Erratum: Protocolos de preparación de especímenes, obtención de imágenes y análisis para la microscopía de barrido de borde de cuchilla

Resumen

Se realizó una corrección en Protocolos de preparación de muestras, adquisición de imágenes y análisis para la microscopía de exploración con borde de cuchilla. Se realizaron modificaciones importantes al protocolo de tinción de Nissl.

Resumen

Se realizó una corrección en Protocolos de preparación de muestras, adquisición de imágenes y análisis para microscopía de exploración con borde de cuchilla. Se realizaron modificaciones importantes al protocolo de tinción de Nissl.

Protocolo

Se realizó una corrección en Protocolos de preparación de muestras, adquisición de imágenes y análisis para la microscopía de exploración con borde de cuchilla. El protocolo de tinción de Nissl se modificó a partir de:

2. Preparación de la muestra: Nissl

1. El ratón se anestesia profundamente mediante inyección intraperitoneal de ketamina y xilacina, y luego se realiza una perfusión transcardíaca con 50 mL de solución salina tamponada con fosfato a temperatura ambiente (pH 7,4), seguida de 250 mL de formalina neutra tamponada al 10 % a temperatura ambiente (pH 7,4) y finalmente con 3,0 cc de tinta china sin diluir.
2. La perfusión de todo el cuerpo con solución salina y fijador es necesaria para eliminar la sangre del sistema cardiovascular y fijar los tejidos. La perfusión con tinta china es necesaria para llenar completamente la vasculatura del sistema cardiovascular.
3. El cerebro resultante se deshidrata luego mediante una serie de alcoholes etílicos graduados (25%{}-100%) y se incluye en plástico araldita siguiendo el protocolo descrito en 1.8-1.9 anterior. Si el medio de inclusión es LR blanco, se sigue el protocolo indicado en 1.10 anterior.
4. El ratón se anestesia profundamente mediante inyección intraperitoneal de ketamina y xilacina, y luego se realiza una perfusión transcardíaca con 50 mL de solución salina tamponada con fosfato a temperatura ambiente (pH 7,4), seguida de 250 mL de formalina neutra tamponada al 10 % a temperatura ambiente (pH 7,4) y finalmente con 3,0 cc de tinta china sin diluir.
5. La perfusión de todo el cuerpo con solución salina y fijador es necesaria para eliminar la sangre del sistema cardiovascular y fijar los tejidos. La perfusión con tinta china es necesaria para llenar completamente la vasculatura del sistema cardiovascular.
6. El cerebro resultante se deshidrata luego mediante una serie de alcoholes etílicos graduados (25%{}-100%) y se incluye en plástico araldita siguiendo el protocolo descrito en 1.8-1.9 anterior. Si el medio de inclusión es LR blanco, se sigue el protocolo indicado en 1.10 anterior.
7. El ratón se anestesia profundamente mediante inyección intraperitoneal de ketamina y xilacina, y luego se realiza una perfusión transcardíaca con 50 mL de solución salina tamponada con fosfato a temperatura ambiente (pH 7,4), seguida de 250 mL de formalina neutra tamponada al 10 % a temperatura ambiente (pH 7,4) y finalmente con 3,0 cc de tinta china sin diluir.
8. La perfusión de todo el cuerpo con solución salina y fijador es necesaria para eliminar la sangre del sistema cardiovascular y fijar los tejidos. La perfusión con tinta china es necesaria para llenar completamente la vasculatura del sistema cardiovascular.
9. El cerebro resultante se deshidrata luego mediante una serie de alcoholes etílicos graduados (25%{}-100%) y se incluye en plástico araldita siguiendo el protocolo descrito en 1.8-1.9 anterior. Si el medio de inclusión es LR blanco, se sigue el protocolo indicado en 1.10 anterior.

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2. Preparación de la muestra: Nissl

1. Este protocolo sigue de cerca el protocolo de Mayerich et al.⁷
2. El ratón se anestesia profundamente mediante inyección intraperitoneal de ketamina y xilacina, y luego se realiza una perfusión transcardíaca con 50 mL de solución salina tamponada con fosfato a temperatura ambiente (pH 7,4), seguida de 250 mL de paraformaldehído al 4% frío tamponado con fosfato (pH 7,4).
3. A continuación, el ratón se perfunde con 100 mL de una solución de colorante de tionina al 0,1% en agua desionizada, y el cuerpo se coloca en el refrigerador (4 °C) durante 24 horas.
4. Después de 24 horas, el cerebro se extrae de la calota craneal y se coloca en una solución fresca de tionina al 0,1%, dejándolo a 4 °C durante 7 días. La larga duración de este procedimiento tuvo como objetivo garantizar la infiltración completa de la tionina en la preparación en bloque.
5. Posteriormente, el cerebro se descolora y deshidrata mediante una serie progresiva de etanoles, comenzando con etanol al 50% en agua y aumentando hasta etanol al 100% durante un período de 6 semanas. Los cambios de etanol del 50% al 70% se almacenan en el refrigerador (4 °C), y todos los cambios de etanol superiores al 70% se almacenan a temperatura ambiente.
6. Después de tres cambios de acetona (2-4 días en cada solución a temperatura ambiente), el cerebro se incluye en plástico de araldita siguiendo el protocolo descrito en 1.8-1.9 anterior. Si el medio de inclusión es LR white, se sigue el protocolo indicado en 1.10 anterior.