Method Article

Síntesis de polímeros cíclicos y caracterización de su movimiento difusivo en el estado fundido en la molécula de un solo nivel

DOI:

10.3791/54503

⸱

September 26th, 2016

 ,  , 
1Biological and Environmental Sciences and Engineering Division, King Abdullah University of Science and Technology (KAUST), 2Division of Applied Chemistry, Faculty of Engineering, Hokkaido University, 3Department of Organic and Polymeric Materials, Tokyo Institute of Technology

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Se presenta un protocolo para la síntesis y caracterización de movimiento difusivo de los polímeros cíclicos en el nivel de una sola molécula.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Demostramos un método para la síntesis de polímeros cíclicos y un protocolo para caracterizar su movimiento difusivo en un estado de fusión a nivel de molécula individual. Se utiliza un proceso de autoensamblaje electrostático y fijación covalente (ESA-CF) para la síntesis del poli(tetrahidrofurano) cíclico (poli(THF)). El movimiento difusivo de las cadenas poliméricas cíclicas individuales en un estado de fusión se visualiza utilizando imágenes de fluorescencia de una sola molécula mediante la incorporación de una unidad de fluoróforo en las cadenas cíclicas. El movimiento difusivo de las cadenas se caracteriza cuantitativamente mediante una combinación de análisis de desplazamiento cuadrático medio (MSD) y un análisis de función de distribución acumulativa (CDF). El polímero cíclico exhibe una difusión de modo múltiple que es distinta de su contraparte lineal. Los resultados demuestran que la heterogeneidad difusora de los polímeros que a menudo se esconde detrás del promedio de conjuntos puede revelarse mediante la síntesis eficiente de los polímeros cíclicos utilizando el proceso ESA-CF y el análisis cuantitativo del movimiento difusivo a nivel de molécula individual utilizando los análisis MSD y CDF.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los polímeros cíclicos son únicos en el sentido de que no tienen extremos de cadena. A menudo exhiben comportamientos inusuales que son distintos de su contraparte lineal, incluyendo una mayor estabilidad térmica de las micelas de polímeros por una conversión lineal a cíclica,1,2 y la organización espacial del ADN en las células bacterianas por una formación de bucles. 3 Se cree que las interacciones topológicas entre las cadenas cíclicas son el factor crítico para tales comportamientos inusuales. 4,5 Por lo tanto, la caracterización del movimiento y la relajación de polímeros cíclicos en condiciones de entrelazado ha sido un tema de investigación importante en la ciencia de los polímeros durante décadas. 6

La dinámica cíclica de polímeros se ha investigado utilizando moléculas sintéticas y naturales mediante métodos experimentales promediados por conjuntos, como la resonancia magnética nuclear (RMN), la dispersión de luz y las mediciones de viscosidad. 7-9 Sin embargo, estos estudios a menudo sufren de moléculas de impurezas en las muestras. 10 Además, las heterogeneidades espacio-temporales del movimiento de las moléculas individuales causadas por la heterogeneidad estructural inherente de los polímeros entrelazados a menudo se ocultan detrás del promedio del conjunto en estos estudios. Con el fin de caracterizar la dinámica a nivel molecular de los polímeros cíclicos, se debe desarrollar un método de síntesis que proporcione polímeros cíclicos de alta pureza y métodos experimentales y de análisis que permitan la caracterización cuantitativa del movimiento molecular a nivel de molécula individual. Aquí, mostraremos un método para sintetizar poli(THF) cíclicos y dicíclicos de alta pureza que incorporan una unidad de fluoróforo utilizando un proceso de autoensamblaje electrostático y fijación covalente (ESA-CF)11-13 y un método para analizar el movimiento de las cadenas poliméricas individuales incorporadas a fluoróforos utilizando una combinación de análisis de desplazamiento cuadrático medio (MSD) y función de distribución acumulativa (CDF).

Se ha demostrado que un procesamiento de datos adecuado es esencial para la caracterización precisa del movimiento difusivo. Con un adecuado análisis de MSD y CDF, se ha revelado una difusión multimodal de los polímeros cíclicos y dicíclicos en la solución fundida y semidiluida de las cadenas poliméricas lineales,14-16 lo que sugiere los efectos significativos de los estados topológicos de los polímeros sobre el movimiento difusivo de las cadenas en condiciones de entrelazado. 17 Si bien los enfoques experimentales y analíticos para caracterizar el movimiento de los polímeros cíclicos se describen en este protocolo, el mismo método se puede utilizar para caracterizar cuantitativamente el movimiento difusivo en muchos otros sistemas heterogéneos. El enfoque sería especialmente adecuado cuando se van a analizar múltiples componentes de difusión existentes en las muestras.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Síntesis de monofuncionales y bifuncionales poli (THF)

  1. Poli monofuncional (THF)
    1. Llama secar un matraz de fondo redondo de 2 bocas de 100 ml. Vacío y llenar el matraz con nitrógeno (3 ciclos).
    2. Añadir tetrahidrofurano destilado (THF) (50 ml) al matraz. Poner el matraz en un baño de agua a 20 ° C y se equilibre la temperatura.
    3. Añadir triflato de metilo (0,5 mmol) al matraz mediante una jeringa. Se agita la mezcla durante 5-10 minutos a 20 ° C.
    4. Añadir N -fenil pirrolidina (4-6 equiv.) Al matraz mediante una jeringa. Se agita la mezcla durante 30 a 60 min.
    5. Eliminar completamente el disolvente a presión reducida (ca. 100 Torr). Disolver el residuo en 3-5 ml de acetona. Añadir la solución de acetona en 300-500 ml de n-hexano. Se filtra el precipitado y se seca bajo presión reducida.
  2. Poli bifuncional (THF)
    1. Llama secar un matraz de fondo redondo de 2 bocas de 100 ml. Virginiacuum y llenar el matraz con nitrógeno (3 ciclos).
    2. Añadir THF destilado (50 ml) al matraz. Poner el matraz en un baño de agua a 20 ° C y se equilibre la temperatura.
    3. Añadir anhídrido tríflico (0,3 mmol) al matraz mediante una jeringa. Se agita la mezcla durante 5-10 minutos a 20 ° C.
    4. Añadir N -fenil pirrolidina (4-6 equiv.) Al matraz mediante una jeringa. Se agita la mezcla durante 30 a 60 min.
    5. Eliminar completamente el disolvente a presión reducida (ca. 100 Torr). Disolver el residuo en 3-5 ml de acetona. Añadir la solución de acetona a 300-500 ml de n-hexano. Se filtra el precipitado y se seca bajo presión reducida.

en forma de 8 2. Síntesis de perileno Diimide incorporado-estrellas 4-armado y dicıclicos poli (THF)

  1. Armado poli estrella (THF)
    1. Intercambio iónico
      1. Disolver la sal perileno diimida tetracarboxilato de sodio en agua (10 mg / ml, 150 ml). Disolverpoli monofuncional (THF) en acetona (160 mg / ml, 4 ml). Añadir gota a gota la solución de acetona en la solución acuosa se agitó vigorosamente. Recoger el precipitado formado por filtración.
      2. Repita el procedimiento anterior con el precipitado recuperado (2.1.1.1) cuatro veces.
    2. la fijación covalente
      1. Se disuelve el precipitado obtenido en tolueno (5 mg / ml). Se calienta a reflujo la solución durante 4 hr.
      2. Eliminar completamente el disolvente a presión reducida (ca. 100 Torr). Se filtra el residuo a través de un tapón de gel de sílice con n-hexano / acetona (2/1 vol / vol). Añadir la solución en agua enfriada con hielo (300 a 500 ml) para precipitar el producto. Se recoge el precipitado por filtración.
  2. Poli en forma de 8 dicíclico (THF)
    1. Intercambio iónico
      1. Disolver la sal perileno diimida tetracarboxilato de sodio en agua (6 mg / ml, 50 ml). Disolver poli bifuncional (THF) (0,5 g) En 30-50 ml de acetona. Añadir gota a gota la solución de acetona en la solución acuosa agitada vigorosamente a 0 ° C. Recoger el precipitado formado por filtración.
      2. Repita el procedimiento anterior con el precipitado recuperado (2.2.1.1).
    2. la fijación covalente
      1. Se disuelve el precipitado obtenido en tolueno (0,05 g / L). Se calienta a reflujo la solución durante 4 hr.
      2. Eliminar completamente el disolvente a presión reducida (ca. 100 Torr). Añadir tolueno para disolver parcialmente el residuo. Vuelva a precipitar en 300-500 ml de n-hexano.
      3. Se filtra el precipitado formado a través de un tapón de gel de sílice con n-hexano / acetona (2/1 vol / vol). Vuelva a precipitar en 300-500 ml de agua.
      4. Se purifica el precipitado formado mediante cromatografía en columna 18 utilizando un gel de poliestireno. Purificar adicionalmente el producto en bruto por cromatografía de permeación en gel preparativa (GPC) 19 con un eluyente de CHCl 3 a remove subproductos de seguimiento de índice de refracción (RI) y detectores UV.

3.-molécula único experimento de la imagen de fluorescencia

  1. preparación de la muestra
    1. Limpieza de cubreobjetos de microscopio
      1. Lugar: No. 1.5 24 x 24 mm cubierta de microscopio se desliza en una cubeta de tinción.
      2. Añadir solución de hidruro de potasio 1 M (100 ml) en el frasco y sonicar durante 15 min. Retirar la solución de hidróxido de potasio por decantación y enjuague la cubierta se desliza con agua ultra pura para varias veces. Añadir etanol de grado espectroscópico (100 ml) en el frasco y sonicar durante 15 min.
      3. Verter el etanol por decantación y enjuague la cubierta se desliza con agua ultra pura para varias veces. Después de verter el agua ultrapura por decantación, repita el paso 3.1.1.2.
      4. Añadir agua ultrapura a la jarra y someter a ultrasonidos durante 15 min. Enjuague las hojas de la cubierta con agua ultra pura para varias veces. Sacar las hojas de la cubierta de la jarra por un pinzas de plástico de secarlos, ya sea aire seco o nitrógeno seco.
    2. Preparación de las muestras de masa fundida de polímero 14,15
      1. Añadir 100 l de poli lineal no marcado (THF) en una botella de vidrio y se calienta a una temperatura superior al punto de fusión (aproximadamente 25 ° C) utilizando un secador de pelo.
      2. Se disuelve el polímero de fluoróforo-incorporada (lineal, estrella de 4 brazos, cíclico o dicıclico en forma de 8 sintetizado en 2.1 y 2.2) en cloroformo (1 ml, 10 -6 M). Añadir 1 l de la solución a los 100 l de la masa fundida de la poli lineal no marcado (THF).
      3. Después de mezclar a fondo la muestra con una punta de pipeta, se evapora el cloroformo por calentamiento de la muestra utilizando un secador.
        NOTA: Esto proporciona una masa fundida del poli lineal no marcado (THF) que contiene 10 -8 M de los polímeros fluoróforo incorporado.
      4. Tomar 10 l de la muestra utilizando un micro-pipeta y dROP en una hoja de la cubierta limpiado. Dicho de otra hoja de la cubierta limpia de la muestra y el sándwich de la muestra entre las dos hojas de la cubierta.
      5. Presione la muestra suavemente con unas pinzas de plástico.
  2. Configuración de imágenes de fluorescencia de campo amplio 15
    1. La introducción de un láser de excitación (488 nm) en el puerto de atrás del microscopio invertido
      1. Insertar un filtro de excitación de paso de banda y el polarizador en la trayectoria del haz.
      2. Expandir el haz de aproximadamente 1 cm de diámetro por un expansor de haz.
      3. Insertar una placa de cuarto de onda en la trayectoria del haz. Ajuste el eje óptico de la placa de onda en 45 grados con respecto a la del polarizador. Alternativamente, inserte un compensador Berek y establecer el retardo óptico para lambda / 4.
      4. Insertar un diafragma en la trayectoria del haz de excitación para ajustar el tamaño del haz.
      5. Antes de introducir el rayo láser en el puerto posterior de la óptica invertida microscope, insertar una lente de enfoque (lente plano-convexa, la longitud focal ≈ 300 mm) a una posición en la que se colima el haz de láser de la lente del objetivo.
    2. Después de reflejar el haz de láser utilizando un espejo dicroico montado en un cubo de filtro, introducir el haz de láser a la muestra a través de una lente de objetivo de alta apertura numérica (NA) (por ejemplo, NA 1,3, 100X aumentos, de inmersión en aceite).
    3. Adjuntar un calentador objetivo de la lente del objetivo y ajustar la temperatura a 30 ° C.
    4. Montaje de la muestra sobre la platina del microscopio invertido
      1. Deje caer una gota de aceite de inmersión sobre la lente del objetivo y montar la muestra sobre el estado del microscopio.
      2. Asegúrese de que el espesor de la muestra de aproximadamente 10 micras se obtiene por control de la posición axial de la superficie inferior y superior de la muestra.
      3. Ajuste el enfoque del microscopio a unos pocos micrómetros por encima de la superficie inferior de la muestra.
      5. Obtener luz de excitación polarizada circularmente con la lente objetivo
      1. Inserte un polarizador en el rayo láser colimado de la lente del objetivo.
      2. Registrar la intensidad del láser transmitida a través del polarizador mediante la inserción de un medidor de potencia después de que el polarizador. Registrar la potencia del láser transmitida a diferentes ángulos de polarización girando el polarizador.
      3. Si la potencia del láser transmitida no es constante en todos los ángulos de polarización, rotar ligeramente la placa de cuarto de onda o compensador Berek insertada en la trayectoria del haz de excitación.
      4. Repita el paso 3.2.5.2 y 3.2.5.3 hasta que la potencia del láser transmitida constante se obtiene en todos los ángulos de polarización. Asegúrese de que la luz polarizada circularmente se obtiene en la muestra.
  3. Configuración de la EM (multiplicador de electrones) -charge dispositivo acoplado (CCD)
    1. Fije la cámara EM-CCD para el puerto lateral del microscopio y conectarlo a tque el software de adquisición de imágenes.
    2. Si es necesario, sincronizar la exposición de la cámara a un obturador mecánico o un filtro sintonizable acústico-óptico insertado en la trayectoria del haz de excitación mediante el envío de la lógica transistor-transistor (TTL) señales generadas por la cámara EM-CCD a los dispositivos. Alternativamente, sincronizar la exposición de la cámara a la salida del láser mediante el envío de las señales TTL generados por la cámara EM-CCD al láser.
      NOTA: La última opción es aplicable sólo cuando un láser de estado sólido cuya potencia de salida puede ser modulada por la entrada lógica transistor-transistor (TTL) de señales se utiliza para el experimento.
    3. Aplicar una ganancia EM (típicamente de aproximadamente 300) a la cámara CCD utilizando software que controla la cámara a fin de obtener una imagen de fluorescencia de alta calidad de la solo fluoróforo.
    4. Establecer una región de interés (ROI) (típicamente de 128 x 128 píxeles en el centro del campo de vista) utilizando software que controla la cámara.
      NOTA: Esto permite la Imagiexperimentos ng a los tipos de trama de 100 a 200 Hz en el modo de transferencia de marco, que se requiere para visualizar el movimiento de las cadenas de polímero fluoróforo incorporado en la muestra en estado fundido.
  • Ejecución del experimento
    1. La optimización de las condiciones experimentales
      1. Ajuste el área de iluminación de la muestra a aproximadamente 20 micras de diámetro usando el diafragma insertado en la trayectoria del haz de excitación.
      2. Ajuste la potencia del láser de excitación a la muestra a 4 - 8 MW seleccionando manualmente un filtro apropiado de densidad neutra (ND) que se inserta en la trayectoria del haz de excitación.
        NOTA: Esto proporciona la potencia del láser media de 1 - 2 kW cm -2 en la muestra.
      3. Grabar imágenes de fluorescencia de la muestra en las frecuencias de cuadro de los 100 - 200 Hz. Si la intensidad de fluorescencia obtenida a partir de los polímeros individuales fluoróforo incorporado es demasiado baja, aumentar gradualmente la potencia de excitación mediante THe ND filtro hasta llegar a aproximadamente 100 mW a la muestra.
      4. Si la calidad de la imagen de fluorescencia de una sola molécula de la todavía no es satisfactoria, comprobar las impurezas de fluorescencia en la muestra mediante la grabación de imágenes de fluorescencia de una masa fundida pura de la poli no marcado (THF). En caso de que se observa un fondo de alta fluorescencia, utilizar diferentes poli no marcado (THF).
      5. Si la densidad de la mancha de fluorescencia obtenido a partir de los polímeros de fluoróforo-incorporado en la masa fundida es demasiado alta para aislar espacialmente ellos (esto provoca errores en el análisis del movimiento difusivo), disminuir la concentración de los polímeros de fluoróforo-incorporado en la muestra hasta espacialmente se observan manchas aisladas.
      6. Si la densidad de la mancha de fluorescencia obtenido a partir de los polímeros de fluoróforo-incorporado en la masa fundida es demasiado baja (esto provoca un bajo rendimiento del experimento de formación de imágenes), aumentar la concentración de los polímeros de fluoróforo-incorporado en la muestra hasta una correspondse alcanza la densidad IATE de la mancha de fluorescencia.
      7. Si las imágenes de fluorescencia obtenidos a partir de los polímeros fluoróforo incorporada en la masa fundida se difuminan, aumentar las velocidades de fotogramas de la adquisición de imágenes.
        NOTA: A menudo, esto requiere un retorno de la inversión más pequeña, típicamente de 64 x 64 píxeles.
  • Adquisición de imágen
    1. Una vez que se optimizan las condiciones experimentales, dejar la muestra montada en la platina del microscopio durante una hora para que la muestra llegue a condiciones de equilibrio.
    2. Grabar 500 - 1.000 secuencias de imágenes de fluorescencia de los polímeros con fluoróforo constituida en el estado fundido a una 100 - 200 Hz frecuencia de imagen. Si el formato de archivo por defecto no es TIFF, convertir todas las secuencias de imágenes en el formato TIFF.

    • 4. Análisis de la difusivo Motion

    1. El desplazamiento cuadrático medio de análisis (MSD)
      1. Recortar las secuencias de imágenes de fluorescencia de manera talque cada secuencia de imágenes contiene un único y bien enfocado polímero usando software de procesamiento de difusión de fluoróforo-incorporada de imagen, como ImageJ.
      2. Cuando las secuencias de imágenes recortadas contienen más de 10 marcos, dividir las secuencias de imágenes en múltiples secuencias de tal manera que cada secuencia consta de 10 tramas.
      3. Determinar las posiciones de las moléculas en cada una secuencias de imágenes con precisión mediante el ajuste de Gauss bidimensional de las imágenes.
      4. Determinar el coeficiente de difusión (D) de las moléculas individuales mediante análisis cuadrático medio de desplazamiento (MSD) de las trayectorias de difusión (es decir, las posiciones dependientes del tiempo de la molécula) utilizando una ecuación 20
        figure-protocol-1
        donde x e y i i son las posiciones de la molécula en el marco de la imagen i, y n denota el número de bastidor con el lapso de tiempo? t de la trama i.
      5. Representar gráficamente los coeficientes de difusión enun histograma de frecuencias.
        NOTA: Por lo general, el histograma se construye a partir de más de 100 moléculas.
    2. Función de distribución acumulativa de análisis (CDF)
      NOTA: Una CDF, P (r 2, i Δ t) corresponde a la probabilidad acumulada de la búsqueda de las moléculas que se difunden dentro de un radio r desde el origen después de un cierto intervalo de tiempo i delta t.
      1. Calcular el cuadrado de desplazamiento se produce durante lapsos de tiempo de 1Δt, 2Δt, ···, iΔt para todas las trayectorias de difusión obtenidos en 4.1.3.
        NOTA: Estos cálculos dan m total de I cuadrado para desplazamientos retrasa el momento de iΔt.
      2. Calcular los números de los desplazamientos-cuadrado (l i) dentro de conjunto de datos m i totales que son menores que r 2 a diferentes valores de r 2 (0 i r vs 2 parcelas corresponden a la CDF, P (r 2, iΔt).
    3. Análisis de los FDC con distintos modelos de difusión
      Nota: Las CDF obtenidos se ajustaron mediante modelos de difusión distintos; homogénea modelo de difusión, múltiples modos de difusión en la que la distribución D se describe por una gaussiana (modelo Gaussiano individual), y múltiples modos de difusión en la que la distribución D se describe por múltiples Gaussian (modelo Gaussiano múltiple).
      1. En el modelo de difusión homogénea, determinar una media D mediante el ajuste de la CDF mediante una ecuación 21
        figure-protocol-2
        NOTA: Cualquier desviación de la ecuación sugiere la difusión heterogénea de la molécula.
      2. En el modelo de Gauss sola, determinar la distribución de probabilidad de D descrito por una gaussiana (f (D)) mediante el ajuste de la CDF mediante 15
        on3 "src =" / files / ftp_upload / 54503 / 54503equation3.jpg "/>
        figure-protocol-3
        en la que A, W, D y 0 son la amplitud, la anchura, y el centro de la gaussiana.
      3. En el modelo de doble Gaussian, determinar la distribución de probabilidad de j-ésima componente de D descrito por una gaussiana (f (D)) mediante el ajuste de la CDF mediante 14
        figure-protocol-4
        figure-protocol-5
        donde A j es la fracción de cada componente de difusión, y α j, w j, y 0 D j son la amplitud, la anchura, y el centro de la j-ésima componente de la gaussiana.
    4. Cálculo de la probabilidad teórica distribución del coeficiente de difusión
      NOTA: Las distribuciones de probabilidad de D que se producen debido a los errores estadísticos (p (D) D D) son calculadas de los distintos modelos de difusión; homogénea modelo de difusión, múltiples modos de difusión en la que la distribución D se describe por una gaussiana (modelo Gaussiano individual), y múltiples modos de difusión en la que la distribución D se describe por múltiples Gaussian (modelo Gaussiano múltiple).
      1. En el modelo de difusión homogénea, calcular la distribución de probabilidad estadística de D utilizando una ecuación 22
        figure-protocol-6
        donde N es el número de los puntos de datos en una trayectoria de difusión (N = 10, véase 4.1.2), D 0 es el coeficiente medio de difusión (determinado por el análisis de CDF, véase 4.2.3.1), y D es el obtenido experimentalmente coeficiente de difusión para una trayectoria individual.
      2. En elúnico modelo de difusión de Gauss, calcular la distribución de probabilidad estadística de D usando una ecuación 15
        figure-protocol-7
        donde f (D) indica la distribución de probabilidad de D determinado por el análisis de CDF (véase 4.2.3.2), y D 0 es el coeficiente medio de difusión (determinado por el análisis de CDF, véase 4.2.3.2).
      3. En el modelo de difusión doble gaussiana, el cálculo de la distribución de probabilidad estadística de D utilizando una ecuación 14
        figure-protocol-8
        donde f (D j) denota la distribución de probabilidad de la j-ésima componente de D (D j) determinado por el análisis de CDF (véase 4.2.3.3), y D 0j es el coeficiente medio de difusión de la j-ésima componente (determinado por el CDF análisis, véase 4.2.3.3).

    Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

    Results

    $$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

    El perileno diimida-incorporada estrella 4-armado y en forma de 8 dicıclico poli (THF) s fueron sintetizados mediante el autoensamblaje electrostática y la fijación covalente (ESA-CF) proceso (Figura 1, Figura 2). Imágenes de fluorescencia de una sola molécula de lapso de tiempo se realizaron mediciones de la 4-armada (Figura 3a) y polímeros (Figura 3b) 8-forma. Las imágenes de fluorescencia de lapso de tiempo (F...

    Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

    Discussion

    $$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

    Los polímeros de 4-armados y en forma de 8 se prepararon mediante el protocolo ESA-CF (Figura 1), que es un paso crítico para la síntesis. 12,24 monofuncional y poli lineal bifuncional (THF) s con grupos terminales N -phenylpiperidinium eran sintetizado de acuerdo con el procedimiento anterior. 11 el intercambio iónico se llevó a cabo mediante reprecipitación de una solución en acetona de un precursor de polímero con contraiones triflato en una solución acuosa que contiene...

    Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

    Disclosures

    $$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

    Los autores no tienen nada que revelar.

    Acknowledgements

    $$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

    Este trabajo fue apoyado por una Subvención de Ayuda para la Investigación Científica No. 22750122 (S.H.), No. 26288099 (T.Y.) y No. 23350050 (Y.T.) de la Sociedad Japonesa para la Promoción de la Ciencia. S.H. agradece a la Fundación de Ciencia y Tecnología Kurata Memorial Hitachi. La investigación reportada en esta publicación fue apoyada por la Universidad de Ciencia y Tecnología Rey Abdullah (S.H.).

    Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

    Materials

    List of materials used in this article
    NameCompanyCatalog NumberComments
    Materials
    THFGodo
    Wakosil C-300Wako Pure Chemical Industries
    AcetonaGodo
    TolueneGodo
    n-HexaneGodo
    CHCl3Kanto Chemical
    Bio-Beads S-X1Bio-Rad
    Triflato de metiloNacalai Tesque
    Anhídrido tríflicoNacalai Tesque
    Hidróxido de potasioWako Industrias
    EtanolWako Industrias químicas puras Poli
    ( tetrahidrofurano)Aldrich
    ChloroformWako Pure Chemical Industries
    Aceite de inmersiónCargilleTipo 37 / Tipo A
    Equipo
    2 cuellos Matraz
    Vaso
    de precipitados
    Embudo
    Papel de filtroWhatman
    Condensador
    Jeringa Baño
    de agua
    Agitador
    Evaporador
    Microscopio cubreobjetos (24 x 24 mm, n.º 1)Matsunami Glass CO22241
    Tarro de tinciónAS ONE Corporation1-7934-01
    Limpiador ultrasónicoVWR International 142-0047
    Microscopio invertidoOlympusIX71
    Láser de iones Ar-KrcoherenteInnova 70C
    BerekNewport5540
    Filtro de excitaciónSemrockLL01-488-12.5
    Espejo diclóricoOmega optical500DRLP
    Filtro de emisiónSemrockBLP01-488R-25
    Lente y espejoThorlabs
    Cámara EM-CCDTecnología Andorobjetivo iXon
    (100X, N.A. = 1.3)OlympusUPLFLN 100XOP
    Calentador de objetivoBioptechs
    Preparativo GPCJapón Industria AnalíticaLC-908
    químicas purasde fondo redondo de 100 mlde reflujomagnéticorotativo Compensador Lente

    References

    $$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
    1. Honda, S., Yamamoto, T., Tezuka, Y. Topology-Directed Control on Thermal Stability: Micelles Formed from Linear and Cyclized Amphiphilic Block Copolymers. J. Am. Chem. Soc. 132 (30), 10251-10253 (2010).
    2. Honda, S., Yamamoto, T., Tezuka, Y. Tuneable enhancement of the salt and thermal stability of polymeric micelles by cyclized amphiphiles. Nat. Commun. 4, (2013).
    3. Jun, S., Mulder, B. Entropy-driven spatial organization of highly confined polymers: Lessons for the bacterial chromosome. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 103 (33), 12388-12393 (2006).
    4. McLeish, T. Polymers without beginning or end. Science. 297 (5589), 2005-2006 (2002).
    5. McLeish, T. Polymer dynamics: Floored by the rings. Nat. Mater. 7 (12), 933-935 (2008).
    6. Roovers, J. Topological Polymer Chemistry: Progress of Cyclic Polymers in Syntheses, Properties and Functions. Tezuka, Y. , World Scientific Publishing Co. Pte. Ltd. 137-156 (2013).
    7. Klein, J. Evidence for reptation in an entangled polymer melt. Nature. 271 (5641), 143-145 (1978).
    8. Leger, L., Hervet, H., Rondelez, F. Reptation in entangled polymer-solutions by forced rayleigh light-scattering. Macromolecules. 14 (6), 1732-1738 (1981).
    9. von Meerwall, E. D., Amis, E. J., Ferry, J. D. Self-diffusion in solutions of polystyrene in tetrahydrofuran - comparison of concentration dependences of the diffusion-coefficients of polymers, and a ternary probe component. Macromolecules. 18 (2), 260-266 (1985).
    10. Kapnistos, M., et al. Unexpected power-law stress relaxation of entangled ring polymers. Nat. Mater. 7 (12), 997-1002 (2008).
    11. Adachi, K., Takasugi, H., Tezuka, Y. Telechelics having unstrained cyclic ammonium salt groups for electrostatic polymer self-assembly and ring-emitting covalent fixation. Macromolecules. 39 (17), 5585-5588 (2006).
    12. Oike, H., Imaizumi, H., Mouri, T., Yoshioka, Y., Uchibori, A., Tezuka, Y. Designing unusual polymer topologies by electrostatic self-assembly and covalent fixation. J. Am. Chem. Soc. 122 (40), 9592-9599 (2000).
    13. Yamamoto, T., Tezuka, Y. Topological polymer chemistry: a cyclic approach toward novel polymer properties and functions. Polym. Chem. 2 (9), 1930-1941 (2011).
    14. Habuchi, S., Fujiwara, S., Yamamoto, T., Tezuka, Y. Single-molecule imaging reveals topological isomer-dependent diffusion by 4-armed star and dicyclic 8-shaped polymers. Polym. Chem. 6 (22), 4109-4115 (2015).
    15. Habuchi, S., Fujiwara, S., Yamamoto, T., Vacha, M., Tezuka, Y. Single-Molecule Study on Polymer Diffusion in a Melt State: Effect of Chain Topology. Anal. Chem. 85 (15), 7369-7376 (2013).
    16. Habuchi, S., Satoh, N., Yamamoto, T., Tezuka, Y., Vacha, M. Multimode Diffusion of Ring Polymer Molecules Revealed by a Single-Molecule Study. Angew. Chem. Int. Ed. 49 (8), 1418-1421 (2010).
    17. Habuchi, S. Topological Polymer Chemistry: Progress of Cyclic Polymers in Syntheses, Properties and Functions. Tezuka, Y. , World Scientific. 265-290 (2013).
    18. Fernandez, P., Bayona, J. M. Use of off-line gel-remeation chromatography normal-phase liquid-chromatography fro the determination of polycyclic aromatic-compounds in environmental-samples and standard reference materials (air particulate matter and marine sediment). J. Chromatogr. 625 (2), 141-149 (1992).
    19. Biesenberger, J. A., Tan, M., Duvdevan, I., Maurer, T. Recycle gel permeation chromatography. 1. recycle principle and design. J. Polym. Sci. Pol. Lett. 9 (5), 353(1971).
    20. Kusumi, A., Sako, Y., Yamamoto, M. Confined lateral diffusion of membrane-receptors as studied by single-particle tracking (nanovid microscopy) - effects of calcium-induced differentiation in cultured epithelial-cells. Biophys. J. 65 (5), 2021-2040 (1993).
    21. Schutz, G. J., Schindler, H., Schmidt, T. Single-molecule microscopy on model membranes reveals anomalous diffusion. Biophys. J. 73 (2), 1073-1080 (1997).
    22. Vrljic, M., Nishimura, S. Y., Brasselet, S., Moerner, W. E., McConnell, H. M. Translational diffusion of individual class II MHC membrane proteins in cells. Biophys. J. 83 (5), 2681-2692 (2002).
    23. Margineanu, A., et al. Photophysics of a water-soluble rylene dye: Comparison with other fluorescent molecules for biological applications. J. Phys. Chem. B. 108 (32), 12242-12251 (2004).
    24. Tezuka, Y., Oike, H. Self-assembly and covalent fixation for topological polymer chemistry. Macromol. Rapid Commun. 22 (13), 1017-1029 (2001).
    25. Deres, A., et al. The Origin of Heterogeneity of Polymer Dynamics near the Glass Temperature As Probed by Defocused Imaging. Macromolecules. 44 (24), 9703-9709 (2011).
    26. Flier, B. M. I., et al. Heterogeneous Diffusion in Thin Polymer Films As Observed by High-Temperature Single-Molecule Fluorescence Microscopy. J. Am. Chem. Soc. 134 (1), 480-488 (2012).
    27. Habuchi, S., Oba, T., Vacha, M. Multi-beam single-molecule defocused fluorescence imaging reveals local anisotropic nature of polymer thin films. Phys. Chem. Chem. Phys. 13 (15), 6970-6976 (2011).
    28. Zettl, U., et al. Self-Diffusion and Cooperative Diffusion in Semidilute Polymer Solutions As Measured by Fluorescence Correlation Spectroscopy. Macromolecules. 42 (24), 9537-9547 (2009).
    29. Kirstein, J., Platschek, B., Jung, C., Brown, R., Bein, T., Brauchle, C. Exploration of nanostructured channel systems with single-molecule probes. Nat. Mater. 6 (4), 303-310 (2007).

    Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

    Reprints and Permissions

    Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

    Request Permission

    Tags

    Cyclic PolymersSingle Molecule ImagingMean Squared DisplacementCumulative Distribution FunctionElectrostatic Self AssemblyCovalent FixationPolymer Melt StateDiffusive Motion AnalysisTopological PolymersFluorescence Microscopy

    Related Articles