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Artículo de método

La estimulación magnética transcraneal repetitiva en el Hemisferio unilateral de cerebro de rata

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DOI:

10.3791/54217

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22 de octubre de 2016

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1Department of Rehabilitation Medicine, Chungnam National University Hospital, Daejeon, 2Department of Biomedical Engineering, Seoul National University College of Medicine, 3Institute of Medical and Biological Engineering, Medical Research Center, Seoul National University, 4Department of Biomedical Engineering, Seoul National University Hospital, 5Department of Nuclear Medicine, Seoul National University Hospital, Seoul National University College of Medicine, 6Department of Rehabilitation Medicine, Gangwon Do Rehabilitation Hospital, 7Department of Rehabilitation Medicine, Seoul National University Hospital, Seoul National University College of Medicine

En este artículo

Resumen

Aplicamos estimulación magnética transcraneal repetitiva (EMTr) al hemisferio unilateral del cerebro de rata, colocando una bobina en forma de 8 de 25 mm a 1 cm lateral al vértice en la línea biauricular y angulando la bobina 45°. Se utilizó un sistema interno de refrigeración por agua para la EMTr durante más de 20 minutos.

Resumen

Los modelos anteriores de estimulación magnética transcraneal repetitiva (EMTr) en roedores adoptaron la estimulación de todo el cerebro en lugar de la EMTr hemisférica unilateral, que es diferente a los protocolos utilizados para sujetos humanos. Reportamos una aplicación exitosa de rTMS en el hemisferio unilateral del cerebro de rata. La EMTr se administró con un protocolo de estimulación de baja frecuencia (1 Hz), alta frecuencia (20 Hz) o simulada a un lado del cerebro mediante el uso de una pequeña bobina en forma de 8 de 25 mm. Colocamos el centro de la bobina 1 cm lateral al vértice en la línea biauricular y angulamos la bobina 45° con respecto al suelo para minimizar un posible efecto directo de la EMTr en la corteza contralateral. También utilizamos un sistema interno de refrigeración por agua para permitir la estimulación magnética repetitiva durante más de 20 minutos, incluso a una frecuencia de estimulación de 20 Hz. Los aumentos en las transcripciones de genes tempranos inmediatos (Arc, Junb y Egr2) fueron mayores después de la EMTr que después de la estimulación simulada. Después de 5 días consecutivos de 20 minutos de EMTr de 1 Hz, la expresión de ARNm de bdnf fue significativamente mayor en la corteza estimulada que en el lado contralateral. El modelo presentado en este trabajo dilucidará los mecanismos moleculares de la EMTr al permitir el análisis de la diferencia interhemisférica en su efecto.

Introducción

Estimulación Magnética Transcraneal Repetitiva (rTMS), una herramienta para la estimulación cerebral no invasiva y neuromodulación, se ha aplicado en el tratamiento de diversas condiciones tales como dolor central 1,2, depresión 3, migraña 4, e incluso ictus 5-7. La rápida evolución de la corriente eléctrica a través de bobinas en la cabeza induce un campo eléctrico en la corteza cerebral y una activación neuronal resultante. La excitabilidad de la corteza cerebral puede ser modulada por rTMS, que pueden durar durante más de 30 min después de la estimulación se termina.

Los mecanismos sugeridos de los rTMS efecto posterior incluyen la potenciación a largo plazo / efecto-depresión, tales como 8, cambio transitorio en equilibrio iónico 9 y 10 cambios metabólicos. Además, Di Lazzaro et al. sugieren que la estimulación theta-burst intermitente afecta a las entradas sinápticas excitadoras de neuronas piramidales de las vías, tanto en el estimuladoy el hemisferio contralateral 11.

limitaciones significativas, sin embargo, han obstaculizado los investigadores de la conversión de pruebas en laboratorio a situaciones clínicas. En primer lugar, en estudios previos en animales, estimulación magnética transcraneal repetitiva se utiliza para la estimulación de todo el cerebro 12. Estimulación de todo el cerebro es muy diferente de los protocolos utilizados en los estudios en humanos 9. El otro problema está relacionado con la duración de la estimulación. Esto es al menos en parte atribuible al hecho de que un sistema de enfriamiento eficaz no estaba disponible para las pequeñas bobinas en el pasado.

En los últimos años, los artículos seminales se han publicado sugiriendo formas para superar estas dificultades en el experimento rTMS en el cerebro pequeño animal. Por estos modelos animales, se reveló que el cerebro de rata también muestra cambios excitabilidad cortical similares a los humanos en respuesta a la rTMS de baja frecuencia 13. Más importante aún, los mecanismos celulares y moleculares de la rTMS son cada vez más being investigó utilizando modelos animales de rTMS. Un ejemplo de ello es que un tipo distinto de interneuronas inhibitoria es conocido por ser más sensibles a la estimulación theta ráfaga intermitente 14. modelos de roedores de rTMS, por lo tanto, ofrecen nuevas oportunidades para explorar cuestiones muy solicitado en las bases moleculares de los cambios inducidos por la estimulación magnética transcraneal repetitiva. Si los pequeños modelos animales de rTMS se pueden utilizar en varios laboratorios, se puede acelerar en gran medida y fortalecer la investigación en esta área.

A continuación se describe cómo aplicar estimulación magnética transcraneal repetitiva en el hemisferio unilateral de cerebro de rata, una extensión del trabajo previo 15. cambios estimulación inducida se evaluaron mediante el uso de tomografía micro-tomografía de emisión de (PET) y microarrays de ARNm para estudiar los cambios rTMS inducida en la corteza cerebral estimulado.

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Protocolo

Todos los procedimientos que utilizan animales fueron revisados ​​y aprobados por el Comité de Cuidado y Uso de Animales institucional del Hospital Universitario Nacional de Seúl.

1. Configuración Experimental

  1. preparación de animales
    1. Permitir ratas macho Sprague-Dawley de 1 semana a adaptarse a su nuevo entorno antes de iniciar el experimento.
      NOTA: Aunque las ratas de 8 semanas de edad fueron utilizados en el presente estudio, desarrollo o cerebro adulto puede ser elegido de acuerdo con las hipótesis de investigación.
  2. La anestesia de inhalación para la inducción
    1. Inducir y mantener la anestesia con 5% y el 2% de isoflurano disuelto en 40% / 60% y 25% / 75% de oxígeno / nitrógeno a través de un cono de cámara y la nariz, respectivamente. Ajustar la profundidad de la anestesia hasta el nivel de la abolición de la retirada reflejo pedal para pizca dedo del pie para confirmar la anestesia adecuada.
      NOTA: El uso de animales despertado puede ser una mejor opción en términos de traslación, pero hay dificultades para frenar durante rTMS y tey son propensos al estrés excesivo.
    2. Monitorear la temperatura corporal con una sonda rectal y mantenerla a 37 ° C mediante el uso de una manta homeotérmica. Monitorear la profundidad anestésica mediante pedal del reflejo de retirada, la temperatura, la frecuencia respiratoria y la frecuencia cardíaca.
  3. Conmutación a la anestesia intravenosa para el mantenimiento
    1. Preparar la cola con un algodón con alcohol. Cateterizar la vena lateral de la cola con un catéter venoso de calibre 24 para la transición a la anestesia IV (Figura 1A). Carga de propofol por vía intravenosa (1 mg / kg [· min] durante 10 min, utilizando 10 mg / ml de emulsión) a los animales. Suspender el isoflurano 5 minutos después de comenzar la carga de propofol.
    2. Mantener la sedación con propofol a una velocidad de infusión de 500 - 700 g / (kg · min) durante todo el experimento, como en un estudio previo 16. Suplemento de oxígeno a 0,8 l / min a través de un cono de la nariz.
      NOTA: La anestesia con propofol es reducir la supresión potencial de la excitabilidad cortical por el inhalagente ación 17-19. Sin embargo, la anestesia no es obligatoria en los experimentos de rTMS, y los animales despertado también se puede utilizar. métodos de anestesia deben decidirse teniendo en cuenta las hipótesis de investigación.
    3. Utilice la pomada veterinaria en los ojos para evitar la sequedad, mientras que bajo anestesia.
    4. Aplicar la estimulación magnética (véase la Sección 2) 10 minutos después de la transición completa a la anestesia iv.
  4. condiciones de recuperación
    1. Monitorear los signos vitales durante la fase de recuperación. No dejar al animal sin vigilancia hasta que se haya recuperado el conocimiento suficiente para mantener decúbito esternal. Si un animal ha sido sometido a cirugía, no lo devuelva a la compañía de otros animales hasta que esté completamente recuperado.
      NOTA: Si se realiza una cirugía para un modelo de la enfermedad, el tratamiento del dolor post-quirúrgico es necesario. Sin embargo, no es necesario el manejo del dolor para este experimento rTMS.

2. Estimulación Magnética Transcraneal Repetitiva

  1. Estimulador y la bobina
    1. Aplicar la estimulación mediante el uso de un estimulador repetitivo que ofrece estímulos bifásicos a través de una figura-8 bobina 25 mm. Localizar el centro de la bobina de 0,5 cm lateral al vértice en la línea biauricular, y en ángulo de la bobina de 45 ° con el suelo.
      NOTA: La intensidad de campo magnético máxima de la bobina es 4,0 T. La bobina magnética está montado firmemente en un soporte incorporado.
  2. Motor umbral
    1. Determinar el umbral motor (MT) en el punto caliente, con el centro de la bobina posicionada 0,5 cm lateral al vértice en la línea biauricular y con la superficie plana sobre la bóveda craneal. Esta es la misma metodología utilizada en un estudio previo 20.
      NOTA: Definir MT como la intensidad mínima de estímulo que evoca 5 o más palpables las contracciones en la pata contralateral en 10 estímulos consecutivos. Compruebe si la estimulación está causando principalmente la contracción del músculo contralateral para garantizar la estimulación unilateral.
  3. Aplicación de rTMS
    1. Aplicar rTMS 10 min después de la estabilización de la anestesia profunda. Colocar el centro de la bobina en el sitio de rTMS diana, seleccionado de las cortezas cerebrales en función de las preguntas de investigación. Entonces, la inclinación de la bobina para asegurar un contacto directo entre el centro de la bobina y la superficie del cráneo en el punto de estimulación.
      NOTA: Por ejemplo, dispuesto en ángulo de la bobina 45 ° con respecto al suelo para minimizar un posible efecto directo de la estimulación magnética transcraneal repetitiva en la corteza contralateral (Figura 1B y 1C).
    2. Someter a los animales a una sesión de 20 minutos rTMS del hemisferio unilateral. Uso de la consola de software, entregar rTMS con una baja frecuencia (1 Hz), alta frecuencia (20 Hz), o protocolo de estimulación simulada, y ajustar la intensidad de la estimulación a 100 - 110% de la MT.
    3. Realizar 1 Hz de estimulación sin descanso. Uso de la entrada de la consola de software "1200" inyecciones para "20" min). Para la estimulación 20 Hz, realizar 2 segundos de estimulación seguido por 28seg de descanso. Uso de la entrada de la consola de software "1600" inyecciones para "20" min.
    4. Para la estimulación simulada, incline la bobina perpendicular (90 ° de rotación) a la bóveda craneal y coloque el borde de la bobina 2 cm de distancia de la superficie de la cabeza (Figura 1D). Fije el soporte de la bobina firmemente al aparato principal; no hay necesidad de mantener la bobina con la mano durante el experimento.
      NOTA: Para compensar los efectos no específicos acústicos y otros, protocolos simulados diferentes deben ser utilizados para protocolos de estimulación distintos. Por ejemplo, la estimulación simulada 1-Hz se puede utilizar para 1 Hz rTMS experimentos.
  4. El enfriamiento de la bobina
    1. Utilice un sistema de refrigeración por agua para permitir la estimulación magnética repetitiva durante más de 20 min a 1 y 20 Hz frecuencias de estimulación (Figura 2). Hacer circular agua helada que rodea toda la longitud de la bobina durante el experimento para evitar el sobrecalentamiento, aunque la temperatura de la bobina o estimulador no se supervisa.
      NOTA: bobinas de rata enfriadas disponibles comercialmente también se pueden utilizar.
    2. Si es posible, controlar la temperatura de la batería mediante la visualización del indicador de calentamiento de la máquina rTMS. NOTA: No hubo consecuencias adversas relacionadas con la estimulación rTMS. Hay, sin embargo, un riesgo de quemaduras potencial si las etiquetas de identificación del oído de metal se utilizan cerca de la bobina estimulante.

3. Micro por emisión de positrones

  1. preparación de animales
    1. Llevar a cabo la anestesia de inhalación para la inducción de la anestesia y iv para el mantenimiento (véase el paso 1.2.1 y 1.3.1). Aplicar de 1 Hz rTMS a un animal durante 10 minutos a una intensidad de estimulación de 100 a 110% de la MT.
    2. Cinco minutos después de terminar la estimulación rTMS, inyectar 1 mCi de 2- [F-18] fluoro-desoxiglucosa (FDG 18) disuelto en 0,5 ml de solución salina normal por vía intravenosa mediante el uso de un catéter de vena de la cola. Permita 30 minutos para el 18 de captación de FDG. NOTA: Coloque la rata bajo anestesia durante la totalidad de micro-PET experimento.
  2. Análisis de imagen
    1. Utilizar un escáner PET de imágenes del cerebro para reafirmar la unilateralidad de la estimulación. Reconstruir imágenes con un algoritmo iterativo 3-D. Para evaluar los cambios en el metabolismo inducidos por la estimulación magnética transcraneal repetitiva, identificar regiones de interés (ROI) en las imágenes de las secciones transversales del cerebro 21.
  3. Eutanasia
    1. Después de realizar la imagen micro-PET, la eutanasia a las ratas en una cámara previamente llenado con dióxido de carbono, mientras que las ratas están en anestesia profunda.

4. mRNA de microarrays

  1. Eutanasia
    1. Inducir y mantener la anestesia con 5% y el 2% de isoflurano disuelto en 40% / 60% y 25% / 75% de oxígeno / nitrógeno a través de un cono de cámara y la nariz, respectivamente. Anestesiar profundamente al nivel de abolir el reflejo de retirada pedal para pellizco del dedo del pie antes de ser decapitado.
    2. Decapitar a las ratas para la eutanasia 5 minutos después de 1 sesión de 1 Hz rTMS.
  2. la cosecha de tejidos
    1. Coloque los materiales e instrumentos quirúrgicos en el orden de uso, incluyendo toallas plegadas de papel, un rongeur hueso, micro tijeras, tijeras quirúrgicas más grandes, una microforcep, una hoja de bisturí No. 10 o 11, una tapa 10-cm placa de Petri de vidrio lleno de hielo y tubos de 1,5 ml. Prepare una bolsa de plástico para la eliminación de la canal.
    2. Hacer una incisión en la piel en la línea media en el anterioposteriorly cráneo. Sin rodeos diseccionar los tejidos blandos y los músculos circundantes con unas tijeras quirúrgicas, y retire el trozo de hueso del cráneo utilizando una gubia ósea. diseccionar rápidamente el cerebro fresco y cuidadosamente el cráneo. A continuación, ponerlo en hielo utilizando los microforceps y micro tijeras. Enjuague el tejido cerebral en solución salina normal enfriada con hielo.
    3. Transferir el cerebro para hielo seco inmediatamente, y posteriormente almacenarlo a -80 ° C en un tubo hasta su posterior procesamiento.
    4. Descongelar el tejido cerebral antes de la cosecha.
    5. Coloque el lado dorsal del cerebro, y cosechar el tejido cerebral del stimulated corteza cerebral (alrededor del punto caliente en la corteza motora primaria) en el hielo utilizando los microforceps y micro tijeras. Poner el tejido recogido en el tubo de 1,5 ml.
  3. preparación de ARN
    1. Extraer el ARN total a partir de homogeneizados de tejidos utilizando el reactivo de lisis 22. Proceso de la digestión con DNasa y procedimientos de limpieza. Cuantificar el RNA de muestras y alícuotas y almacenar a -80 ° C hasta su uso.
    2. Para el control de calidad, evaluar la pureza y la integridad del ARN por electroforesis en gel desnaturalizante, a una relación de OD de 260: 280, y analizarlos en un analizador disponible comercialmente.
  4. Etiquetado y purificación
    1. Amplificar y purificar el ARN total mediante el uso de un kit de amplificación de ARN disponible comercialmente para producir cRNA biotinilado. Brevemente, inversa transcribir 550 ng de ARN total en ADNc usando un cebador de T7 oligo (dT). Sintetizar e in vitro transcribir la segunda cadena de cDNA y luego etiquetarla con biotina-NTP.
    2. después purficación, cuantificar ADNc mediante el uso de un espectrofotómetro.
  5. La hibridación y los datos de exportación 23
    1. Utilice la BeadChip expresión para el análisis de la expresión del ARNm. Hibridar los 750 ng muestras de ADNc marcadas a cada rata-12 expresión de bolas de serie de 16 - 18 horas a 58 ° C. Llevar a cabo la detección de la señal múltiple mediante el uso de estreptavidina-Cy3.
    2. matrices de escaneo con un escáner confocal. Realizar el procesamiento de exportación de datos de matriz y el análisis mediante el uso de un software disponible en el mercado.

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Resultados

Quince de 8 semanas de edad ratas Sprague-Dawley fueron utilizados para un análisis entre los calificadores fiabilidad de la determinación separada MT. El uso de la palpación de contracciones musculares, los MTs se podían obtener en todas las ratas y se mide como 33.00 ± 4.21% de salida máxima estimulador (MSO%) y 33,93 ± 0,88% MSO, respectivamente, por dos investigadores independientes. sesgo de Bland y Altman fue -0.93, y los límites de 95% de acuerdo a la -9.13 eran 7,26%.

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Discusión

El propósito principal de este estudio fue la introducción de un modelo animal de rTMS unilaterales. Aunque la estimulación unilateral es una de las características más fundamentales de la investigación rTMS humanos, muchos estudios no lo han adoptado en pequeños animales. Sin embargo, Rotenberg et al. 15 registraron eurodiputados contralateral con estimulación del MT 100% usando una bobina en forma de 8 con un diámetro exterior de lóbulo 20 mm, mientras que la estimulación con 112,5% y 133,3% ...

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Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Este trabajo fue apoyado por la Subvención de la Fundación de Investigación de Corea financiada por el Gobierno de Corea (KRF-2008-313-E00458). Los autores agradecen a Jin-Joo Lee por la asistencia técnica.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Manta homeotérmica con sonda rectalAparato Harvard507222F
Isoflurano (Forane sol.)Choongwae
Propofol (Provive Inj. 1% 20 ml)Claris Lifesciences
Estimulador magnético repetitivo (Magstim Rapid2)Magstim Company Ltd
bobina de 25 mm en forma de 8Magstim Company Ltd1165-00
PET-CTGE Healthcare
QIAzol Reactivode lisisQiagen(Patente de EE. UU. n.º 5.346.994)
RNeasy Lipid Tissue Mini KitQiagen74804
RNeasy Mini Spin ColumnsQiagen(Mat No. 1011708)
Agilent 2100 BioanalyzerAgilent Technologies
Ambion Illumina Kit de amplificación de ARNAmbion
Nanodrop EspectrofotómetroNanoDropND-1000
Illumina RatRef-12 Expression BeadChipIllumina, Inc.
Amersham fluorolink estreptavidina-Cy3GE Healthcare Bio-Sciences

Referencias

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