La visualización y cuantificación de la Capa libre de células en las arteriolas del músculo cremáster Rata

Summary

Este estudio demuestra la preparación quirúrgica del músculo cremaster de rata para la visualización de la capa libre de células in vivo. En este estudio se discuten factores considerables que afectan la precisión de la medición del ancho de la capa libre de celdas.

Abstract

La capa libre de células se define como la capa de plasma parietal en el flujo de microvasos, que está desprovista de glóbulos rojos. La medición de la anchura de la capa libre de células in vivo y sus variaciones espacio-temporales puede proporcionar una comprensión completa de la hemodinámica en la microcirculación. En este estudio, utilizamos un sistema microscópico intravital junto con una cámara de video de alta velocidad para cuantificar los anchos de capa libre de células en arteriolas in vivo. El músculo cremaster de las ratas Sprague-Dawley se exteriorizó quirúrgicamente para visualizar el flujo sanguíneo. También se desarrolló un script de imagen personalizado para automatizar el procesamiento de imágenes y el análisis del ancho de la capa sin celdas. Este enfoque permite la cuantificación de las variaciones espacio-temporales de manera más consistente que las mediciones manuales anteriores. Sin embargo, la precisión de la medición depende en parte del uso de un filtro azul y de la selección de un algoritmo de umbral adecuado. En concreto, evaluamos el contraste y la calidad de las imágenes adquiridas con y sin el uso de un filtro azul. Además, comparamos cinco algoritmos diferentes de umbral basados en histogramas de imágenes (Otsu, mínimo, intermodo, selección iterativa y umbral entrópico difuso) e ilustramos las diferencias en su determinación del ancho de la capa libre de celdas.

Introduction

Los estudios in vivo en animales son fundamentales para la ciencia básica para comprender la fisiología y la patología humanas. En particular, los estudios microhemodinámicos in vivo pueden dilucidar el posible deterioro de las funciones microcirculatorias alteradas por condiciones reológicas anormales de la sangre. En varios estudios microhemodinámicos^previos1 se ha utilizado el modelo de músculo Cremaster de rata para visualizar el flujo sanguíneo microvascular. El músculo cremaster es una capa delgada de músculo estriado que rodea los testículos. Por lo tanto, el flujo sanguíneo en el músculo se puede visualizar con un microscopio de il....

Protocol

Este estudio está de acuerdo con la Universidad Nacional de Singapur Institucional Cuidado de Animales y el empleo (protocolo aprobado ninguna. R15-0225).

1. Preparación quirúrgica del modelo animal

1. los lúmenes de los vasos
   1. Anestesiar a ratas macho Sprague-Dawley (6 - 7 semanas de edad) con un peso (203 ± 20) g con ketamina (37,5 mg / ml) y xilazina (5 mg / ml) cóctel a través de inyección intraperitoneal (ip) (2 ml / kg) . No vuelva a tapar la aguja o quitarlo de la jeringa después de la inyección.
   2. Una vez que el animal ha sido anestesiado (confirmado por los pies pellizcos), colocarlo sobre....

Results

La visualización de la CFL in vivo depende en gran medida de las preparaciones quirúrgicas de la animal. pérdida excesiva de sangre o la duración de la cirugía prolongada se puede someter al animal a golpes y aberraciones del flujo sanguíneo. El mantenimiento de la temperatura del tejido usando una almohadilla de calefacción, así como una plataforma personalizada durante la cirugía y el experimento también es crucial para el mantenimiento de las condiciones fisiológicas de la rata. Mediante el uso de una lámpar.......

Discussion

La medición de la anchura CFL es esencial para una mejor comprensión de la hemodinámica en la microcirculación. En particular, la medición de las anchuras CFL se ha realizado en mesentérica ^6, spinotrapezius ²⁴ y cerebrales ²⁵ microcirculations. La medición convencional de la in vivo anchuras CFL se restringió a estimaciones por la inspección manual de los fotogramas de vídeo grabadas. Las mediciones manuales requieren el cálculo del promedio de varios fotogramas de vídeo sucesi.......

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Microscopio intravital	Olympus	BX51WI	Equipo
Cámara de alta velocidad	Photron	1024PCI	Equipo
Filtro azul	HOYA	B390	Equipo
Sensor de presión y sistema biopac	Sistema Biopac	TSD104A, MP100	Equipo
Controlador de temperatura	Shimaden	SR 1	Equipo
Plasma Lyte A	Baxter	NDC:0338-0221	Caliente en 37 ° C baño de agua antes de usar
solución salina 0.9%	Braun
Heparina (5,000 UI/ml)	Tubo de
PE-10	Becton Dickinson	427400.024	" OD x .011" ID
Tubo de polietileno PE-50	Becton Dickinson		427411.038" OD x .023" ID
Tubo de polietileno PE-205	Becton Dickinson		427446.082" OD x .062" ID
2-0 sutura de seda no absorbible	Deknatel	113-S
5-0 sutura de seda no absorbible	Deknatel	106-S
Almohadilla térmica de circulación de agua	Gaymar
Baño de agua	Fisher Scientific	Isotemp 205	Equipment Gasa
de algodón estéril	Fisher Scientific	22-415-468
Aplicadores con punta de algodón	Fisher Scientific	23-400-124
Pinzas Dumont	Kent Scientific	INS14188	Instrumento quirúrgico
Pinza de microdisección	Kent Scientific	INS15915	Instrumento quirúrgico
Pinza de iris 1 x 2 dientes	Kent Scientific	INS15917	Surgical instrumento
Pinza de canulación de vasos	Kent Scientific	INS500377	Instrumento quirúrgico
Micro tijera	Kent Scientific	INS14177	Instrumento quirúrgico
Tijera de iris	Kent Scientific	INS14225	Instrumento quirúrgico
Clip para vasos	Kent Scientific	INS14120	Instrumental quirúrgico
Gemini	Braintree Scientific	GEM 5917	Instrumento quirúrgico