. Una vez que se hayan determinado, regrese al paso 3.3 y vuelva a realizar el análisis incluyendo los datos de unión al cobre (Figura 17 para el conjunto y Figura 18 para el conformador de baja energía).
  4. Examine el conjunto y determine la estructura secundaria local dentro de la molécula utilizando los parámetros de búsqueda predeterminados del programa MolMol. Las estructuras secundarias se mantienen mediante enlaces de hidrógeno e indican regiones estables de la molécula.
    1. Determine la estructura secundaria de cada conformador (Figura 19).
      1. Cree una tabla con el porcentaje de conformadores del conjunto que muestran cada estructura secundaria.
      2. Determine si las regiones de la estructura secundaria se superponen a las regiones que se determinaron como regiones estables mediante local-RMSD. Este suele ser el caso.
  5. Determine las distancias y los enlaces de hidrógeno dentro de la molécula.
    1. Importa el conjunto a Chimera24.
    2. Utilice Chimera para determinar las distancias intramoleculares entre los átomos sospechosos de unión de metales. Calcular las distancias medias en el conjunto.
    3. Utilice Chimera para determinar los enlaces de hidrógeno intramoleculares en cada conformador del conjunto (Figura 20), utilizando los parámetros de enlace de hidrógeno relajados predeterminados (en un 20%) del programa.
    4. Cree una tabla del porcentaje de conformadores del conjunto que muestran cada enlace de hidrógeno. Los enlaces de hidrógeno que se repiten en la mayoría de las conformaciones indican un enlace estable que se suma a la estabilidad de la estructura.
  6. Determinar las interacciones electrostáticas dentro de la molécula.
    1. Identifique las interacciones entre cadenas laterales cargadas.
    2. Cree una tabla del porcentaje de conformadores del conjunto que muestran cada interacción electrostática.
  7. Calcule la distribución de potencial electrostático utilizando el campo de fuerza Amber25 dentro del programa Delphi26.
    1. Elija una sola conformación representativa del conjunto en la que realizar los cálculos de potencial electrostático.
    2. Derivar el potencial electrostático utilizando la ecuación de Poisson-Boltzman y un cálculo de Coulombic completo. Los parámetros requeridos incluyen la fuerza iónica de la solución, los valores dieléctricos de la solución (80 para agua; 40 para DMSO); el péptido interno (generalmente alrededor de 5.0); el tamaño de la cuadrícula (normalmente 65'65'65 puntos); y la distancia mínima entre el péptido y el borde de la rejilla (10 Å). Los resultados suelen ser bastante robustos con respecto a estos valores, ya que el resultado principal está gobernado por el propio péptido (Figura 21).
    3. Examine el potencial electrostático mapeado en la superficie de Van der Waals del péptido (Figura 22).
    4. Examine las isosuperficies de potencial electrostático, que describen posiciones que tienen el mismo potencial. Encuentre isosuperficies que sugieran relevancia biológica, como superficies positivas o negativas extendidas que podrían atraer o repeler otras proteínas o ligandos, o distribuciones que indiquen importancia, como distribución anfipática o parches de diferentes propiedades (Figura 23).
  8. Resume todos los hallazgos estructurales para ver cómo se refuerzan entre sí.
  9. Repita los pasos 4.3 a 5.7.4 cuando corresponda.

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Results

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Como parte de un estudio en curso de modelos de proteínas de unión al cobre, la estructura de la secuencia conservada MT/HCXXC dentro del péptido lineal MTCSGCSRPG se determinó mediante RMN en estado de solución. El péptido se hizo reaccionar con CuCl en un ambiente inerte y el pH se midió como ~3.0 con una varilla universal. La región amida del péptido mostró una expansión al reaccionar con el cobre, de 6.7-8.5 a 6.6-9.0 ppm (Figura 2). El ensanchamiento de la línea debido a una ligera oxidación del cob...

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Discussion

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La contribución de la información estructural para comprender los mecanismos de unión es bien aceptada. Los péptidos son útiles como modelos para la unión e interacciones de proteínas; sin embargo, no son susceptibles al método principal para la determinación de la estructura, la cristalografía de rayos X. La RMN es particularmente útil para estos sistemas, ya que las estructuras se pueden resolver fácilmente en solución. Esto es especialmente para el caso de los miméticos de metalochaperonas que además requieren la dete...

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Disclosures

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Los autores declaran que no tienen intereses financieros contrapuestos.

Acknowledgements

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Agradecemos al Programa de Ciencia de la Frontera Humana (beca para jóvenes investigadores (RGY)0068-2006) por su apoyo financiero.

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Espectrómetro Avance DMX 600 MHz Bruker
Tubos de muestra de RMN Wilmad535-PP
GuanteraMBraunLM05-019
Liofilizador   VirTisde sobremesaK
PéptidoBioChemiaHecho a medida>95% de pureza
Cloruro de cobre (1)Aldrich224332
Ácido clorhídricoBioLab231-595-7
Hidróxido de sodioGadot1310-73-2
d6-Dimetilsulfóxido Aldrich236926
Óxido de deuterioAldrich151882

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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