El objetivo de esta presentación es demostrar en vivo y en técnicas in vitro para la crianza de los nematodos entomopatógenos. Métodos in vivo consideran la crianza de estos nematodos con un insecto huésped, mientras que los métodos in vitro utilizan rich media agar.
Se requiere una suscripción a JoVE para ver este contenido. Inicie sesión o comience su prueba gratuita.
Artículo de método
In vivo e in vitro Crianza de nematodos entomopatógenos (Steinernematidae y Heterorhabditidae)
En este artículo
Resumen
Resumen
Nematodos entomopatógenos (NEP) (Steinernematidae y Heterorhabditidae) tienen una asociación mutualista con Gram-negativas Gamma-Proteobacteria en la familia Enterobacteriaceae bacterias. Xenorhabdus se asocian con steinernematids nematodos mientras Photorhabdus son simbiontes de heterorhabditids. Junto nematodos y bacterias forman un complejo insecticida potente que mata a una amplia gama de especies de insectos en una asociación íntima y específica. En la presente memoria, se demuestra in vivo e in vitro técnicas comúnmente usadas en la cría de estos nematodos en condiciones de laboratorio. Además, estas técnicas representan pasos clave para el éxito del establecimiento de cultivos de EPN y también forman la base para otros bioensayos que utilizan estos organismos para la investigación. La producción de nematodos (-simbionte libre) aposymbiotic suele ser crítico para un análisis en profundidad y enfoque multifacético para el estudio de la simbiosis. Esteprotocolo no requiere la adición de antibióticos y se puede lograr en un corto período de tiempo con el equipo de laboratorio estándar. Los nematodos producidos de esta manera son relativamente robusta, aunque su supervivencia en el almacenamiento puede variar dependiendo de las especies utilizadas. Las técnicas que se detallan en esta presentación corresponden a los descritos por diversos autores y refinado por el Laboratorio de la Universidad de Arizona (Tucson, AZ, EE.UU.) de P. Stock. Estas técnicas son distinta del cuerpo de las técnicas que se utilizan en la producción masiva de estos organismos con fines de gestión de plagas.
Introducción
Nematodos entomopatógenos (EPN) Steinernema y Heterorhabditis spp. (Steinernematidae, Heterorhabditidae) y sus bacterias simbiontes, Xenorhabdus y Photorhabdus spp (Enterobacteriaceae) se consideran un modelo emergente de los Animales Terrestres microbica relaciones simbióticas 2-4,6,10,19. Xenorhabdus y Photorhabdus spp. se albergaron como simbiontes en el intestino de la única etapa de vida libre de los nematodos, también conocido como el infectivo juvenil (IJ) o etapa 3 rd infectivos juveniles 8,10,13. La pareja bacteria-nematodo es patógeno para una amplia gama de insectos y con éxito se ha implementado en el control biológico y los programas de manejo integrado de plagas en todo el mundo 6,8.
Aquí mostramos una selección de in vivo e in vitro técnicas que se ejercen con frecuencia para la cría de EPN en condiciones de laboratorio. In métodos in vivo contemplan un insecto huésped para la cría de los nematodos. Por lo general, los estados inmaduros de diferentes órdenes de insectos (es decir, Lepidoptera, Coleoptera, Diptera, etc.) Se consideran hospedadores adecuados. In vivo métodos suelen ser considerados para el mantenimiento de cultivos de nematodos en el laboratorio. Este método puede no ser adecuado cuando se considera la producción en masa de los nematodos. Grandes cantidades de insectos hospedadores pueden ser necesarios para tal fin exigir más tiempo y costes adicionales relacionados con la cría de insectos.
Nematodos entomopatógenos también pueden ser cultivadas in vitro en varios medios de comunicación. Dependiendo del objetivo del estudio; métodos in vitro o puede considerar la incorporación de las bacterias simbióticas en los medios de comunicación. En esta presentación, se describen dos métodos comúnmente usados para la propagación de EPN. Los ingredientes de los medios de comunicación proporcionan una fuente de nutrientes para la bacteria simbiótica unmétodos in vitro encontrar una fuente de esteroles de los nematodos. ofrecen la ventaja de la cría de EPN sin un insecto huésped.
Originalmente, muchos de los medios de comunicación in vitro desarrollado fueron utilizados para la multiplicación de EPN cuando los ejércitos de insectos adecuados no están disponibles. Sin embargo, en los últimos años, en los métodos de cría in vitro han sido ampliamente empleado en la investigación con el objetivo de entender la relación mutualista entre EPN y sus bacterias simbióticas 17,19.
Las técnicas que se detallan en esta presentación corresponden a los descritos por diversos autores y refinado por la Bolsa de Laboratorio de la Universidad de Arizona (Tucson, AZ, EE.UU.). Estas técnicas son distinta del cuerpo de las técnicas que se utilizan en la producción masiva de estos organismos con fines de gestión de plagas.
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Protocolo
1. En vivo La cría de nematodos entomopatógenos con sus bacterias Symboitic
- Invertir un 100 x 15 mm placa Petri de plástico y colocar dos discos de papel de filtro (90 mm) en la tapa del plato.
- Distribuir uniformemente 1 ml de la IJ (juveniles infectivos) suspensión de agua (a una concentración de 1,000-2,000 IJ / ml) sobre el papel de filtro.
NOTA: JIs no necesitan ser esterilizados de la superficie. - Añadir 10 larvas de último instar de la mayor Galleria mellonella waxmoth al plato. El objetivo es proporcionar aproximadamente 100-200 JIs / larva.
- Cubra la tapa con la parte inferior de la placa de Petri (Figura 1) y la etiqueta de la placa de Petri. Mencione la siguiente información: nombre de la especie de nematodos (si se conoce); aislar código / designación; infección fecha trampa estaba tendida.
- Coloque el plato en una bolsa de plástico sin apretar sellada (para conservar la humedad) y mantenerlo en la oscuridad a temperatura ambiente o en una incubadora entre 20-25 ° C. Compruebe platos diariamente
NOTA: La oscuridad facilita la infección por nematodos, ya que imita las condiciones naturales de infección en el suelo. - Después de 3-5 días, retire cadáveres con signos de infección por nematodos a una trampa Blanco modificada 7.
NOTA: Si los cadáveres olor pútrido, esto puede ser una indicación de que el cultivo no tuvo éxito y / o no había contaminación. Configurar una nueva cámara de la infección con un nuevo lote de nematodos e insectos.
2. In vitro Crianza de nematodos entomopatógenos con sus bacterias simbióticas
- Hígado y riñón Agar Método 9,19
- Picar el hígado y el riñón en trozos pequeños (2 cm 3 o más pequeñas) y colocar en una licuadora con NaCl, agar y 300 ml de agua y mezclar hasta que la carne se convierte en una pasta líquida, pasta espesa o puré. A continuación, transferir la mezcla a un matraz Erlenmeyer de 1 l.
- Añadir los últimos 200 ml de agua al recipiente de la licuadora y decantar cualquier medio restante en laErlenmeyer. Autoclave durante 15 minutos a 121 ° C. Después de la esterilización en autoclave permite agar enfriar a tocar antes de verter.
NOTA: El pipeteo de medio no es recomendable ya que este medio tiende a tener trozos de carne. - Vierta ~ 20 ml de agar a 5 (o 6) cm placas de Petri mientras se agita la mano o girando el matraz Erlenmeyer vierte entre los medios de comunicación para una más homogénea. Permitir agar para solidificar y almacenar platos a 4 ° C hasta que se necesite
NOTA: Use una espátula de metal llama-esterilizados para romper los trozos grandes de carne vierte en la placa de Petri.
- Lipid Agar Método 9,19
- Preparar medio de agar de lípidos mediante la mezcla de caldo nutriente, extracto de agar y la levadura y verter la mezcla en un matraz Erlenmeyer de 2 L. Agregar destilada H 2 O y MgCl2 • 6H 2 O y autoclave durante 15 minutos a 121 ° C.
- Agregue la mezcla estéril de aceite y jarabe de maíz de mezcla de maíz y revuelva o agite vigorosamente y con frecuencia para dispersar las gotitas de aceite de manera uniforme.
NOTA: Esterilizar el aceite de maíz y jarabe colocando el volumen necesario en un agente de reticulación UV. El aceite no se disuelve en el líquido, pero asegúrese de que está en diminutas gotas. - Vierta ~ 20 ml de agar en un 5 (o 6) cm placas de Petri y dejar solidificar el agar y almacenar platos a 4 ° C hasta que se necesite.
- La racha de bacterias simbióticas que desee en la placa de agar de lípidos e incubar las placas a 28 ° C durante 24-48 horas.
NOTA: Extienda 100-200 l de la noche (12-16 horas) LB subcultura. - El día después, agregar aproximadamente 0,4 ml de superficie esterilizada suspensión de nematodos (huevos o juveniles infectivos) e incubar las placas a temperatura ambiente en la oscuridad o en una incubadora a 22 ± 3 ° C.
NOTA: No agregue más de 0,4 ml de suspensión de nematodos, ya que puede crear un ambiente excesivamente húmedo que es desfavorable para el crecimiento de los nematodos. - Monitorear culturas diaria. Los cultivos deben producir una nueva generación de JIs en unos 12 días (Figura 2).
- Transferencia plato inferior con agar cuando los nematodos se ven arrastrándose los lados del plato (Figura 3A) a una trampa Blanco modificado (ver Orozco et al., 12) para cosechar JIs (Figura 3B). Realice este paso en una campana de flujo laminar para reducir la contaminación de los medios de comunicación.
- Recoger JIs de la trampa Blanco modificada en surgimiento y enjuague IJ suspensión para eliminar los residuos medio. Tienda IJ en agua destilada esterilizada a 10 ° C (en un incubador de temperatura fría o habitación fría) o utilizar de inmediato si es necesario.
NOTA: En función del objetivo del estudio, sembrar las placas, ya sea con nematodos simbiontes-colonizado o aposymbiotic.
3. In vitro Crianza de aposymbiotic (-Symbiont gratis) entomopatógenos nematodos
- Infectar 10-20 G. larvas mellonella con JIs de las especies de nematodos deseados (véase la sección 1). Después de 3 o 4 días (en este momento JIs debería haber maduradoa los adultos de la primera generación) recoger cadáveres.
NOTA: El tiempo de la madurez y el número de hembras necesarios para obtener un número suficiente de huevos varía según la especie. Infectar a más G. mellonella larvas si es necesario y comenzar disecciones ya en el post-infección de 48 horas para evaluar si se encuentran en la etapa de desarrollo adecuado. - Coloque cada cadáver individualmente en una placa de Petri con solución salina (tampón M9 18). Diseccionar un cadáver tirando su cabeza con unas pinzas de punta fina.
- Recoge al menos 20 grávido (con huevos dentro de) mujeres con una aguja fina (en forma de L de preferencia) y colocarlos en un vidrio de reloj que contiene 10 ml de tampón M9 (Figura 4A).
- Preparar una solución axenizing considerando los siguientes ingredientes: 6,75 ml de agua destilada, 1,25 ml de NaOH 5 N, y 2,25 ml de solución de lejía disponible comercialmente diluyó a 3% de hipoclorito.
NOTA: NaOH es una base de solución-guantes, gafas de protección y otra asistencia adecuada protecciónse debe usar ropa.
NOTA: Preparar solución axenizing nuevo cada vez, como la lejía se degrada en la luz. Prepare varios lotes de solución axenizing y realizar la esterilización de la superficie y la recolección de huevos en varios vidrios de reloj. - Enjuague hembras al menos tres veces con tampón M9 llenado vidrio de reloj con solución tampón y absorbiendo tampón con una pipeta. Asegúrese de que las hembras permanecen en el vidrio de reloj. Repita este paso dos veces más.
- Inmediatamente después, añadir la solución axenizing y permitir que las mujeres permanezcan en esta solución durante no más de 10-15 minutos. Observar los tejidos de nematodos que comienzan a desintegrarse mientras que los huevos (que son resistentes a la solución axenizing) permanecen intactos.
- Interrumpir manualmente cuerpos femeninos para acelerar el proceso, cortándolos con una aguja o un bisturí (Figura 4B, C). Retire los huevos con la pipeta ellos en 1,5 ml tubos de microcentrífuga, evitando la adición de cualquier tejido sin disolver.
NOTA: Uso como mcualquier tubos de microcentrífuga como sea necesario para recoger los huevos y trabajan rápidamente, ya que la viabilidad de los huevos disminuirá durante un período prolongado de exposición a la solución axenizing. - Tubos Vortex durante 15 segundos utilizando el "ajuste de alta velocidad" para eliminar aún más los tejidos de nematodos unidos a los huevos. Alternativamente, si un vórtice no está disponible, pipetear arriba y abajo las soluciones varias veces.
- Huevos de pellets por centrifugación a aproximadamente 18.000 g durante 2 min. Aumentar la velocidad si los huevos no hacen lo suficiente pellet. Retire la solución axenizing y enjuague dos veces llenando el tubo de microcentrífuga con agua destilada estéril y se centrifuga una vez más a 900 xg durante 1 min.
- Después del último lavado, resuspender huevos en 300-500 l de agua destilada estéril y colocarlos en un recipiente estéril 3 cm placa de Petri o vidrio de reloj esterilizado. Recuerde que los huevos son ahora esterilizados en superficie, a fin de utilizar pipetas estériles y / o consejos pippetter y agua para mantener la limpieza de los huevos.
- Examine los huevos bajo un microscopio de disección (ampliación 30-50X) para confirmar que están intactos (Figura 4D) y transferirlos a una placa 5 cm con agar hígado-riñón (ver sección 2.1)
NOTA: No agregue más de 400 l de la suspensión de huevos en las placas ya que hará que el agar excesivamente húmedo. - Las placas de identificación con la información apropiada y almacenarlos en posición vertical en la oscuridad a 28 ° C. La eclosión de los huevos debería ser evidente durante la noche.
NOTA: El agua puede condensarse en la tapa del plato, pero se evaporará después de 1 ó 2 días. En este momento, colocar la cápsula en la bolsa de plástico para retener la humedad del agar y evitar su secado. - Observe platos periódicamente y deseche cualquier platos que muestran signos de hongos o la contaminación bacteriana. Una vez JIs se ven migrar hasta la pared de la cápsula de Petri, quitar la tapa y transferir el plato inferior con agar a una trampa Blanco modificada 12. Considere condiciones estériles al transferir el plato en el modified trampa blanca para evitar la contaminación de los medios expuestos.
- Continuar el seguimiento de las trampas blancas y cosecha IJ según sea necesario.
NOTA: los nematodos aposymbiotic seguirán migrando hacia el agua de la trampa de Blanco durante muchos días e incluso semanas.
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Resultados
El método de cría in vivo utiliza insectos vivos como anfitriones para el crecimiento y la reproducción de nematodos. Cámaras de infección son un método eficaz para la exposición de insectos JIs. Esta es la única etapa del ciclo de vida de los nematodos de que los vectores de las bacterias simbiontes de un insecto huésped a otro. Figura 1 muestra la puesta a punto para una cámara de infección, así como los materiales necesarios para construir esta cámara. In vitro métodos de crianza pe...
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Discusión
El uso de un huésped adecuado es un factor clave para el éxito en la crianza vivo de EPN. Por lo general, ambos steinernematids y heterorhabditids pueden reproducirse y completar con éxito su ciclo de vida en las larvas de la polilla mayor de la cera, Galleria mellonella (Lepidoptera: Pyralidae). Sin embargo, otras especies de insectos de diferentes familias y / o pedidos pueden ser considerados. Algunas de las especies de nematodos que se describen en la actualidad se sabe que tienen especifi...
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Divulgaciones
No hay conflictos de interés declarado.
Agradecimientos
Los autores desean agradecer a los miembros anteriores de la Bolsa de laboratorio: Ming-Min Lee, Kathryn Plichta, Victoria Miranda-Thompson y Sam-Kyu Kim por su contribución a la mejora de muchos de estos protocolos. Este trabajo fue financiado en parte por la subvención de la Fundación Nacional para la Ciencia IOS-0840932 y 0724978 para IOS-SP Stock
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Para In vivo Infecciones | |||
| 100 x 15 placas de Petri | VWR | 25384-088 | |
| Papel de filtro, 9 cm celulosa de grado 1 | Whatman/VWR | 28450-081 | Papel de filtro de grado 1 recomendado |
| Los insectos huéspedes | Timberline | http://www.timberlinefisheries.com/ProductDetails.asp?ProductCode=WAXLG | Galleria mellonella son recommended |
| Para agar hígado-riñón (para 500 ml) | |||
| 60 x 15 mm Placas de Petri | VWR | 25384-092 | |
| Hígado de vacuno, 50 g De | origen local; carnicero o supermercado | Los restos pueden almacenarse congelados y descongelarse para su uso futuro | |
| Riñón de ternera, 50 g | De origen local; carnicero o supermercado | El resto puede almacenarse congelado y descongelado para su uso | |
| futuro.Cloruro de sodio 2,5 g (0,5% concentración final) | Acros/VWR | 200002-434 | puede utilizar cualquier NaCl de grado de investigación |
| Agar, 7,5 g (1,5% de agar, concentración final) | HiMedia/VWR | 95026-642 | se puede utilizar cualquier agar de grado medio |
| 500 ml de H2O | |||
| Para agar lipídico (para 1 L) | |||
| 100 x 15 placas de Petri | VWR | 25384-088 | |
| Caldo de nutrientes, 8 g | BD/VWR | 90002-660 | |
| Extracto de levadura, 5 g | EMD/VWR | EM1.03753.0500 | |
| Cloruro de magnesio hexahidratado 10 ml (0,2 g/ml) | EMD/VWR | EM-MX0045-1 | |
| Aceite de maíz, 4 ml | Cualquier marca | De origen local; supermercado | Se puede utilizar |
| cualquier marca de aceite de maízJarabe de maíz, 96 ml combine 7 ml de jarabe de maíz en 89 ml H2O calentado y agite para homogeneizar | Karo | De origen local; Agar de supermercado | |
| , 15 g | HiMedia/VWR | 95026-642 | se puede utilizar cualquier agar de grado medio |
| H2O, 890 ml |
Referencias
- Akhurst, R. J. Morphological and functional dimorphism in Xenorhabdus spp., bacteria symbiotically associated with the insect pathogenic nematodes, Neoaplectana and Heterorhabditis. J. Gen. Microbiol. 121, 303-309 (1980).
- Dunphy, G. B., Webster, J. M. The monoxenic culture of Neoaplectana carpocapsae DD 136 and Heterorhabditis heliothidis. Revue Nematol. 12, 113-123 (1989).
- Boemare, N. Biology, taxonomy and systematics of Photorhabdus and Xenorhabdus. Entomopathogenic Nematology. Gaugler, R. , CABI Publishing. Wallingford. (2002).
- Boemare, N. E., Akhurst, R. A. The Genera Photorhabdus and Xenorhabdus. The Prokaryotes. Dworkin, M., Falkow, S., Rosenberg, E., Schleifer, K. -H., Stackebrandt, E. , Springer. New York, NY. 473-488 (2002).
- Ehlers, R. U., Wulff, A., Peters, A. Pathogenicity of axenic Steinernema feltiae. Xenorhabdus bovienii. and the bacto-helminthic complex to larvae of Tipula oleracea (Diptera) and Galleria mellonella (Lepidoptera). Journal Invertebrate Pathology. 69, 212-217 (1997).
- Gaugler, R., Kaya, H. K. Entomopathogenic Nematodes in Biological Control. Boca. , CRC Press. Raton, FL. (1990).
- Heungens, K., Cowles, C. E., Goodrich-Blair, H. Identification of Xenorhabdus nematophila genes required for mutualistic colonization of Steinernema carpocapsae nematodes. Molecular Microbiology. 45, 1337-1353 (2002).
- Kaya, H. K., Gaugler, R. Entomopathogenic nematodes. Annual Review of Entomology. 38, 181-206 (1993).
- Kaya, H. K., Stock, S. P. Techniques in insect nematology. Manual of techniques in insect pathology. Lackey, L. A. , Academic Press. London. 281-324 (1997).
- Koppenhöfer, H. Bacterial Symbionts of Steinernema and Heterorhabditis. Entomopathogenic Nematodes: Systematics, Phylogeny and Bacterial Symbionts. Nguyen, K. B., Hunt, D. J. , Brill. Leiden-Boston. 735-759 (2007).
- Lunau, S., Stoessel, S., Schmidt Peisker, A. J., Ehlers, R. U. Establishment of monoxenic inocula for scaling up in vitro cultures of the entomopathogenic nematodes Steinernema spp and Heterorhabditis spp. Nematologica. 39, 385-399 (1993).
- Orozco, R. A., Lee, M., Stock, S. P. Soil sampling and isolation of entomopathogenic nematodes (Steinernematidae, Heterorhabditidae). J. Vis. Exp. (89), (2014).
- Poinar, G. O. The presence of Achromobacter nematophilus in the infective stage of a Neoaplectana sp (Steinernematidae: Nematoda). Nematologica. 12, 105-108 (1966).
- Poinar, G. O. Jr, Thomas, G. M. Significance of Achromobacter nematophilus sp. nov. (Achromobacteriaceae: Eubacteriales) associated with a nematode. Int. Bull. Bacteriol. Nomencl. Taxon. 15, 249-252 (1966).
- Sicard, M., Brugirard-Ricaud, K., Pagès, S., Lanois, A., Boemare, N. E., Brehéli, M., Givaudan, A. Stages of infection during the tripartite interaction between Xenorhabdus nematophila, its nematode vector, and insect hosts. Appl. Environ. Microbiol. 70, 6473-6480 (2004).
- Sicard, M., Hinsinger, J., LeBrun, N., Pagès, S., Boemare, N., Moulia, C. Interspecific competition between entomopathogenic nematodes (Steinernema) is modified by their bacterial symbionts (Xenorhabdus). BMC Evolutionary Biology. 6, 68-78 (2006).
- Snyder, H., Stock, S. P., Kim, S. K., Flores-Lara, Y., Forst, S. New insights into the colonization and release processes of Xenorhabdus nematophila and the morphology and ultrastructure of the bacterial receptacle of its nematode host, Steinernema carpocapsae. Applied and environmental microbiology. 73, 5338-5346 (2007).
- Stiernagle, T. Maintenance of C. elegans. WormBook. ed, C. .elegans.W. ormB. ook. , Available from: http://www.wormbook.org (2006).
- Stock, S. P., Goodrich-Blair, H. Nematode parasites, pathogens and associated of insects and invertebrates of economic importance. Manual of Techniques in Invertebrate Pathology. Lacey, L. A. , Elsevier. Yakima, WA. 373-426 (2012).
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Reimpresiones y permisos
