Este manuscrito describe varios protocolos para la administración de agentes farmacológicos para las abejas, incluyendo métodos no invasivos simples para las abejas de vuelo libre, así como variantes más invasivos que permiten el tratamiento localizado precisa de abejas restringidos.
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Artículo de método
La manipulación de neurofarmacológico restringida y de vuelo libre abejas de la miel,
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Resumen
Resumen
Las abejas de miel demuestran sorprendentes capacidades de aprendizaje y el comportamiento social avanzada y la comunicación. Además, su cerebro es pequeño, fácil de visualizar y estudiar. Por lo tanto, las abejas han sido durante mucho tiempo un modelo favorecida entre los neurobiólogos y neuroethologists para el estudio de las bases neuronales del comportamiento social y natural. Es importante, sin embargo, que las técnicas experimentales utilizadas para estudiar las abejas no interfieren con los comportamientos que se estudian. Debido a esto, ha sido necesario desarrollar una serie de técnicas para la manipulación farmacológica de las abejas melíferas. En este trabajo se demuestra métodos para el tratamiento de las abejas de miel o restringidas de vuelo libre con una amplia variedad de agentes farmacológicos. Estos incluyen tanto métodos no invasivos, tales como los tratamientos orales y tópicos, así como métodos más invasivos que permiten la administración de fármacos precisa, ya sea en la manera sistémica o localizada. Finalmente, se discuten las ventajas y desventajas de cada método y describimosobstáculos comunes y la manera de superar la mejor manera. Se concluye con una discusión sobre la importancia de adaptar el método experimental a las cuestiones biológicas en lugar de al revés.
Introducción
Desde Karl von Frisch dilucidado su lenguaje de la danza 1, las abejas de miel han mantenido una especie de estudio populares para los investigadores en el comportamiento animal y la neurobiología. En los últimos años un gran número de nuevas disciplinas han surgido en la intersección de estos dos campos, y varias otras disciplinas (por ejemplo, la biología molecular, la genómica y la informática) han surgido junto a ellos. Esto ha llevado a un rápido desarrollo de nuevas teorías y modelos para entender cómo se traduce el comportamiento de la actividad dentro de los sistemas nerviosos. Debido al estilo de vida único, rico repertorio de conducta, y la facilidad de manipulación experimental y farmacológico, las abejas se han mantenido a la vanguardia de esta revolución.
Las abejas de miel están siendo utilizados para estudiar las cuestiones básicas tales como neurobiológicos que subyacen en el aprendizaje y la memoria de 2,3, por lo que la decisión 4, 5 olfativa, o el procesamiento visual 6. En los últimos años, el honabeja ey incluso se ha utilizado como modelo para el estudio de temas generalmente reservados para la investigación médica, tales como los efectos de las drogas adictivas 7 - 11, 12 del sueño, el envejecimiento 13, o los mecanismos subyacentes a la anestesia 14.
A diferencia de los organismos modelo genético clásicos (por ejemplo, D. melanogaster, C. elegans, M. musculus), hay muy pocas herramientas genéticas disponibles para la manipulación de las funciones neuronales en las abejas melíferas, aunque esto está cambiando 15. En cambio, los estudios de abejas se han basado principalmente en las manipulaciones farmacológicas. Esto ha sido muy exitosa; Sin embargo, la diversidad de la investigación de abeja es tal que se necesitan una serie de métodos para la administración farmacológica. La investigación con abejas melíferas aborda cuestiones muy diversas, es estudiada por los investigadores de diferentes disciplinas y procedencias, y utiliza una variedad de enfoques experimentales. muchos resepreguntas arco requieren abejas a estar libre-vuelo, interactuando libremente en su colonia, o ambos. Esto puede hacer que sea difícil mantener un registro de los animales de experimentación individuales, y hace inviable restricción o canulación.
Para dar cabida a la diversidad de la investigación abeja de la miel, se necesita una variedad de métodos de administración de fármacos, lo que permite la administración robusta y flexible al tiempo que garantiza que los perfiles farmacocinéticos y farmacodinámicos, la invasividad del método, y su fiabilidad, traje el paradigma de que se trate. Debido a estas diversas necesidades, la mayoría de los grupos de investigación han desarrollado sus propios métodos de administración de fármacos únicos. Hasta ahora, esto ha sido una fortaleza de la comunidad investigadora de abeja; que ha llevado al desarrollo de matrices de métodos que permitan la administración del mismo medicamento en diferentes circunstancias. Nuestro objetivo aquí no es desarrollar un único método estandarizado para la manipulación farmacológica de las abejas, sino más bien para poner de relieve que los métodoshan demostrado ser particularmente exitoso, y ayudar a los investigadores adoptar estos. Se discuten los principios básicos de cómo funcionan, así como sus ventajas y desventajas.
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Protocolo
1. Administración de Medicamentos para abejas Enjaezó
- El tratamiento oral
- Preparar la solución de 1,5 M de sacarosa mediante la mezcla de 257 g de sacarosa con 500 ml de agua (que es más fácil de disolver esta cantidad de sacarosa en agua hirviendo). Almacenar solución de sacarosa a 4 ° C hasta su uso.
Nota: La solución de sacarosa proporciona un ambiente muy hospitalario para ciertos microorganismos, y por lo tanto se convierte fácilmente contaminada y desagradable para las abejas. solución de sacarosa a granel se puede dividió en alícuotas y se almacenó a -20 ° C hasta su uso. - Decidir sobre una dosis de fármaco apropiada (la forma de lograrlo, se trata en la sección de discusión más adelante), y preparar una solución tal que la dosis de medicamentos preferidos se disuelve en 20 l de solución de sacarosa (por ejemplo, para proporcionar 20 mg, diluir la droga en una proporción de 1 mg / ml). abejas arnés según Felsenberg et al. (2011) 16. Hacer este paso al menos 12 horas antes del tratamiento de drogas para asegurar que ya no están estresados o abejasut de aprovechamiento cuando se presenta la solución de fármaco.
NOTA: Para obtener resultados más consistentes, es mejor que morir de hambre abejas (mediante la colocación de abejas enganchados en una incubadora a 34 ° C y 70% de humedad) S / N. - Usando una micropipeta, toque una gota de agua de 1,5 M de sacarosa a la antena de una abeja aprovechado. Cuando se extiende la trompa, toque una gota de 20 l de sacarosa 1,5 M que contiene el fármaco directamente a la trompa de la abeja. Asegúrese de que la abeja consume todo. Como control del vehículo usar solución 1,5 M de sacarosa sin fármacos añadidos.
NOTA: puede ser necesario ajustar la base de planes experimentales La cantidad de solución de sacarosa. Si el condicionamiento apetitivo se pretende, la alimentación de las abejas justo antes de la formación va a interferir con la capacidad de respuesta de las abejas. - Desechar o dejar de lado las abejas que no consumen la totalidad de la sacarosa.
NOTA: Si hay un gran número de abejas dejar de beber la solución de sacarosa, podría ser necesario ajustar el horario de alimentación.
- Preparar la solución de 1,5 M de sacarosa mediante la mezcla de 257 g de sacarosa con 500 ml de agua (que es más fácil de disolver esta cantidad de sacarosa en agua hirviendo). Almacenar solución de sacarosa a 4 ° C hasta su uso.
- La inyección en el tórax
- Preparar las drogas en la miel de abeja Ringer 17 de la siguiente manera:
- Mezclar y autoclave 7,45 g de NaCl, 0,448 g de KCl, 0,812 g de MgCl 2, 0,735 g de CaCl 2, 54,72 g de sacarosa, 4,95 g de D-glucosa, y 2,48 g de HEPES en 1.000 ml de agua. Tenga cuidado al almacenar en dos colores, ya que se contamina con facilidad. Alícuota y almacenar Ringer a -20 ° C hasta su uso.
- Se disuelve el fármaco en solución Ringer y luego se diluye de modo que la cantidad deseada está presente en 5 l. Como un ejemplo, si las abejas deben ser tratados con 5 mg de un fármaco, 1 g puede inicialmente ser disuelto en 1 ml en Ringer, antes de ser diluida 1: 1000 en Ringer para una solución final de 1 g / l.
NOTA: Como alternativa, disponible comercialmente PBS (fosfato tamponada Salin) se puede utilizar en lugar de la solución de Ringer.
- Hacer una microscalpel por la ruptura de la esquina de una hoja de doble filo de afeitar conun soporte de la cuchilla. Una el fragmento de la hoja con el soporte de la hoja de manera que tenga una buena cuchilla con un punto extremo afilado.
- Bajo un microscopio estereoscópico, usar cuidadosamente el microscalpel para cortar un agujero 2 mm por encima de la escutelo, junto con el proceso de ala posterior del tórax de una abeja. Evitar que se corte demasiado profundo ya que esto podría dañar los músculos de vuelo, y tener cuidado de evitar las bisagras de las alas. Idealmente, sólo el corte de tres lados, de modo que la solapa de cutícula más tarde se puede plegar de nuevo para cerrar el sitio de la lesión.
- Usando una micropipeta, el depósito 5 μlL Ringer (o PBS) que contiene el fármaco en la parte superior del agujero en el tórax. supervisar cuidadosamente bajo el microscopio para asegurar toda la gota se absorbe en la hemolinfa. Use Ringer (o PBS) como un control del vehículo.
- Si es posible, mueva la aleta de la cutícula hacia atrás sobre el agujero. Después de 5-10 horas, se vuelva a fijar y sellar.
NOTA: Como alternativa a esta técnica, se inyecta 1 l directamente en el tórax usando una jeringa de vidrio, después de la apertura de una smaagujero ll en el medio del frenillo (línea transversal en la región posterior de la escutelo) con una aguja de la jeringa (diámetro: 0,6 mm, G: 23). Esto evita la necesidad de cortar primero el tórax con un bisturí y el sitio de inyección es más pequeño, pero este método dejará el sitio de la inyección expuesta.
- Preparar las drogas en la miel de abeja Ringer 17 de la siguiente manera:
- inyección ocelo
NOTA: Este es un método adecuado para la entrega de moléculas a través de la cápsula de la cabeza, en la hemolinfa.- Prepare las drogas como en 1.2.1, pero ajustar las concentraciones de fármaco de manera que la dosis deseada estará contenida en 1 l de Ringer o PBS (menos volumen puede ser absorbido por el agujero ocelo que a través del tórax).
- Preparar una microscalpel como en 1.2.2. Bajo un microscopio estereoscópico, bloquear la cabeza de una abeja aprovechado en su lugar llenando la grieta cuello con cera. Use cera de fusión a baja temperatura (por ejemplo, cera dental) con el fin de evitar los receptores olfativos antenales perjudiciales u otras células que pueden ser importante para evaluar el comportamiento (por ejemplo, el aprendizaje olfativo). A continuación, retire con cuidado la lente del ocelo medio mediante la inserción de la punta de la microscalpel debajo de la lente y romper suavemente la lente libre de la cápsula de la cabeza.
NOTA: También es posible colocar la cera con cuidado sobre las antenas para evitar el movimiento. - Con cuidado la pipeta fármaco sobre el agujero ocelo. Espere hasta que todo se tiene en la cápsula de la cabeza. Quitar la cera dental de las antenas y permite la abeja para descansar un rato antes de continuar el procedimiento experimental. Use Ringer (o PBS) como un control del vehículo.
- La inyección en el tracto ocelar
NOTA: El tracto ocelar contiene fibras grandes, que conecta a la mayoría de las regiones del cerebro central 18. Este método de tratamiento permite la aplicación de compuestos para sólo el cerebro, pero no la orientación subregiones específicas del cerebro.- Preparar abeja como en 1.3.2. y quitar la lente del ocelo medio con el tIP de un microscalpel como en 1.3.3.
NOTA: Esto se puede hacer hasta 2 horas antes de la inyección. Sobre la base de nuestra experiencia, las abejas alimentadas son más capaces de hacer frente a este tipo de cirugía que las abejas hambrientas - Llene una jeringa de vidrio de 10 l equipado con un calibre pequeño (por ejemplo, 33, diámetro: 210 micras) de la aguja con solución de fármaco preparó como en 1.3.1.
- El uso de un micromanipulador manual, inserte la punta de la jeringa a través de la retina ocelar en la cápsula de la cabeza a una profundidad de 50 micras y se inyecta 250 nl de solución.
- Después del uso de la jeringa 3 veces con agua destilada, luego 3 veces con etanol al 75%.
- Preparar abeja como en 1.3.2. y quitar la lente del ocelo medio con el tIP de un microscalpel como en 1.3.3.
- Microinyección en estructuras cerebrales particulares
NOTA: Además de los tratamientos sistemáticos mencionados anteriormente, es posible realizar microinyecciones en las estructuras particulares del cerebro. Esto permite la manipulación farmacológica de una o más regiones del cerebro, mientras que deja otras no afectado. Esto funcionamejor con las regiones del cerebro que son fáciles de reconocer desde la superficie del cerebro anterior (por ejemplo, los lóbulos antenales, cálices setas corporales o lóbulos verticales, o los lóbulos ópticos), pero otras regiones han sido blanco. Tenga en cuenta que la orientación (anterior / posterior, dorsal / ventral) se refiere al eje del cuerpo, más bien, que al neuroeje 19.- Preparar el fármaco en Ringer o PBS en la misma manera que en 1.2.1, la adición de un fluorescente (por ejemplo, 0,5 mg / ml de dextrano, Alexa 546 o 568 fluor) o colorante no fluorescente (por ejemplo, metileno 1 mM azul).
NOTA: La adición de un colorante fluorescente se permite la verificación de la ubicación de la inyección después de que el experimento ha terminado (usando microscopía confocal, después de la disección del cerebro), mientras que los colorantes no fluorescentes permiten la monitorización directa durante el experimento. - Para hacer pipetas de vidrio para inyección, insertar capilares de vidrio de diámetro correcto en abrazaderas titular de un extractor de electrodos (1.0 mm para la bodega normaer incluido con el microinyector mencionado en la lista de materiales). Para ajustar la configuración de tracción y de calor para producir una punta de aproximadamente 0,5 cm de longitud (ajustes serán diferentes para cada tirador, incluso si se utiliza el mismo modelo).
NOTA: Idealmente, las dos pipetas tirado de un vidrio debe tener la misma longitud y forma, de manera que ambos pueden ser utilizados. - Bajo un microscopio estereoscópico, romper la punta para obtener un diámetro exterior de aproximadamente 10 a 15 micras, sobre la base de la estimación visual utilizando una escala en una retícula insertado en el ocular. Los pasos en la escala están definidos por el fabricante y pueden ser corregidos por el aumento que se usa.
- A continuación, llenar las pipetas de vidrio con la solución para la inyección. Si se utilizan tubos capilares de vidrio con filamentos, llenar la pipeta colocando la cara de nuevo en la solución de fármaco, si no llenar la punta utilizando puntas Microloader.
- Insertar la pipeta de vidrio lleno en el soporte capilar de un microinyector, que está controlado por un mi manual o electrónicocromanipulator.
- Calibrar el microinyector para inyectar el volumen deseado (0,5 a 2 nl, dependiendo del tamaño de la estructura del cerebro específica). Para esto, inyectar directamente en un pequeño plato de Petri que contiene aceite mineral y medir el diámetro de la gotita con la retícula. Cambiar la configuración hasta que se alcance el volumen deseado.
- Fijar la cabeza de una abeja aprovechado el uso de cera dental suave como en 1.3.2, antes de cortar una abertura en la parte anterior de la cápsula de la cabeza, usando un microscalpel, con tres cortes: uno justo debajo del ocelo mediano (ventral), uno en la frontera del ojo derecho o izquierdo y uno por encima de la antena se deriva (dorsal). Use un pedazo de cera dental para mantener la solapa abierta en su lugar.
- Empuje con cuidado las glándulas y la tráquea acostado en la parte superior del cerebro a un lado el uso de unas pinzas finas, a continuación, hacer una pequeña rotura en el neurilema (membrana muy delgada alrededor del cerebro) por encima de la estructura cerebral específica.
NOTA: Si muchas abejas se equipare a una a la vez, este procedimientopuede realizarse antes; Sin embargo, tenga cuidado de no dejar las abejas en este estado demasiado tiempo (no más de 30 minutos), ya que sus cerebros pueden desecar. - Inserte la punta en la región del cerebro se desea, y ajustar la profundidad perpendicular a la superficie del cerebro (por ejemplo, 60 micras de cálices de setas cuerpo). Inyectar el volumen preestablecido. Por regiones cerebrales laterales, inyectar de forma bilateral (es decir, hacer una inyección a cada hemisferio). Si se utiliza un colorante no fluorescente, garantizar la inyección producido en la región de la derecha en la observación mientras se inyecta. Si se utiliza un colorante fluorescente hacer lo mismo bajo una luz fluorescente usando un microscopio estereoscópico con un sistema de visualización de fluorescencia.
- A continuación, coloque la tapa trasera abierta sobre la cabeza de la abeja. Fundir un cristal de eicosano, que es aproximadamente 1 mm de diámetro, utilizando un alambre delgado envuelto alrededor de la punta de un soldador micro (temperatura de fusión es 35-37 ° C) y sellar los cortes. Esto reducirá en gran medida la mortalidad.
- Liberar elabeja del arnés para el análisis del comportamiento (pero véase el debate), o mantenerse en el arnés para los experimentos en las abejas restringidos - por ejemplo, la extensión probóscide reflejo (PER) 20 pruebas.
- Si se utilizó un colorante fluorescente, asegurarse de que la inyección ha golpeado el área de interés después del experimento es sobre el uso de un microscopio de barrido confocal láser (. Figura 1).
NOTA: Esto es particularmente útil cuando la orientación de las áreas cerebrales más profundas (en los que sería difícil ver colorante fluorescente durante la fase de inyección).
- Preparar el fármaco en Ringer o PBS en la misma manera que en 1.2.1, la adición de un fluorescente (por ejemplo, 0,5 mg / ml de dextrano, Alexa 546 o 568 fluor) o colorante no fluorescente (por ejemplo, metileno 1 mM azul).
2. Métodos de administración del fármaco para las abejas de vuelo libre
- El tratamiento oral
- Preparar fármaco de la misma manera que en los pasos 1.1.1-1.1.2. Añadir solución de fármaco a un alimentador y coloque en el refrigerador para el almacenamiento.
NOTA: Cualquier alimentador va a hacer, tal como una tapa de la botella boca abajo o de un frasco invertida sobre papel de seda. - Capacitar a las abejas a un alimentador por gravedad que contiene 1 M o 0,5M solución de sacarosa mediante la colocación de un alimentador de cerca de la colmena. Una vez que las abejas comienzan búsqueda de alimento en el comedero, mueva gradualmente más lejos hasta que esté a una distancia cómoda para evitar ser picado (mínimo 5 m).
- abejas de pintura para la marca con el fin de hacer un seguimiento de las abejas individuales. Haga una lista de todas las combinaciones de colores que se van a utilizar. Cuando una abeja aterriza en el alimentador, marcan cuidadosamente su abdomen con dos colores, y hacer una nota en la lista que se toma la combinación.
- Cambie el alimentador por gravedad para un alimentador que contiene la solución de fármaco / sacarosa. Tomar nota de las abejas marcadas que visitan el alimentador. La captura de cualquier abeja sin marcar visitar el alimentador ya que las abejas son prolíficos de selección de personal, y el número de abejas que visitan el alimentador drogado puede obtener rápidamente fuera de control. Esto es especialmente problemático si el mismo experimento se va a realizar en días sucesivos, ya que las abejas no tratados previamente ya no podrían ser ingenua.
NOTA: Como alternativa a la formación de abejas individuales a un alimentador, autor anteriors se han alimentado con éxito el agua sacarosa mezclada con las drogas a toda una colmena 21 - 23.
- Preparar fármaco de la misma manera que en los pasos 1.1.1-1.1.2. Añadir solución de fármaco a un alimentador y coloque en el refrigerador para el almacenamiento.
- El tratamiento tópico
NOTA: El objetivo es disolver el compuesto de interés en un disolvente que puede penetrar la cutícula de los insectos ceroso. Diferentes solventes se pueden utilizar para este propósito. Los más comúnmente utilizados incluyen acetona, dimetilformamida (DMF) y dimetilsulfóxido (DMSO).- Evaluar la que funciona mejor disolvente para el compuesto en cuestión. Si se espera que un fenotipo fuerte de una sobredosis (por ejemplo, parálisis o la muerte), las abejas tratar (paso 2.2.2) con una dosis alta (por ejemplo, 20 g de cocaína 7) disuelto en cada uno de los diferentes disolventes y cuidadosamente controlar el tiempo hasta la parálisis o la muerte.
- El uso de un microcapilar 1 l (o una microjeringa, que se puede instalar en un dispensador de repetición apropiada) y el soporte microcapilar, dibujar 1 l de la solución de fármaco (por ejemplo, 381; g / l de la cocaína) en el capilar. Expulsar a la caída, y la pintura con cuidado en el tórax de una abeja marcada. Cubra tan grande de un área de una posible con la solución, en lugar de dejar una gota sólida, como la abeja es entonces probable que el novio fuera. Tenga cuidado de no permitir que el compuesto en contacto con el ala bisagras, o esto puede sacarla fuera del tórax ya lo largo de las alas donde se evaporará sin ser absorbido en la hemolinfa.
NOTA: En función del objetivo de la investigación, este método también se puede utilizar para administrar medicamentos al abdomen de la abeja. Sin embargo, los fármacos lleguen a la CNS más rápido y en mayor cantidad cuando se aplica al tórax método 24 .Este funciona igual de bien con aprovechado como con las abejas de vuelo libre.
- tratamiento volatilizado
- Disolver drogas (anteriormente este método ha sido utilizado para entregar la cocaína a las abejas de miel 10) en etanol al 100%. Para asegurar la solubilidad, no utilice un hidrocloruro u otras formas de sal de ladrogas si es posible. Al hacer una dilución de prepararlo para que la cantidad que se entregará a una abeja está presente en 100 l. El uso de etanol puro como un vehículo de control.
- Para crear un filamento, utilice el mismo procedimiento que McClung y Hirsh 25.
- Explicó brevemente: terminar alambre de nicromo con fuerza alrededor de un clavo y se unen a dos cables eléctricos (uno en cada extremo del filamento). Retire el clavo. La bobina de nicromo restante se conoce como el filamento.
- Pase los dos cables a través de orificios cuidadosamente perforados en la tapa de un tubo de centrífuga de 50 ml, que debe ser resistente a la temperatura elegida. Pegue los cables en su lugar con silicona líquida.
NOTA: Esto hará que el tubo hermético. Esto es esencial para evitar la exposición secundaria al experimentador y asegurarse de que las abejas son tratados con la dosis apropiada.
- Fije los cables que conducen al filamento a una fuente de alimentación. El uso de un termopar para medir la temperatura deel filamento, experimentar con diferentes combinaciones de tensión / corriente hasta una que da como resultado un perfil de temperatura apropiado para el fármaco en cuestión, a ser posible, una que permite durante 10 segundos de calentamiento o menos. Esto es muy importante, se refiere a la bibliografía pertinente (por ejemplo, con el fin de la cocaína para volatilizar necesita ser calentado a al menos 200 ° C, pero a temperaturas superiores a 350 ° C se descompone en compuestos secundarios 26).
- cuidadoso pipeteado 100 l de fármaco que contiene una solución de etanol sobre el filamento. Extender el líquido sobre la superficie de filamento tanto como sea posible ya que esto aumentará la eficiencia de evaporación. Deja el filamento expuesto a temperatura ambiente hasta que todo el etanol se ha evaporado.
NOTA: Si el etanol no se evapora suficientemente, las abejas serán tratados tanto con el fármaco de elección y etanol. Las abejas son extremadamente sensibles al etanol, y algunos medicamentos tienen interacciones sinérgicas con etanol, lo que sesga exLos resultados experimentales. - Una vez que el etanol se ha evaporado por completo (precipitado de drogas por lo general se puede ver en el filamento seco bajo un microscopio), coger una abeja en vuelo libre en un tubo de 50 ml. Cierre con cuidado la tapa que contiene el filamento.
- A su vez en el poder durante 10 segundos, la unidad encendida y espere otros 50 segundos (para permitir que el compuesto volatilizado enfriar y con ello se condensan o depósito). Liberar la abeja.
NOTA: Si bien este método de tratamiento funciona de manera excelente para las abejas de vuelo libre, que puede ser utilizado con la misma eficacia con las abejas enjaezados. Simplemente conecte la abeja aprovechado el interior de un tubo de 50 ml. Actualizar el filamento como se describe en 2.3.4 entre las abejas. Para un mayor rendimiento, varios filamentos se pueden utilizar en paralelo.
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Resultados
Una selección de los resultados representativos de los métodos descritos anteriormente se muestran, principalmente para demostrar que los métodos permiten a los agentes farmacológicos para alcanzar el cerebro y afectan el comportamiento abeja de la miel.
efectos específicos sobre los procesos cerebrales se pueden obtener fácilmente después de la inyección tórax.
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Discusión
Los métodos descritos anteriormente permiten un tratamiento sencillo, eficaz y robusta de cualquiera de vuelo libre o abejas de la miel con arnés. Estos métodos son compatibles con muchos paradigmas experimentales y cuestiones biológicas (Tabla 1). Todos los métodos de vuelo libre puede aplicarse fácilmente a las abejas con arnés. La inversa es menor éxito, sin embargo, ya que la restricción temporal y métodos de tratamiento invasivo a menudo pueden comprometer la capacidad de vuelo de las abejas.
<...Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Divulgaciones
Los autores no tienen nada que revelar.
Agradecimientos
Este proyecto fue financiado por el DP0986021 de subvenciones de ARC y el 585442 de subvenciones del NHMRC. ABB cuenta con el apoyo de una beca ARC Future Fellowship (FT140100452). JAP cuenta con el apoyo de una beca iMQRES otorgada por la Universidad de Macquarie y por un DAAD-Doktorandenstipendium otorgado por el Servicio Alemán de Intercambio Académico. JMD cuenta con el apoyo del CNRS y de la Universidad Paul Sabatier.
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Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Sacarosa | Sigma-Aldrich | S8501 | Cualquier proveedor hará |
| Cloruro de sodio | Sigma-Aldrich | S7653 | |
| Cloruro de potasio | Sigma-Aldrich | P9333 | |
| Cloruro de magnesio hexahidratado | Sigma-Aldrich | M2670 | |
| Cloruro de calcio dihidratado | Sigma-Aldrich | C8106 | |
| Dextrosa monohidratado | Sigma-Aldrich | 49159 | |
| Tampón de fosfato salino (PBS) | Sigma-Aldrich | P4417 | |
| Cera de protección | Dentaurum | 124-305-00 | |
| HEPES | Sigma-Aldrich | H3375 | |
| dimetilformamida | Sigma-Aldrich | D4551 | |
| 95% Etanol | Sigma-Aldrich | 493511 | |
| Capilar de vidrio | WPI | 1B100F-3 | |
| 23 G Aguja NanoFil | WPI | NF33BV-2 | |
| Forsceps muy fino | Electrodo Dumont | 0208-55-PO | |
| tirador | SRI | 2001 | |
| FemtoJet Microinyector | Eppendorf | 5247 000.01 | |
| Eicosane | Sigma-Aldrich | 219274 | |
| micromanipulador manual | Brinkmann Instrumentenbau | MM-33 | |
| micromanipulador electrónico | Luigs & Neumann Feinmechanik + Elektortechnik | Junior unidad XYZ | |
| microscopio estereoscópico | Leica | M80 | |
| soldador | Weller | WESD51 | |
| Dextran, Alexa Fluor 546, 10.000 MW | ThermoFisher Scientific | D-22911 | |
| Dextran, Alexa Fluor 568, 10.000 MW | ThermoFisher Scientific | D-22912 | |
| placa de Petri pequeña | Aceite mineral Sigma-Aldrich | P5481 | |
| Sigma-Aldrich | M5904 | ||
| 50 ml Tubo de centrífuga | Pinzas ThermoFisher Scientific | 339652 | |
| Suministros Entomológicos Australianos Portacuchillas | |||
| y rompedor | Suministros Entomológicos Australianos | E130 | |
| Hoja de afeitar de doble filo de | plumaThermoFisher Scientific | 50-949-135 | |
| Alambre | Cualquier proveedor lo hará | ||
| Cables | Cualquier proveedor lo hará | ||
| Pintura de modelo | Tamiya USA | Depende del color | |
| Dispensador repetido Hamilton | company | PB-600-1 | |
| Jeringa de vidrio | WPI | NANOFIL | |
| sistema de visualización de fluorescencia | Nightsea | retícula SFR-GR | |
| ProSciTech | S8014-24 | ||
| microcapilar con soporte | Drummond | 1-000-0010 | |
| Silicona | Cualquier proveedor lo hará | ||
| Termopar | Digitech | QM-1324 | |
| Micropipeta | Eppendorf |
Referencias
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