Vortex asistida Microscale Electroporador para entrega secuencial Molecular

Summary

Una plataforma de electroporación asistida vórtice de microfluidos fue desarrollado para la entrega secuencial de múltiples moléculas en poblaciones de células idénticas con control de la dosificación precisa e independiente. Tamaño basado electroporación anterior etapa de purificación de células diana del sistema ayudado a mejorar la eficiencia de la entrega molecular y la viabilidad celular procesada.

Abstract

La electroporación ha recibido una creciente atención en los últimos años, debido a que es una técnica muy poderosa para la introducción de sondas moleculares físicamente exógenos no permeantes en las células. Este trabajo presenta una plataforma de electroporación de microfluidos capaz de realizar la entrega molécula múltiple para células de mamífero con control de parámetros precisos y molecular-dependiente. La capacidad del sistema para aislar células con una distribución de tamaño uniforme permite una menor variación en la eficiencia de la electroporación por intensidad de campo eléctrico dado; por lo tanto, una mayor viabilidad de la muestra. Además, su función de visualización de procesos permite la observación del proceso de absorción molecular fluorescente en tiempo real, lo que permite ajustes de parámetros de entrega moleculares rápidas in situ para la mejora de la eficiencia. Para mostrar las enormes capacidades de la plataforma informado, macromoléculas con diferentes tamaños y cargas eléctricas (por ejemplo, dextrano con un PM de 3.000 y 70.000 Da) fueronentregado a las células de cáncer de mama metastásico con altas eficiencias de entrega (> 70%) para todas las moléculas ensayadas. La plataforma desarrollada ha demostrado su potencial de uso en la expansión de los campos de estudio en el chip técnicas de electroporación pueden ser beneficiosos.

Introduction

En los últimos años, el uso de pulsos eléctricos para facilitar la entrega citosólica de moléculas extracelulares se ha convertido en un medio atractivo para la manipulación de células de mamífero. ¹ Este proceso, también conocido como electroporación, permeabiliza reversiblemente la membrana celular, lo que permite la membrana inherentemente moléculas impermeables para acceder al medio intracelular de las células. Debido a que prácticamente cualquier molécula se puede introducir en el citosol a través de poros creados temporales en la membrana de cualquier tipo de células por medio de electroporación, la técnica ha sido reportado como siendo más reproducible, de aplicación universal, y más eficiente que otros métodos, incluyendo mediada por virus, química y los enfoques ópticos. ^2-3 Esta técnica se ha utilizado para introducir moléculas fluorescentes, ⁴ drogas ⁵ y ácidos nucleicos ^6-7 manteniendo células viables e intacto. Teniendo en cuenta estos beneficios, electroporación ha sido adoptado como un trabajo comúnAtory técnica de ADN para la transfección, in vivo la terapia génica ⁸ y estudios de vacunación celular. Es, sin embargo, sigue siendo difícil para los sistemas convencionales de electroporación para lograr simultáneamente eficiencia práctica y la viabilidad para las muestras con gran heterogeneidad en el tamaño debido a que la intensidad de campo eléctrico requerida para la electroporación éxito se correlaciona estrechamente con el diámetro de la célula. Por otra parte, esos sistemas no permiten un control preciso de los múltiples cantidades moleculares entregado debido a la confianza en el proceso de entrega molecular estocástico mayor. ⁹ A fin de abordar estas cuestiones, muchos grupos han desarrollado plataformas de electroporación de microfluidos, que ofrece la ventaja de voltajes inferiores poración, mejor eficiencia de transfección, una gran reducción de la mortalidad celular, y la capacidad de ofrecer múltiples moléculas. fueron posibles ^10-13 Estas ventajas debido a las pequeñas dimensiones de los sistemas de electroporación microescala cuyo electrodo de tonolongitudes son sub-milímetros, disminuyendo drásticamente tensiones requeridas para la entrega exitosa. Además, estos sistemas de electroporación microescala pueden lograr una distribución de campo eléctrico uniforme y rápidamente disipar el calor generado, produciendo mortalidad celular reducida al tiempo que mejora la eficiencia de la entrega. La utilización de materiales transparentes para estos microchips adicionales permite la observación in situ del proceso de electroporación para las modificaciones de parámetros rápidas. ^2,12 Sin embargo, el control de la dosificación precisa y el control de parámetros-molecular y celular dependiente, requerido para la investigación y aplicaciones terapéuticas, ^{6 emergente, 14-16} todavía siguen sin resolverse.

Este trabajo presenta un sistema de electroporación de microfluidos vórtice asistida, capaz de entregar múltiples moléculas secuencialmente en una población idéntica pre-seleccionado de las células diana. Las células con distribución de tamaño uniforme son aislados antes de la electroporación utilizando si se informó anteriormentemecanismo-ze selectiva de captura. ^17-18 Al tener una distribución uniforme del tamaño, menor variación en la eficiencia de la electroporación y la mayor viabilidad por determinada intensidad de campo eléctrico se lograron. ¹⁹ Por otra parte, se agitaba continuamente células atrapadas utilizando vórtices microescala permitido para la entrega uniforme de moléculas a través de la citosol entero, de acuerdo con los resultados previamente reportados usando otra plataforma electroporación vórtice asistida. ²⁰ Para demostrar que este sistema sería aplicable a una amplia gama de moléculas comúnmente utilizados en aplicaciones biológicas, macromoléculas con una amplia gama de pesos moleculares fueron entregados a metastásico de células de cáncer de mama. Además, con la ayuda de la monitorización de procesos en tiempo real, este trabajo proporciona más evidencias de poner fin al largo debate permanente sobre el mecanismo de entrega molecular durante electrporation, siendo predominantemente mediada por electroforesis versus difusión mediada. ¹⁴ A diferencia de otros sistemas de electroporación, esta plataforma proporciona de forma única las ventajas combinadas de entrega precisa multi-molécula, de alta eficiencia en la entrega molecular, la mortalidad celular mínima, un amplio abanico de tamaño y cargos de moléculas entregados, así como la visualización en tiempo real de la electroporación proceso. Dadas estas capacidades, el sistema de electroporación desarrollado tiene potencial práctico como una herramienta versátil para los estudios de reprogramación celular, aplicaciones de suministro de drogas ^{6,14,21-22 10,19} y aplicaciones que requieren de la comprensión en profundidad de los mecanismos de entrega de electroporación moleculares.

Protocol

1. Preparación de la célula

1. Placa 1 × 10 ⁵ células / ml de metastásico línea celular de cáncer de mama MDA-MB-231 en un volumen de 10 ml por matraz de cultivo tisular T75 en de Leibovitz L-15 suplementado con 10% (v / v) de suero fetal bovino y 1 % de penicilina-estreptomicina.
2. Incubar MDA-MB-231 células en un incubador humidificado a 37 ° C con 0% de CO ₂ medio ambiente.
3. Cosecha células para los experimentos de 2 días después de la siembra por tratamiento de las células con 0,25% de tripsina-EDTA durante 2 min e inactivar la actividad enzimática de tripsina mediante la adición de 8 ml de medio de crecimiento.
4. Precipitar las células por centrifugación durante 5 min a 200 x g y resuspender en tampón fosfato salino de Dulbecco (DPBS, 1x, sin Ca2 ⁺ y Mg2 ⁺⁾ a una concentración final de 5 × 10 ⁵ células / ml.

2. Diseño y fabricación de dispositivos

NOTA: La máscara, las fabricaciones de molde maestro y elproceso que la contiene microcanal se lleven a cabo dentro de una habitación limpia mientras que el proceso de fundición microcanal polidimetilsiloxano (PDMS) se puede realizar en una mesa de trabajo de laboratorio habitual.

1. Diseñar un dispositivo de microfluidos como se ilustra en la Figura 1 con AutoCAD. El dispositivo debe consistir en una entrada con múltiples puertos de inyección, filtros gruesos y dos canales rectangulares rectas paralelas inerciales de enfoque (L = 7 mm, W = 40 m, y H = 70 m). Canal recto individual consta de 5 cámaras de electroporación, que se colocan 800 micras de separación (W _C = 400 m) con dos agujeros a través de los electrodos de aluminio. Dos cámaras de electroporación transversalmente adyacentes comparten el agujero para el electrodo negativo. Dos canales rectos se funden en una salida en la región aguas abajo de la electroporación.
2. Convertir el archivo CAD con micro-patrones en un archivo GDSII usando LinkCAD. Escriba los micro-patrones en un 5 "x 5" fotomáscara en blancousando un escritor máscara de láser. Desarrollar la máscara siguiendo el protocolo del fabricante. NOTA: El proceso de desarrollo de máscara incluye desarrollo fotoprotector, grabado cromo y resistir la retirada. Alternativamente, micro-patrones impresos en una transparencia alta resolución (> 20.000 dpi) se pueden comprar a partir de un fabricante de terceros y se utiliza como una fotomáscara. Características a microescala finales sobre una fotomáscara deben ser transparentes para que coincida con la polaridad de un fotoprotector negativo.
3. Fabricar el molde de colada del diseño del dispositivo utilizando técnicas de litografía suave estándar ²³ con una capa fotorresistente negativo giró sobre una oblea de silicio de 4 pulgadas a 2.000 rpm para tener el espesor final de 70 micras.
4. Precocción la oblea con fotorresistencia negativa durante 20 min a 95 ° C.
5. Póngase en contacto con la máscara con la oblea y exponer a una fuente de UV (17,4 mJ / cm ²⁾ durante 80 segundos utilizando un alineador de máscara.
6. Desarrollar la oblea expuesta durante 4 minutos en un desarrollador de SU-8.
7. Mida laespesor fotoprotector desarrollada usando un perfilómetro de superficie.
8. Mezclar con rigor una proporción de 10: 1 de elastómero de agente (kit de elastómero de silicona) curar y verter la mezcla en el molde de fundición para generar réplicas de PDMS. Desgasificar el elastómero de colada durante 30 min y curar el molde de fundición con elastómero desgasificada en un horno a 70 ° C durante 2 horas.
9. Delaminarse curado réplica de PDMS con patrones de microcanales de los orificios del molde y punzón para las entradas, salida y electrodos inserciones utilizando una prensa de tornillo pasador. NOTA: El diámetro normal borde de corte de la prensa de tornillo pasador debe ser 0,76 mm, adecuada para la fuerza que sostiene tubo de PEEK (OD de 1/32 ") y electrodos de aluminio (OD de 0,029") en su lugar.
10. Crear canales de microfluidos encerrada por unión PDMS réplicas a un portaobjetos de vidrio tratado en un limpiador de oxígeno-plasma durante 7 s a una potencia y presión parcial de oxígeno de radiofrecuencia de 75 W y 500 mTorr, respectivamente.

3. experimentos de flujo

1. Insertarelectrodos de aluminio (0,029 "OD) y un tubo de PEEK de salida (1/32" OD) en los lugares designados a través de agujeros en las microcanal (véase la Figura 3B).
2. Conectar el equipo eléctrico ¹⁸ responsable de la generación de alta tensión impulsos cortos de onda cuadrada a los electrodos de aluminio (véase la Figura 3C) que están en contacto con soluciones que fluye en el molde de PDMS. NOTA: El equipo debe constar de un generador de impulsos y un amplificador de alto voltaje construido en la casa ^18.
3. Preparar cuatro tubos de centrífuga de 50 ml que contienen individualmente DPBS, soluciones con células y biomoléculas, y adjuntar cada tubo a su respectivo soporte del vial conectado al sistema de control de flujo neumático (véase la Figura 3A). ¹⁸
4. Conectar tubo de PEEK de entrada de los titulares de los viales en los respectivos orificios de entrada en el dispositivo de microfluidos.
5. Establecer la magnitud de pulsos de onda cuadrada, V, 100 V, a fin de tener la fie eléctricafuerza ld, E = V / L _e, a través de la cámara de electroporación ser equivalente a 0,7 kV / cm. NOTA: Aquí, L _e es la distancia entre dos puntos en los que los electrodos positivos y negativos están en contacto con la solución que fluye (véase la Figura 1).
6. Ajuste el regulador de presión de 40 psi. NOTA:. Una fuente de nitrógeno ajustable manualmente solo se utiliza para presurizar uniformemente todos los viales de muestra y un colector de alta velocidad se utiliza para activar oportuna puertos de soluciones individuales utilizando el software LabVIEW hecha a la medida ¹⁸
7. Para el control de la válvula, abra el software LabVIEW hecha a la medida marcada Válvula Runner, y haga clic en Ejecutar en el menú desplegable titulado operar.
8. Abra las válvulas haciendo clic en cada icono de la válvula correspondiente. NOTA: El icono de la válvula cambiará a verde cuando se activa. Al hacer clic en el icono de activo se desactivará y cerrar la válvula. El icono de la válvula cerrada debe volverse gris.
9. Abra la válvula del depósito DPBS (es decir., solución de lavado) para cebar la velocidad de flujo requerida para estable generación de vórtice celular-trampeo durante 1,5 min.
10. Cambiar el puerto solución activa de la solución de lavado a la solución de células a las células en la cámara de trampa de electroporación durante 30 segundos (es decir, el paso de células que atrapan).
11. Flujo ambas soluciones de lavado y de células a través del dispositivo de manera simultánea durante 10 s antes de la etapa de células que atrapan para asegurar el flujo ininterrumpido durante el paso de la solución de conmutación. NOTA: Esta breve etapa de co-flujo se debe repetir en cada paso de la solución de conmutación.
12. Girar en el puerto de lavado y enjuague el dispositivo durante 20 segundos con el fin de eliminar las células contaminantes no atrapados.
13. Se inyecta la solución que contiene la primera molécula de interés (0,2 mg / ml de 3000 Da moléculas de dextrano neutro o aniónico y 1,5 mg / ml de 70000 Da molécula de dextrano neutro) en el dispositivo.
14. Aplicar cinco pulsos cortos (T = 30 mseg con intervalos de 2 seg) inmediatamente después de la inyección de lasolución molecular y monitorear la magnitud y duración de los pulsos eléctricos aplicados en tiempo real, utilizando un osciloscopio.
15. Repita el paso 3,10 tantas veces como el número de moléculas adicionales para ser entregado. Para cada entrega molecular, incubar las células para 100 s en la solución molecular y luego enjuagar el dispositivo con la solución de lavado de 100 s para eliminar el exceso de moléculas.
16. Liberar las células en una placa de 96 pocillos para el análisis de aguas abajo mediante la reducción de la presión de operación por debajo de 5 psi. NOTA: Aproximadamente 100 l de solución con 100 células se obtuvieron de cada versión.
17. Ejecute el experimental los pasos 3.9 a través de 3.16 tres veces para recolectar suficientes células para citometría de flujo.
18. Centrifugar la placa de 96 pocillos que contenía células procesadas durante 5 min a 228 x g.
19. Eliminar el sobrenadante que contiene moléculas fluorescentes exceso.
20. Resuspender las células en DPBS para análisis de citometría de flujo.
21. Células de carga en el citómetro de flujo para u molecularptake análisis de eficiencia.

Results

El electroporador microfluidos paralelo desarrollado entregado macromoléculas con varios tamaños y cargas eléctricas en las células de cáncer de mama metastásico que viven. El éxito de la entrega molecular se determinó cualitativamente mediante la supervisión de los cambios en la intensidad de fluorescencia de las células que orbitan alrededor de electroporación in situ y confirmado por mediciones cuantitativas mediante análisis de citometría de flujo. Figura 4A muestra que el 90% de las célula...

Discussion

Con la nueva plataforma de electroporación paralelizado, mejora de 10 veces en el rendimiento y la eficiencia de la prestación de múltiples molécula se logró, además de todas las ventajas que el sistema de una sola cámara previamente desarrollado proporciona. ¹⁸ méritos Anteriormente disponibles incluyen (i) antes de la purificación de dirigirse a las células con una distribución uniforme del tamaño para la mejora de la viabilidad, (ii) control de la dosificación precisa y molecular individual, y (iii) la cor...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
MDA-MB-231 línea celular cancerosa	Colección Americana de Cultivos Tipo (ATCC)	HTB-26
Leibovitz' s L-15	Cell Mediano, Mediatech, Inc.	10-045-CV
Suero fetal bovino (FBS)	Gibco, Life Technologies	16000-044
Penicilina-estreptomicina	Sigma-Aldrich	P4333
Solución salina tamponada con fosfato de Dulbecco (DPBS)	Cellgro, Mediatech, Inc.	21-030
Tripsina	Gibco, Life Technologies	25200-056
Citómetro de flujo easyCyte HT	Millipore	0500-4008
Limpiador de plasma de oxígeno	Technics Perfilador de superficies Micro-RIE
Dektak 6M	Veeco
KMPR 1050	Microchem
SYLGARD 184 ELASTÓMERO DE SILICONA KIT	Dow Corning
Gas nitrógeno comprimido	Airgas	NI 300
Regulador de alta presión	McMaster-Carr	6162K22
Regulador aguas abajo	McMaster-Carr	4000K563
Colector de válvulas de alta velocidad de 3/2 vías 8 Válvula de retención en	Festo
Idex	Salud y Ciencia	CV3320
5/32" de diámetro exterior x 3/32" de diámetro interno Tubos de poliuretano	Pneumadyne	PU-156F-0
1/4" de diámetro exterior x 0,17" de diámetro interno Tubos de poliuretano	Pneumadyne	PU-250PB-4
Tubos de PEEK de 1/16"	Festo	P1533
Tubos de PEEK de 1/32"	Idex Salud y Ciencia	P1569
Uniones de tubos de PEEK	Salud y Ciencia	P881
Generador de impulsos	HP	8110A
Alambre de aluminio	Bob Martin Company	6061 ALUM
Osciloscopio	Agilent DSO3062A
50 ml Tubos de centrífuga VWR		21008-178
Tubo de centrífuga de 15 ml	VWR	21008-216
T75 Matraz de cultivo VWR		82050-862
Dextrano, Tetrametilrodamina, 3.000 MW, Gibco aniónico	, Life Technologies	D3307
Dextrano, Tetrametilrodamina, 70.000 MW, Neutro	Gibco, Life Technologies	D1819
Dextran, Texas Red, 3.000 MW, Neutral	Gibco, Life Technologies	D3329