La celulosa cristalina es un componente importante de la pared celular de la planta. Sin embargo, su cuantificación a una resolución celular es técnicamente desafiante. Aquí, reportamos el uso de la tecnología de luz polarizada y secciones transversales de raíces para obtener información de la composición de la pared celular a una resolución espacio-temporal.
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Alta resolución Cuantificación de celulosa cristalina acumulación en
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Resumen
Resumen
Las células vegetales están rodeadas por una pared celular, cuya composición determina su tamaño y forma finales. La pared celular está compuesta por una matriz compleja que contiene polisacáridos que incluyen microfibrillas de celulosa que forman tanto estructuras cristalinas como cadenas de celulosa de organización amorfa. La orientación de las fibras de celulosa y sus concentraciones dictan las propiedades mecánicas de la célula. Se utilizan varios métodos para determinar los niveles de celulosa cristalina, cada uno de los cuales aporta ventajas y limitaciones. Algunos pueden distinguir la proporción de regiones cristalinas dentro de la celulosa total. Sin embargo, se limitan a análisis de órganos completos que son deficientes en información espacio-temporal. Otros, que dependen de imágenes en vivo, están limitados por el uso de tintes imprecisos. Aquí, reportamos un sistema sensible basado en luz polarizada para la cuantificación específica de la retardancia relativa de luz, que representa la acumulación de celulosa cristalina en secciones transversales de raíces de Arabidopsis thaliana. En este método, la resolución celular y los datos anatómicos se mantienen, lo que permite comparaciones directas entre los diferentes tejidos que componen la raíz en crecimiento. Este enfoque abre una nueva dimensión analítica, arrojando luz sobre el vínculo entre la composición de la pared celular, el comportamiento celular y el crecimiento de todo el órgano.
Introducción
La pared celular vegetal es una estructura dinámica. las células que crecen están rodeados por una pared celular primaria, la organización de la que permite que las células se expanden. Las células que dejan de crecer depósito una pared secundaria más rígido que mejora el soporte mecánico de la planta. Ambas paredes celulares están compuestas de microfibrillas de celulosa incrustadas en una matriz de polisacáridos de diferentes estructuras (por ejemplo, hemicelulosa y pectina) que varían en los diferentes tejidos etapa de desarrollo y 1,2. La celulosa se sintetiza como cadenas de (1,4) -β-D-glucano que están estrechamente alineadas para formar la ....
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Protocolo
1. Crecimiento de las Plantas
- Superficie esterilizar semillas.
- Esterilizar semillas (hasta 30 mg) por el método húmedo o seco. Como ejemplo, para el método de esterilización en seco, añadir 1 ml glacial HCl 37% en 50 ml de lejía, en un vaso de vidrio en un desecador cerrado durante al menos 4 horas y hasta durante la noche. Realice este paso en una campana química.
- Esparcir las semillas estériles en placas con agar planta de 0,8% en 0.5x Murashige y Skoog (MS). Envolver las placas con Parafilm o cinta porosa y cubrir con papel de aluminio.
- Almacenar las placas a 4 ° C durante 1 - 4 días para promover la germinación un....
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Resultados
Se estudia el impacto de las respuestas específicas del tipo de células a los brasinoesteroides (BRS), el uso de la raíz de Arabidopsis como modelo de órganos 15-17. Cuando el receptor BRI1 BR está dirigido, en el fondo de mutante bri1, a un subconjunto de células de la epidermis llamadas células no pelo (Figura 2A, B), que inhibe la expansión de células unidireccional de células vecinas, y el crecimiento conjunto de la raíz 15. an.......
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Discusión
A continuación, presentamos un método para la determinación de la acumulación de celulosa cristalina en los diferentes tejidos que componen las raíces de Arabidopsis, mientras que el mantenimiento de información anatómica. Como tal, proporciona un paso adicional hacia la comprensión de los procesos de crecimiento de las plantas con resolución celular. Este método también se puede aplicar para el estudio de especies y órganos de las plantas adicionales.
Un número de puntos debe ser c.......
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Divulgaciones
Los autores no tienen conflictos de intereses.
Agradecimientos
Agradecemos a la Dra. M. Rosenberg por sus consejos y ayuda con el corte anatómico. También agradecemos a D. Eisler su asistencia técnica. Esta investigación fue apoyada por subvenciones de FP7-PEOPLE-IRG-2008, Binacional de Investigación y Desarrollo Agrícola (BARD; IS-4246-09), y la Fundación Israelí para la Ciencia (ISF; 592/13).
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Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Murashige & Skoog (MS) | Duchefa | M0221 | |
| Bórax | LOBA CHEMIE | 6038 | |
| Azul de metileno | Sigma | M-9140 | |
| Azure | Sigma | 861065 | |
| Jeringa Accionado por Filtro PVDF de 0,22 mm | MILLEX-GV | ||
| Glutaraldehído | EMS | 16220 | |
| Cacodilato de Sodio | Sigma | C-0250 | |
| Leica kit historesin | Leica | 7022 18 500 | |
| moldes de incrustación | Agar Scientific | AGG3530 | |
| film 100 µ P.P.C. | película de techo | ||
| Knivemaker | LKB | 7800 | |
| Ultratome III | LKB | 8800 | Ultratome |
| Shandon immumount | |||
| Microscopio de luz | Nikon | Eclipse 80i | |
| Sistema de imagen Abrio | CRI | Abrio Software | |
| Abrio V2.2 | CRI | Abrio V2.2 | |
| Software de análisis de imágenes de luz polarizada de acceso abierto | OPS | OpenPolScope | http://www.openpolscope.org/ |
Referencias
- Cosgrove, D. J. Growth of the plant cell wall. Nat Rev Mol Cell Biol. 6, 850-861 (2005).
- Wolf, S., Hematy, K., Hofte, H. Growth control and cell wall signaling in plants. Annu Rev Plant Biol. 63, 381-407 (2012).
- Mazeau, K., Heux, L.
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