Artículo de método

Atímicos Rata Modelo de Evaluación de Ingeniería de ligamento cruzado anterior injertos

DOI:

10.3791/52797

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26 de marzo de 2015

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1Department of Orthopaedic Surgery, University of California Los Angeles, 2Department of Bioengineering, University of California Los Angeles

En este artículo

Resumen

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Los modelos animales son herramientas importantes para la evaluación de injertos de ingeniería tisular. En este trabajo se presenta el protocolo para la preparación de un injerto de polímero biodegradable electrohilado para su uso en la ingeniería de tejidos del ligamento cruzado anterior, así como un protocolo quirúrgico para su implantación en un modelo de rata.

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La rotura del ligamento cruzado anterior (LCA) es una lesión ligamentosa común que a menudo requiere cirugía porque el LCA no cicatriza bien sin intervención. Las estrategias de tratamiento actuales incluyen la reconstrucción de ligamentos con autoinjerto o aloinjerto, cada uno de los cuales tiene sus limitaciones asociadas. Por lo tanto, existe interés en diseñar un injerto de ingeniería tisular para su uso en la reconstrucción del LCA. Describimos la fabricación de un injerto de polímero electrohilado para su uso en la ingeniería de tejidos ACL. Este injerto de policaprolactona es biocompatible, biodegradable, poroso y está compuesto por fibras alineadas. Debido a que se necesita un modelo animal para evaluar un injerto de este tipo, este artículo describe un modelo intraarticular de rata atímica de reconstrucción del LCA que se puede utilizar para evaluar injertos diseñados, incluidos los sembrados con células xenogénicas. Se presentan los resultados representativos de las pruebas histológicas y biomecánicas a las 16 semanas después de la cirugía, con injertos probados inmediatamente después de la implantación y LCA nativos contralaterales que sirven como controles. El presente estudio proporciona un modelo animal reproducible con el que evaluar los injertos de LCA de ingeniería tisular y demuestra el potencial de un enfoque de medicina regenerativa para el tratamiento de la rotura del LCA.

Introducción

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La rotura del ligamento cruzado anterior (LCA) es una de las más comunes las lesiones de ligamentos de la rodilla 1. Debido a la rotura de ligamento cruzado anterior de es incapaz de curar sin intervención quirúrgica, las limitaciones en las actividades de la vida diaria, así como la participación en deportes en coche más de 175.000 pacientes a someterse a cirugía cada año 2, con un costo estimado de mil millones de dólares al año 3. En la actualidad, ya sea autoinjerto o aloinjerto de tendón se utiliza para la reconstrucción del ligamento. Aunque altas tasas de éxito se puede lograr tanto con autoinjerto y aloinjerto de reemplazo, las complicaciones graves se asocian con estas opciones de reconstrucción 4. Tejido autoinjerto se asocia con morbilidad del sitio donante y se limita la oferta, sobre todo en casos de re-ruptura o lesiones múltiples ligamentosa. Por otro lado, el tejido de aloinjerto está vinculado con la integración retardada del injerto, la respuesta inflamatoria adversa, el riesgo infeccioso teórico, y supl limitadaly 5. Injertos no degradables sintéticos fueron desarrollados en los años 1970 y 1980, pero se vieron obstaculizados por la ruptura prematura del injerto, reacción de cuerpo extraño, osteolisis, y sinovitis 6. Como resultado de estas graves preocupaciones, actualmente no hay injertos sintéticos disponibles para uso clínico en los Estados Unidos.

Debido a estas limitaciones con opciones de injerto existentes y a la evolución reciente de la biología, la ingeniería y la medicina regenerativa, ha habido un gran interés en una solución de ingeniería de tejidos para ACL injerto. Las estrategias de ingeniería de tejidos actuales emplean materiales biológicos y sintéticos degradables para permitir el crecimiento de tejido anfitrión evitando al mismo tiempo las limitaciones asociadas con la implantación de material sintético permanente 7.

La policaprolactona (PCL) es un polímero biodegradable que es aprobado por la FDA para un número de aplicaciones médicas, incluyendo barrera de adhesión y un vendaje de heridas 8, que ha sido used en una amplia variedad de aplicaciones, incluyendo vascular, hueso, cartílago, nervios, piel, y la ingeniería de tejido esofágico 5,9-16. Biocompatibilidad favorable, relativamente larga in vivo la vida media, una resistencia mecánica adecuada, alta elasticidad y contribuyen a la popularidad de este polímero en la ingeniería de tejidos. En un modelo de roedor de la cicatrización de heridas, implantado PCL electrospun ha demostrado ser no inmunogénica y de integrarse en el tejido local sin reacciones adversas 13. Una imagen SEM de electrospun PCL se muestra en la Figura 1.

Con actual de la FDA reguladora normas, la eficacia y la seguridad tanto en modelos animales pequeños y grandes que se requeriría para un PCL o cualquier otro injerto de LCA diseñado para moverse en ensayos clínicos en los Estados Unidos. Además, las condiciones in vivo a menudo pueden aumentar las propiedades de un injerto de tejido in vitro de ingeniería. Un modelo de rata de la reconstrucción del LCA autólogo con digitor flexorum tendón del se ha descrito anteriormente, en el que se rompió el ligamento cruzado anterior nativa, femoral y tibial túneles fueron perforados, y el injerto fue aprobada y se fija mediante sutura 17-22. En este artículo, vamos a describir una modificación de este modelo para la evaluación de los reemplazos de ACL ingeniería en lugar de para la reconstrucción a base de autoinjerto (Figura 2).

Aunque existen muchos modelos animales para la ingeniería de tejido del ligamento, la rata es ventajoso en comparación con los modelos más grandes para un número de razones. Estas ventajas incluyen la cría y manejo más fácil, menos consideraciones éticas, y la reducción de 17,23 costo. Además, el modelo de rata se ha usado extensivamente como un modelo para la regeneración de tejido ortopédico, incluyendo el cartílago, tendón, y la ingeniería de tejido óseo 24. En particular, las ratas desnudos atímicos se eligieron debido a su falta de respuesta inmune mediada por células 25, permitiendo la implantación eventual of células del donante xenogeneicos en este modelo para mejorar aún más el injerto de ingeniería en el futuro. En este documento métodos, se describe la fabricación y la implantación quirúrgica de un acelular, injerto de polímero biodegradable en un modelo de rata atímicos de reconstrucción del LCA.

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Protocolo

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NOTA: Todas las cirugías animales fueron aprobadas por el personal y animal veterinaria comité uso local antes de comenzar los experimentos.

1. Preparación de electrohiladas policaprolactona Andamios

  1. Pesar y disolver éster de grado médico terminado poli (ε-caprolactona) en forma de gránulos en 1,1,1,3,3,3-hexafluoro-2-propanol para crear un 10% w / w solución del polímero PCL. Deje que el revuelo solución utilizando una placa de agitación durante al menos 3 horas para asegurar una solución homogénea.
  2. Electrospin la solución PCL para crear un brazalete de fibras PCL altamente alineados para la fabricación de andamios.
    1. Preparar la instalación electrospinning en una campana de extracción química con el ventilador encendido en todo momento. Este consiste en una caja de acrílico grande que servirá como un medio de vacío aislado para el proceso de electrospinning y tiene puntos de entrada para la solución de fuente PCL impulsado por una fuente de tensión, el mandril recogiendo accionado por motor, y un puerto de vacío. Limpie el Acrylicaja de c a fondo con etanol y cubre todas las superficies con hojas de Parafilm para eliminar las impurezas que puedan comprometer la calidad del producto electrospun.
    2. Cargar aproximadamente 3 ml de la solución anterior en una jeringa de 10 ml con un objeto contundente terminaron 18 G, la aguja 1 ½ pulgadas. Quite las burbujas de aire empujando la jeringa hacia arriba. Solución de bloqueo en una bomba de inyección programable. Insertar la aguja a través de un pequeño agujero en la caja de acrílico, dejando alrededor de ½ pulgada de la aguja fuera de la caja de acrílico para la fijación del cable de la fuente de tensión.
    3. Use un 30 mm girando mandril del torno como el colector para las fibras PCL altamente alineados; cubrir el mandril firmemente con una tira delgada de papel de aluminio. Bloquear el mandril en el motor en el lado opuesto de la caja de unos 15 cm de distancia de la aguja de la jeringa.
    4. Inserte la manguera de plástico en el puerto de vacío y conectarse a la fuente de vacío campana de humos. Encienda la fuente de vacío y para abarcar la caja de acrílico con una tapa.
    5. Set la velocidad de infusión de la bomba de jeringa programable a 2,5 ml / hr. Encienda el motor para operar en el mandril a 3.450 rpm y conecte el cable positivo de la fuente de tensión a la punta de la aguja fuera de la caja con una pinza.
    6. Una vez que la infusión de la solución PCL ha comenzado, encienda la fuente de tensión y establecer a una tensión de servicio de 20 kV.
    7. Infundir la solución durante 12 minutos para crear un manguito homogénea de 0,5 ml de la solución de PCL.
      NOTA: En promedio, cada manguito tiene suficiente material de electrospun para crear dos hojas de seis tiras, que pueden ser utilizados para crear un total de tres andamios de cuatro capas.
  3. Láser cortar el manguito PCL para formar múltiples pequeñas hojas en un VersaLaser Cortador 2.3 operada en el ajuste bajo vacío, el voltaje de aterrizaje 10,0 keV, distancia de trabajo 6,4 mm, y el diámetro de la sonda de 3,0.
    NOTA: En este ejemplo, un diseño asistido por ordenador se utiliza para instruir a la cuchilla para producir varias hojas de 1,5 mm x 35 mm x 150 micras con andamiosdistribuido uniformemente 150 micras de diámetro en un 15% el área de poro.
  4. Plasma etch los andamios PCL utilizando un limpiador de plasma para inducir la hidrofilia de la superficie PCL con aceleración de iones. Ajuste el vacío a 450 Pa y la delicia de los andamios durante 30 segundos a alta potencia (29,6 W).
  5. Bañar los andamios en etanol al 70% en un ambiente estéril.
  6. Escudo los andamios individuales con colágeno para facilitar la adhesión y proliferación celular in vivo.
    1. Crear una solución de recubrimiento de colágeno mediante la dilución de un 8: solución estéril de 2,5 Purecol colágeno 3 mg / ml de solución patrón, 10x PBS y 0,1 N NaOH 1:: 1 9 en 1X PBS a 4 ° C. Mezclar bien para asegurar la homogeneidad solución.
    2. Escudo individuo 1,5 mm x 35 mm x 150 micras andamios con una película fina capa de la solución de colágeno anteriormente. Deje secar durante 24 horas en un ambiente estéril.
  7. El uso de suturas de Vicryl 5-0, apilar y colocar cuatro individuo 1,5 mm x 35 mm x 150 micras andamiosutilizando un Krackow puntada para crear un final 0,6 mm de espesor de capas múltiples, andamios, revestida de colágeno que está listo para su implantación.

2. Protocolo de Cirugía de la rata

  1. Inducir la anestesia mediante la colocación de la rata en la cámara de inhalación y la entrega de 2% de isoflurano con 2 L / min de oxígeno. Confirmar la rata se anestesia adecuada por aplicación de presión a las patas traseras y la evaluación de cualquier respuesta.
  2. Sobre la mesa de vuelta no estériles, por vía subcutánea inyectar 25 mg / kg de ampicilina y 0,03 mg / kg de buprenorfina.
  3. Aplique un ungüento oftálmico para los ojos. Clip de la piel de la extremidad posterior operativa y preparar la zona quirúrgica con tres matorrales alternas de clorhexidina y etanol al 70%.
  4. Traslado a la rata a la mesa de operaciones, en un cojín con calefacción para evitar la hipotermia. Secure nariz cono, y mantener la anestesia a través del procedimiento con un 2% de isoflurano en 2 l / min de oxígeno, cono de la nariz entregado. Coloque de una manera estéril, dejando la extremidad operativa expuesta.
  5. Antes de comenzar la cirugía, primero confirmar anestesia adecuada por la falta de una respuesta a la presión del pie traseras.
  6. Hacer un 2 cm de largo medial incisión vertical a la rodilla, centrado en el nivel de la rótula. Retraer la piel lateralmente hasta que la incisión se centra sobre la rodilla.
  7. Utilice un bisturí para realizar una artrotomía parapatelar medial cortando justo medial a la rótula y que se extiende proximalmente hasta el nivel de la unión musculotendinosa de los cuádriceps y distalmente al nivel de la inserción del tendón rotuliano en el tubérculo tibial. Tenga cuidado de no cortar los rotulianos o cuádriceps tendones.
  8. Rótula Release lateralmente haciendo una incisión vertical de 1 cm a través de la cápsula de la rodilla justo lateral al tendón patelar.
  9. Asegúrese de que la rodilla está extendida. Tome un par de tijeras finas y pasar por debajo de la rótula de lateral a medial. Difundir las tijeras un par de veces para que el mecanismo extensor se puede traducir a cualquier lado.
  10. Mientras flexionando tél la rodilla, traducir la rótula lateralmente para exponer el interior de la articulación de la rodilla. Asegurar una visualización clara de la escotadura intercondílea y cóndilos femorales. El uso de un bisturí, seccionar la ACL y PCL en la muesca.
  11. Taladro eléctrico de carga con un alambre de Kirschner de 1,6 mm. Coloque la punta de Kirschner en el origen del LCA en la escotadura intercondílea. Perforar superolateralmente y visualizar el punto de salida en la cara lateral del fémur, la eliminación de cualquier tejido suave como sea necesario con un bisturí. Pase el alambre de Kirschner y salir un par de veces para asegurarse de paso libre para el injerto.
  12. Coloque el alambre de Kirschner en la huella de ACL en la meseta tibial. Perforar anterolateralmente y visualizar punto de salida en la tibia proximal anterolateral. Utilice bisturí para limpiar el tejido blando como sea necesario para que el punto donde el k-alambre sale de la tibia está totalmente visualizada.
  13. Pasar una aguja Keith acortada (idealmente no más de 2 pulgadas de largo) a través del túnel del hueso femoral. Pase los dos extremos de la sutura de un extremo del injerto a través del ojo de la Kaguja eith. Utilice la aguja para tirar de un extremo del injerto a través del túnel femoral.
  14. Repita el paso antes de pasar el otro extremo del injerto a través del túnel tibial.
  15. Utilice 4-0 Vicryl sutura para fijar el extremo femoral del injerto al que rodea periostio u otro tejido blando con una puntada figura en forma de ocho. Manual de la tensión del injerto con la rodilla en extensión. Asegurar el extremo tibial del injerto al que rodea periostio u otro tejido blando con una puntada figura en forma de ocho.
  16. Utilice una tijera para cortar el exceso de injerto en ambos extremos, dejando 1-2 mm en cada extremo pasado la puntada figura en forma de ocho.
  17. Extender la rodilla y reducir la rótula. Utilizando 4-0 vicryl, coloque una sola puntada figura en forma de ocho para cerrar la cápsula articular medial, evitando subluxación lateral de la rótula.
  18. Cierre la piel con una subcuticular 5-0 Monocryl o Vicryl sutura continua, con cuidado de no suturar el músculo subyacente o tiene cualquier sutura visible una vez que la piel se cierra.
  19. Inject ratas por vía subcutánea con buprenorfina cada 12 hr para un total de tres días después de la operación. Visite el sitio quirúrgico para cualquier secreción o dehiscencia de la herida en el momento de la inyección. Cojeando y un poco de hinchazón son normales en los primeros días después de la cirugía, pero prontamente abordar cualquier preocupación postoperatorias en conjunto con el personal veterinario. El animal puede ser de vuelta a la vivienda social a las 2 semanas después de la operación, cuando las incisiones quirúrgicas hayan desaparecido por completo.

3. Protocolo de Recolección de Datos

  1. En el momento del sacrificio, asfixiar ratas individualmente en una cámara cerrada CO 2 seguido por toracotomía.
  2. Cosecha tanto las extremidades reconstruidas quirúrgicamente y contralateral separando en la articulación de la cadera.
    1. Para las extremidades reconstruidas, eliminar todo el tejido blando, incluyendo el ligamento cruzado posterior y los restos de la ACL nativo alterado quirúrgicamente, mediante disección fina para aislar sólo el fémur, la tibia, y el injerto.
    2. En las extremidades contralaterales, eliminar todo el tejido blando, excepto la ACL nativo, así como el fémur y la tibia por la disección fina.
    3. Utilice una herramienta rotativa, tales como Dremel, para eliminar todo pero ¾ a 1 cm de hueso de cada extremo del complejo fémur-injerto tibia.
    4. Durante este proceso ya lo largo de las pruebas biomecánicas, con regularidad y frecuencia rocíe las regiones ligamentosas con solución salina normal para evitar la desecación de la rodilla cosechado que pueden alterar los resultados falsamente.
  3. Para el análisis histológico, fijar cada rodilla individualmente en solución de paraformaldehído al 4% a 25 ° C durante 48 hr. A continuación, sumergir la rodilla en una solución de Immunocal reactivo para la descalcificación completa; este proceso depende de los contenidos calcificación de la muestra y puede tomar hasta cinco días. Compruebe muestras individuales diaria para evaluar el progreso como la descalcificación incompleta puede disminuir la calidad de la muestra. Una vez completa, realice el corte, tobogán de montaje, y la tinción si lo deseas.
  4. Perform pruebas biomecánicas para evaluar la capacidad funcional de la ingeniería tisular ligamento.
    1. Asegurar el fémur y la tibia envolviendo 28 G alambre de acero galvanizado alrededor de la epífisis de cada hueso separado. Esto es para evitar que los datos de pruebas biomecánicas inexactas de fallo prematuro de la tracción de la muestra en el hueso en lugar de en el ligamento de interés.
    2. Pot el fémur en una mezcla de cemento de polimetilmetacrilato (PMMA) de hueso. Para ello, mezclar los dos componentes del cemento y utilizar inmediatamente la mezcla viscosa para asegurar el fémur en el metal, que encierra completamente la diáfisis del hueso en la olla cementada con la epífisis y el ligamento adjunto que sobresale libremente. Permitir la polimerización de radicales libres espontánea para transformar gradualmente los componentes viscosos mixtos a un material pastoso y, finalmente, en una matriz endurecida sólido.
      NOTA: Este proceso tarda varios minutos y se puede controlar manualmente mediante la evaluación de la temperatura de un bolo a partir deel cemento restante; la temperatura debe aumentar transitoriamente durante la reacción de polimerización exotérmica y disminuir a RT después el material se solidifica.
    3. Repita el mismo proceso anterior para cementar la tibia, excepto la vez que mantiene el ligamento de la rodilla en 20 ° de flexión para la prueba mecánica ideal.
    4. Montar el complejo fémur-injerto tibia cementado en un aparato de ensayo de tracción, y preparar a la carga de registro y el desplazamiento como una función de tiempo desde el comienzo de la tensión al fracaso. En este ejemplo, se utilizó un modelo Instron 5564 con una célula de carga de 1 kN.
    5. Pre-tensión del injerto a 2 N a una velocidad de rampa de 0,5 N / min y luego probar el injerto al fracaso a una velocidad de deformación de 0,5 mm / seg. Durante el proceso, asegúrese de que el ligamento está fallando en la mitad de la sustancia y que el fémur y la tibia ósea son seguras y no prematuramente en su defecto, que puede evaluar de manera inexacta propiedades biomecánicas del ligamento probado.
    6. Utilice el desplazamiento de carga generadacurvas para calcular la carga de rotura y la rigidez del ligamento probado.

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Resultados

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En nuestra experiencia de 92 cirugías de rata por un solo cirujano, el tiempo medio operatorio desde la incisión hasta la finalización de la herida fue de 16,9 min, con una desviación estándar de 4,7 min. En el momento del sacrificio, ratas pesaban 356 ± 23 g. Todas las ratas toleraron la cirugía bien, y no experimentaron complicaciones. Inmediatamente después de la cirugía, se observaron las ratas para soportar el peso sobre la extremidad operativa, pero mostraron una leve cojera. Una semana después de la operación, to...

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Discusión

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Las lesiones del LCA son una condición común en la cirugía ortopédica deportes, con opciones limitadas para la reconstrucción en la actualidad. A fin de desarrollar un sustituto de tejido de ingeniería apropiado para la ACL que permitirá la regeneración in vivo, se requiere un modelo animal adecuado. En este estudio, la fabricación de un injerto de ingeniería biodegradable se describe, como es su implantación in vivo utilizando un modelo reproducible de la reconstrucción del LCA en una rata atímicos. E...

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Divulgaciones

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Los autores declaran que no tienen intereses financieros contrapuestos.

Agradecimientos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los autores desean agradecer a Gabriel Arom y Michael Yeranosian por sus contribuciones técnicas a las iteraciones anteriores de este proyecto. Este proyecto fue financiado por el OREF Clínico Científico Training Grant (NL), HH Lee quirúrgica Beca de Investigación (NL), la Administración de Veteranos BLR + D Revisión Mérito 1 I01 BX00012601 (DM) y Musculoesqueléticas Trasplante Fundación Premio al Investigador Joven (FP).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Polímero de poli (éster terminado de grado médicoε-caprolactona), forma de gránulos (PM = 110 000)figure-materials-1 Polímeros absorbibles LactelPolímero sintetizado personalizado al peso molecular deseado
1,1,1,3,3,3-hexafluoro-2-propanolSigma-Aldrich105228Disolvente para el polímero PCL
18 G x 1½aguja biseladaBD Medical305196
Bomba de jeringa programable para infusión/retirada a distanciaHarvard Apparatus702101
VersaLaser VLS2.30 grabador láserMicrogeo USAVLS2.30
Limpiador de plasma expandido 115 VHarrick PlasmaPDC-001Plasma de grabado justo antes del recubrimiento con colágeno para la modificación de superficie
Solución estándar de colágeno PureCol, 3 mg/mlAdvanced Biomatrix5015-AMezcle una solución 8:1:2,5 de PureCol, PBS 10x, 0,1 N NaOH 1:9 en PBS 1x
Sutura, Vicryl 5-0Henry Schein1086471
Sutura, Vicryl 4-0Henry Schein6540072
Tijeras de disección de punta fina (rectas; 4,5 pulgadaFisher Scientific8940
Clorhidrato de buprenorfinaSigma-AldrichB9275Utilice 0,03 mg/kg tanto intraoperatoria como posoperatoriamente para el control del dolor
Ampicilina, inyectableHenry Schein1185678Utilice 25 mg/kg por vía subcutánea durante el procedimiento
K-wire, 1,6 mmSpectrum SurgicalSI040062
Keith Needle, Recto 1½"Laboratorio de Dermatología Delasco & SuministroKE-112
Solución descalcificante ImmunocalFisher ScientificNC9491030
Cemento óseo de resina acrílica Opticryl (PMMA) (monómero y polímero)US Dental DepotOPTICRYL 100410 
Máquina de ensayo de tracción Instron modelo 5564Instron5564Cualquier aparato comparable de ensayo de tracción es adecuado

Referencias

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Fetto, J. F., Marshall, J. L. The natural history and diagnosis of anterior cruciate ligament insufficiency. Clin Orthop Relat Res. (147), 29-38 (1980).
  2. Kim, Y. M., Lee, C. A., Matava, M. J. Clinical results of arthroscopic single-bundle transtibial posterior cruciate ligament reconstruction: a systematic review. Am J Sports Med. 39 (2), 425-434 (2011).
  3. Andersson, C., Odensten, M., Gillquist, J. Knee function after surgical or nonsurgical treatment of acute rupture of the anterior cruciate ligament: a randomized study with a long-term follow-up period. Clin Orthop Relat Res. (264), 255-263 (1991).
  4. Klimkiewicz, J. J., Petrie, R. S., Harner, C. D. Surgical treatment of combined injury to anterior cruciate ligament, posterior cruciate ligament, and medial structures. Clin Sports Med. 19 (3), 479-492 (2000).
  5. Petrigliano, F. A., McAllister, D. R., Wu, B. M. Tissue engineering for anterior cruciate ligament reconstruction: a review of current strategies. Arthroscopy. 22 (4), 441-451 (2006).
  6. Groot, J. H., et al. Use of porous polyurethanes for meniscal reconstruction and meniscal prostheses. Biomaterials. 17 (2), 163-173 (1996).
  7. Leong, N. L., Petrigliano, F. A., McAllister, D. R. Current tissue engineering strategies in anterior cruciate ligament reconstruction. J Biomed Mater Res A. 102 (5), 1614-1624 (2014).
  8. Duling, R. R., Dupaix, R. B., Katsube, N., Lannutti, J. Mechanical characterization of electrospun polycaprolactone (PCL): a potential scaffold for tissue engineering. J Biomech Eng. 130 (1), 011006(2008).
  9. Shao, Z., et al. Polycaprolactone electrospun mesh conjugated with an MSC affinity peptide for MSC homing in vivo. Biomaterials. 33 (12), 3375-3387 (2012).
  10. Tillman, B. W., et al. The in vivo stability of electrospun polycaprolactone-collagen scaffolds in vascular reconstruction. Biomaterials. 30 (4), 583-588 (2009).
  11. Wise, S. G., et al. A multilayered synthetic human elastin/polycaprolactone hybrid vascular graft with tailored mechanical properties. Acta Biomater. 7 (1), 295-303 (2011).
  12. Vargel, I., Korkusuz, P., Menceloğlu, Y. Z., Pişkin, E. In vivo performance of antibiotic embedded electrospun PCL membranes for prevention of abdominal adhesions. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 81 (2), 530-543 (2007).
  13. Cao, H., McHugh, K., Chew, S. Y., Anderson, J. M. The topographical effect of electrospun nanofibrous scaffolds on the in vivo and in vitro foreign body reaction. J Biomed Mater Res A. 93 (3), 1151-1159 (2010).
  14. Joshi, V. S., Lei, N. Y., Walthers, C. M., Wu, B., Dunn, J. C. Macroporosity enhances vascularization of electrospun scaffolds. J Surg Res. 183 (1), 18-26 (2013).
  15. Pham, Q. P., Sharma, U., Mikos, A. G. Electrospun poly(epsilon-caprolactone) microfiber and multilayer nanofiber/microfiber scaffolds: characterization of scaffolds and measurement of cellular infiltration. Biomacromolecules. 7 (10), 2796-2805 (2006).
  16. Vaz, C. M., van Tuijl, S., Bouten, C. V., Baaijens, F. P. Design of scaffolds for blood vessel tissue engineering using a multi-layering electrospinning technique. Acta Biomater. 1 (5), 575-582 (2005).
  17. Kawamura, S., Ying, L., Kim, H. J., Dynybil, C., Rodeo, S. A. Macrophages accumulate in the early phase of tendon-bone healing. J Orthop Res. 23 (6), 1425-1432 (2005).
  18. Hays, P. L., et al. The role of macrophages in early healing of a tendon graft in a bone tunnel. J Bone Joint Surg Am. 90 (3), 565-579 (2008).
  19. Dagher, E., et al. Immobilization modulates macrophage accumulation in tendon-bone healing. Clin Orthop Relat Res. 467 (1), 281-287 (2009).
  20. Bedi, A., et al. Effect of early and delayed mechanical loading on tendon-to-bone healing after anterior cruciate ligament reconstruction. J Bone Joint Surg Am. 92 (14), 2387-2401 (2010).
  21. Bedi, A., Kawamura, S., Ying, L., Rodeo, S. A. Differences in tendon graft healing between the intra-articular and extra-articular ends of a bone tunnel. HSS J. 5 (1), 51-57 (2009).
  22. Fu, S. C., et al. Effect of graft tensioning on mechanical restoration in a rat model of anterior cruciate ligament reconstruction using free tendon graft. Knee Surg Sports Traumatol Arthrosc. 21 (5), 1226-1233 (2013).
  23. Fan, H., Liu, H., Wong, E. J., Toh, S. L., Goh, J. C. In vivo study of anterior cruciate ligament regeneration using mesenchymal stem cells and silk scaffold. Biomaterials. 29 (23), 3324-3337 (2008).
  24. Landis, J. R., Koch, G. G. The measurement of observer agreement for categorical data. Biometrics. 33 (1), 159-174 (1977).
  25. Joshi, S. M., Mastrangelo, A. N., Magarian, E. M., Fleming, B. C., Murray, M. M. Collagen-platelet composite enhances biomechanical and histologic healing of the porcine anterior cruciate ligament. Am J Sports Med. 37 (12), 2401-2410 (2009).
  26. Leong, N. L., et al. In vitro and in vivo evaluation of heparin mediated growth factor release from tissue-engineered constructs for anterior cruciate ligament reconstruction. J Orthop Res. 10, (2014).
  27. Seo, Y. K., et al. Increase in cell migration and angiogenesis in a composite silk scaffold for tissue-engineered ligaments. J Orthop Res. 27 (4), 495-503 (2009).
  28. Freeman, J. W., Woods, M. D., Laurencin, C. T. Tissue engineering of the anterior cruciate ligament using a braid-twist scaffold design. J Biomech. 40 (9), 2029-2036 (2007).
  29. Bashur, C. A., Shaffer, R. D., Dahlgren, L. A., Guelcher, S. A., Goldstein, A. S. Effect of fiber diameter and alignment of electrospun polyurethane meshes on mesenchymal progenitor cells. Tissue Eng Part A. 15 (9), 2435-2445 (2009).
  30. Dash, T. K., Konkimalla, V. B. Poly-є-caprolactone based formulations for drug delivery and tissue engineering: A review. J Control Release. 158 (1), 15-33 (2012).
  31. Yoshimoto, H., Shin, Y. M., Terai, H., Vacanti, J. P. A biodegradable nanofiber scaffold by electrospinning and its potential for bone tissue engineering. Biomaterials. 24 (12), 2077-2082 (2003).
  32. Xu, Y., Ao, Y. F. Histological and biomechanical studies of inter-strand healing in four-strand autograft anterior cruciate ligament reconstruction in a rabbit model. Knee Surg Sports Traumatol Arthrosc. 17 (7), 770-777 (2009).
  33. Shino, K., et al. Replacement of the anterior cruciate ligament by an allogeneic tendon graft. An experimental study in the dog. J Bone Joint Surg Br. 66 (5), 672-681 (1984).
  34. Stasiak, M. E., et al. A novel device to apply controlled flexion and extension to the rat knee following anterior cruciate ligament reconstruction. J Biomech Eng. 134 (4), 041008(2012).
  35. Brophy, R. H., et al. Effect of short-duration low-magnitude cyclic loading versus immobilization on tendon-bone healing after ACL reconstruction in a rat model. J Bone Joint Surg Am. 93 (4), 381-393 (2011).

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