Artículo de método

Los experimentos de campo de Ecología de la Polinización: el caso de

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DOI:

10.3791/54728

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25 de noviembre de 2016

 , 
1Department of Biology, Chiba University

En este artículo

Resumen

Para revelar la eficacia polinizador de una especie de planta dada, se han desarrollado varios métodos de los experimentos de campo. Este estudio demuestra los métodos básicos de los experimentos de campo de ecología de la polinización utilizando el estudio de caso de Lycoris sanguinea var. Sanguinea y el nuevo mecanismo de polinización, rompiendo capullo de la polinización.

Resumen

Las interacciones planta-polinizador se han estudiado durante aproximadamente cien años. Durante ese tiempo, se han desarrollado muchos métodos de campo para aclarar la efectividad de la polinización de cada polinizador para las flores visitadas. Las observaciones de polinizadores han sido uno de los métodos más comunes para identificar polinizadores, y se han realizado experimentos de embolsado y jaulas para mostrar la efectividad de polinizadores específicos. En un estudio previo de Lycoris sanguinea var. sanguinea, no se identificaron sus polinizadores efectivos, las frecuencias de visita de cada visitante floral y sus estrategias reproductivas. Este estudio reporta la observación de que pequeñas abejas visitaron flores que estaban parcialmente abiertas (rompiendo yemas). Hasta donde sabemos, este fenómeno no se ha reportado anteriormente. Además, este estudio investiga la hipótesis de que las abejas pequeñas pueden polinizar en esa etapa de floración. Este estudio demuestra los métodos básicos de los experimentos de campo en ecología de polinización utilizando L. sanguinea var. Las observaciones de polinizadores y el video digital mostraron las frecuencias de visita de cada visitante floral. Los experimentos con embolsado y jaulas revelaron que estas flores podían ser polinizadas completamente y que la polinización por yemas rotas podría ser importante para la polinización de esta especie de planta. Se discuten las ventajas y desventajas de cada método, y se describen los desarrollos recientes, incluidos los experimentos de laboratorio.

Introducción

las interacciones planta-polinizador son los principales ejemplos para el estudio de la biología evolutiva y la ecología. Se cree que las relaciones mutualistas entre las flores y polinizadores haber promovido la diversificación de las angiospermas 1,2 como resultado de la selección natural, aunque otros factores bióticos y abióticos también han ejercido una influencia 3,4,5. También se cree que los rasgos florales han cambiado para adaptarse a los polinizadores más eficaces y para producir más frutos y semillas 6. Estas creencias se han construido a pesar de los grandes estudios basados en diferentes índices, tales como la eficacia de la polinización, que involucran a diversas interpretaciones 7.

Las plantas con flores que se han generalizado los sistemas de polinización son visitados por varios tipos de polinizadores 8. En esto, un visitante de la flor se definió como una especie animal que visitaron para obtener una recompensa de flores y polinizadores se definieron como visitantes florales que polinizan.Algunos de estos visitantes llevan granos de polen conspecific a los estigmas de las flores visitadas y se pueden clasificar como polinizadores. Otros visitantes también pueden tener un poco de polen intraespecífica; que podrían llevar a cabo la polinización menos debido a la inadecuación de comportamiento o morfológicas entre los polinizadores y las flores. Estas diferencias comparables en la contribución a la reproducción de las plantas podían producir diferentes grados de presión selectiva sobre los rasgos florales 9 y podrían causar la divergencia adaptativa de las plantas con flores. Por lo tanto, aunque la composición de la comunidad de polinizadores y la abundancia relativa de las especies son importantes 10, la evaluación precisa de la efectividad de cada visitante también es fundamental para determinar los procesos evolutivos de las plantas de adaptación y / o.

En este estudio, las estimaciones cuantitativas de la eficacia de polinizadores, definidos como la fruta y producción de semillas por cada frecuencia de visita, se determinaron 11. la especificaciónSe observaron IES y la frecuencia de cada visitante floral, y se estimaron los efectos reproductivos en las flores visitadas. El registro de las visitas florales a través de las observaciones humanas es un método clásico en la ecología de la polinización. Sin embargo, este método impone una gran carga para los observadores, que están obligados a permanecer en frente de las plantas y para tomar medidas cuidadosas, a largo plazo. Recientemente, las tecnologías de filmación y grabación se han desarrollado rápidamente, y las cámaras de vídeo digital de bajo costo han permitido la introducción de la grabación de vídeo a las observaciones de polinizadores 12,13. Estos métodos pueden facilitar la obtención de información básica sobre los visitantes florales y podrían ayudar a desarrollar una comprensión de la ecología de la polinización de una especie vegetal objetivo.

Sin embargo, las frecuencias de visitas de los polinizadores no están necesariamente correlacionados con la eficacia de la polinización 7,14, y es importante para evaluar los efectos cualitativos de cada uno de los polinizadoressobre la aptitud de la flor. La eficacia de la polinización se ha estimado a través del número de granos de polen en los estigmas 15,16, 17,18 crecimiento del tubo polínico y fruta y / o producción de semillas 19,20. Embolsado experimentos, llevaron a cabo utilizando bolsas de visitantes exclusiva, son los métodos típicos para las pruebas de auto-compatibilidad, autogamy 21,22, y la presencia de apomixis 23. Además, la evaluación de la eficacia de la polinización para un determinado polinizador en el conjunto visitante ha sido frecuentemente llevada a cabo en entornos en los otros visitantes florales se han restringido (es decir, una jaula de alambre, red, o una bolsa con una malla lo suficientemente pequeño como para excluir a los polinizadores más grandes que es conjunto de plantas con flores). Por ejemplo, se llevaron a cabo experimentos de ensacado con pequeñas bolsas de malla para revelar la capacidad de polinización de las hormigas o trips 24,25. Por otra parte, los experimentos de exclusión de aves utilizando una jaula de alambre o red han demostrado los polinizadores efectivos de los taxones de Aloe26-28.

Los objetivos de este estudio fueron: 1) para introducir los métodos utilizados en un trabajo previo y 2) para mejorar estos métodos para su uso general en otros estudios sobre los visitantes florales, sus frecuencias de visita, y sus efectos sobre la adecuación de las plantas Lycoris sanguinea var.. sanguinea es una de las especies incluidas en el género de Lycoris, que se distribuye ampliamente en todo Japón y Corea del estrecho margen en 29 y tiene forma de embudo flores de color naranja rojizo (Figura 1a). Un estudio previo reveló que L. sanguinea var. sanguinea fue visitado por varias especies de insectos, incluyendo un no identificados pequeñas especies de abejas y las especies más grandes Amegilla florea 29. Sin embargo, no se identificaron las frecuencias de visita y la polinización eficacia de estos visitantes. observaciones de polinizadores para la identificación de los visitantes florales se llevaron a cabo en primer lugar. Las visitas de las abejas pequeñas se OBSErved en las flores que no habían abierto todavía completamente (romper los brotes; Figuras 1b, c). Las pequeñas abejas se trasladaron a toda prisa alrededor de las anteras undehisced en los brotes que se rompen y se recoge el polen usando sus mandíbulas. La hipótesis era que las abejas pequeñas podrían ser polinizadores en la etapa de ruptura del brote porque los huecos entre las anteras y los estigmas en las flores eran más pequeñas que la longitud del cuerpo de las abejas. Por lo tanto, se llevaron a cabo experimentos de ensacado para poner a prueba la capacidad de polinización de las abejas pequeñas en la etapa de ruptura del brote, y, además, para examinar las estrategias reproductivas de L. sanguinea var. sanguinea. Estos brotes se embolsaron después de que las abejas pequeñas visitadas, lo que permitió una estimación de la capacidad de polinización de las abejas. Los individuos fueron enjaulados con capullos sin abrir. Se utilizó una jaula de malla pequeña, a través del cual podían pasar sólo pequeñas abejas, lo que permite una estimación de la eficiencia de la polinización de las abejas pequeñas a lo largo de toda la floanillo etapa.

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Protocolo

NOTA: Este artículo se basa en nuestro trabajo previo 30. Algunas partes se han impreso con el permiso de la Sociedad Botánica de Japón y Springer Japón.

1. La observación de visitantes florales

  1. La selección de los campos de observación
    1. Buscar las áreas en las que se distribuyen los materiales vegetales, y seleccionar los sitios de estudio candidato utilizando recursos confiables, tales como libros ilustrados, revistas académicas, etc. Ajustar el número de sitios de estudio para adaptarse a los objetivos de la investigación (por ejemplo, una amplia gama de lugares para la comparación de los visitantes florales en todo Japón).
    2. Compruebe la ubicación de las poblaciones candidato seleccionado y las distancias de los puntos de partida pertinentes, como los institutos de investigación y alojamiento, si se necesita investigación a largo plazo.
    3. Aproximadamente estimar cada tamaño de la población contando el número de individuos de la planta en una unidad de área. Seleccionar grandes poblaciones de experimento manipuladas utilizando muchos individuos vegetales.
    4. Pre-observación de los visitantes florales
      1. Decidir cuál de determinadas personas en cada área se observó durante el mismo intervalo de tiempo, en función de las densidades de población. Seleccionar 5-10 flores recién abiertas o romper los brotes como las flores de destino, y rechazar los degradados que ya se han abierto.
      2. Iniciar la observación visual durante el periodo de un día entero, porque las flores podrían ser visitados por varios polinizadores en diferentes rangos de tiempo de 31,32.
      3. En las hojas de registro, registrar el nombre de la especie de los visitantes florales y el tiempo de cada visita por hora por flor.
      4. Observar de cerca si los visitantes florales en contacto con las anteras y / o estigmas; si lo hacen, registrar los visitantes como polinizadores. Si los visitantes florales sólo se visitan las flores y no se toquen los órganos reproductores, grabarlas como visitantes.
      5. El uso de una red de insectos o aspirador hechos a mano, la captura de los visitantes florales para identificar ypreservarlos como especímenes (Figura 1F). Matar a los visitantes atrapados rápidamente con acetato de etilo o la presión del dedo en el tórax, y su conservación en una bolsa blanda o en un tubo de plástico o de caso con 100% de etanol.
      6. Después de la observación, identificar los nombres específicos de las muestras utilizando las características morfológicas o, en caso de dificultades en la identificación, solicitar la ayuda de expertos para cada grupo taxonómico.
  2. Observación en el campo
    1. Seleccionar los sitios de investigación en función de su accesibilidad, tamaño de la población y el número de visitantes florales. Elige períodos de tiempo que incluyen una muestra representativa de los visitantes florales en la época de floración, y determinar los períodos de observación en base a los objetivos de investigación (por ejemplo, para la investigación sobre las fluctuaciones de las visitas de frecuencia de visitantes florales, largos periodos de tiempo deben establecerse).
    2. Preparar el aparato de control apropiada, tales como cámaras de vídeo digitales (por ejemplo, para la grabación de la noche, cámaras de vídeo con una función de infrarrojos deben ser utilizados).
    3. Seleccionar las flores de destino de la misma manera que para 1.1.4.
    4. Fijar las cámaras de video para trípodes de aluminio. Establecer las cámaras con trípodes frente a los distintos agentes que participan, a unos 50 cm de distancia.
    5. Comprobar y modificar la cantidad de luz y el enfoque de los materiales en las pantallas de visualización de las cámaras antes de filmar.
    6. Comienza la observación visual y la filmación de vídeo al mismo tiempo para las zonas horarias adecuadas estimadas por las observaciones previas (en el presente caso, los períodos de observación fueron durante más de seis horas en promedio, de aproximadamente 05 a.m.-13:00 pm ).
    7. Identificar los nombres de las especies de los visitantes y los polinizadores, y registrar sus nombres y los tiempos de sus visitas en las hojas de registro.
    8. Captura e identificar los visitantes y polinizadores en la misma forma que en 1.1.4.5.
    9. Repita los pasos 1.2.1 a 1.2.7 para cada observatioel periodo n. Establecer los períodos de observación en base a los objetivos de la investigación y los datos pre-observación.
  3. Los análisis de datos Después de Observación
    1. Identificar los nombres de las especies de especímenes capturados después de la observación de los polinizadores en la misma forma que en el 1.1.4.6.
    2. Compruebe los clips de vídeo y tomar nota de los nombres de las especies y sus tiempos de visita de la misma manera que para la observación visual.
    3. Calcular las frecuencias de visitas por flor por hora de cada visitante floral partir de los datos de observación y grabación de vídeo visuales. Comparar estas frecuencias estadísticamente entre los sitios y los años de cada visitante utilizando métodos estadísticos apropiados basados en las estadísticas fundamentales y utilizando un software adecuado, como R, SPSS, y / o SAS 33-35 (por ejemplo, un análisis de dos vías de la varianza (ANOVA ) con la prueba de Tukey honesta diferencia significativa (HSD) en el software R).

2. Ensacado y la jaula experimentos

  1. Los preparativos para el embolsado y experimentos de la jaula
    1. Para los experimentos de ensacado, preparar bolsas que tienen pequeñas dimensiones de malla (~ 0,5-1 mm) y los utilizan para prevenir completamente la visita de la flor (por ejemplo, se utilizan bolsas de tela no tejida para los experimentos de embolsado en 2011 y 2012).
    2. Para los experimentos de jaula, preparar paneles de cableado o de malla de plástico con un diámetro que permite a los visitantes el objetivo más pequeños para pasar a través, pero excluye a los más grandes, y conectar estos tableros de malla para formar una jaula. Asegúrese de que no haya espacios más grandes que el diámetro de malla. Ajustar el tamaño y la forma de las jaulas sobre la base de la especie vegetal objetivo y números individuales.
  2. Los experimentos de ensacado
    1. Seleccionar 30 individuos por tratamiento que no tienen ningún daño por herbívoros o desde un entorno severo. Para el tratamiento, elegir una sola flor de cada planta individual, o utilizar flores individuales en una sola planta.
    2. La bolsa de tque dirigen las flores en el campo después de etiquetarlos con cinta (número de serie y el alfabeto; Figura 1g). Tenga cuidado de no tocar las anteras o los estigmas dentro de las bolsas para evitar la posibilidad de la auto-polinización.
    3. Con cuidado, fijar las bolsas a las flores utilizando una cuerda suave o alambre (Figura 1d).
    4. Con cuidado, flores individuales en posición vertical con los soportes que utilizan cuerdas de alambre blando o para apoyar a los individuos contra la inclinación o el colapso bajo el peso de las bolsas o el viento, según sea necesario. Torcer o enrollar una cuerda o alambre suavemente alrededor del tallo de una persona de destino, a fin de no causar daños.
    5. Los tratamientos en los experimentos de ensacado
      1. Para el tratamiento de "control", adjunte las etiquetas para las flores de destino y llevar a cabo ningún tratamiento. Permitir a los visitantes florales para visitar libremente.
      2. Para el tratamiento "cruzamiento", cubren los botones hasta que la flor, y luego eliminar las anteras de las flores bolsas. Ponga un poco de pollen granos de varios individuos sobre los estigmas.
      3. Para el tratamiento "autofecundación", cubren los botones hasta que las flores abiertas, y poner el polen de las mismas flores en sus estigmas. Cubrir estas flores tratadas de nuevo.
      4. Para el tratamiento de "Auto-auto", cubren los botones con las bolsas hasta el final de la época de floración.
      5. Para el tratamiento "brotación", identificar los brotes que se rompen que han sido visitados y observar la entrada o salida de las abejas pequeñas (Figuras 1b, c). Retire las anteras de los brotes que se rompen para evitar las deposiciones de polen repetidas en la misma flor después de la visita por las pequeñas abejas, y la bolsa de estos brotes rápidamente para prevenir más visitas.
      6. Para el tratamiento "floración", la bolsa de las yemas hasta la etapa de apertura para evitar las visitas en la etapa de ruptura del brote. Después de eso, eliminar las bolsas y permitir a los visitantes para recoger el néctar y el polen.
      7. Para el tratamiento del "brote",eliminar las anteras de brotes no abiertos y la polinización cruzada de manera artificial. Bolsa estos brotes con rapidez para evitar las visitas de flores.
  3. Los experimentos de jaula
    1. Cubrir los individuos vegetales diana con jaulas preparadas. Ajustar las posiciones de las flores enjaulados con la mano para evitar el contacto y el polen de las deposiciones entre diferentes estigmas (Figura 1e).
    2. Para el tratamiento de "jaula", seleccionar los individuos con capullos sin abrir y poner etiquetas en ellos para la identificación de las flores seleccionadas. La jaula de los individuos con brotes etiquetados para rechazar las influencias de antes del establecimiento de jaulas (es decir, los insectos no pueden visitar florales capullos sin abrir, y sólo los efectos de los insectos que visitan después de la colocación de jaulas pueden ser estimados).
    3. Una las jaulas firmemente al suelo mediante postes de hierro para impedir la entrada de visitantes entre la base de la jaula y el suelo.
  4. Los análisis de datos After del embolsado y experimentos de la jaula
    1. Recoge todas las flores etiquetadas al final de la época de floración (Figura 1g) por corte y los separa de los individuos maternas. Preservar cada muestra marcada por separado para evitar su contaminación.
    2. Verificar la presencia o ausencia de cuajado de los frutos en cada uno marcado flower.Record los números de semillas de cada fruta en caso de cuajado del fruto.
    3. Se calcula la relación de los números de fruta por flor (relación de cuajado, definida como el número de frutos dividido por el número de las flores) y de los números de semillas por fruto maduro (relación semilla-set, definida como el número de semillas dividido por el número de óvulos) utilizando todos los números grabados.
    4. Comparar estadísticamente las relaciones de frutales y semillas, ubicados entre los tratamientos utilizando métodos apropiados y software, tales como los enumerados en 1.3.3 (por ejemplo, un modelo lineal con HSD de Tukey o la prueba exacta de Fisher en el software R 33).
    5. Las investigaciones de los materiales que utilizan los resultados de los experimentos de ensacado
      1. Para probar la necesidad de que los animales polinizadores, estadísticamente comparar los resultados entre los tratamientos "Auto-auto" "Control" y.
      2. Para estimar el grado de limitación del polen, comparar el "control" y "tratamientos" de cruzamiento.
      3. Para probar la auto-compatibilidad, comparar el "cruzamiento" y tratamientos "autofecundación".
    6. Las evaluaciones de las influencias de romper capullo de la polinización
      1. Comparación de los "Control" y "Bud" tratamientos para determinar si los estigmas de los brotes que se rompen son reproductivamente maduras y si el valor del tratamiento "control" se puede utilizar para el control en la etapa de ruptura del brote.
      2. Comparar el "Auto-yo" y tratamientos "brotación" para determinar si el éxito reproductivo de las flores polinizadas por las abejas con pequeñas ante la rupturaetapa -BUD es estadísticamente mayor que el de las plantas que realizan autogamy (es decir, para probar la existencia de la polinización romper-brote). Después de eso, comparar estos dos tratamientos con el "control" para estimar la eficiencia de polinización de la polinización romper-brote.
      3. Comparar la "brotación", "Jaula" y "tratamientos con flores" para estimar las influencias reproductivos de la polinización romper-brote.

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Resultados

Se seleccionaron cinco poblaciones para las observaciones de polinizadores. En la fase previa a la observación, se confirmaron las visitas de varias especies de insectos a las flores que se abren y pequeñas abejas a romper los brotes. Observaciones de los visitantes florales revelaron que la mayoría de los visitantes a los cinco sitios de estudio eran individuos de la especie pequeña abeja japonicum Lasioglossum. El registro total de las visitas mostró que las proporciones de vi...

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Discusión

observaciones de la flor y experimentos de ensacado se emplearon en este estudio para revelar las frecuencias de visita y el éxito reproductivo de la mujer de las plantas, respectivamente. En Dafni (1992) 38, el método de cinta de vídeo fue efectivo, ya que podría registrar el tiempo y la duración de las visitas para el análisis y evitar el sesgo del observador. Sin embargo, en el momento, este método requiere un equipo caro, y los tiempos de observación se limita por la vida de la batería. Recientemente, el ...

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Divulgaciones

Los autores declaran que no tienen intereses financieros contrapuestos.

Agradecimientos

Los autores agradecen a los tres revisores anónimos por sus útiles comentarios sobre el manuscrito. Este trabajo fue financiado en parte por la Subvención para Becarios de JSPS (26.11613).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
hoja de registrocualquier
NA mosquiteracualquierNA
pootercualquier
NA acetato de etilocualquierNA
100% EtanolcualquierNA
tubo de plásticocualquierNA
estuche de plásticocualquierNA
suave bolsacualquier
cualquier
cualquierNA
cualquierNA
o tableros de malla plásticacualquier
cualquier
cualquiersoporte de
cualquier
o alambrecualquier
cualquierNA
cámara(s) de video digital NA trípode NA bolsa alambre alambre de hierro NA cinta de etiquetado NA palo NA cuerda blanda NA pincette(s) NA

Referencias

  1. Dodd, M. E., Silvertown, J., Chase, M. W. Phylogenetic analysis of trait evolution and species diversity variation among angiosperm families. Evolution. 53 (3), 732-744 (1999).
  2. van der Niet, T., Johnson, S. D. Phylogenetic evidence for pollinator-driven diversification of angiosperms. Trends Ecol. Evol. 27, 353-361 (2012).
  3. Bascompte, J., Jordano, P. Plant-animal mutualistic networks: the architecture of biodiversity. Ann. Rev. Ecol. Evol Syst. 38, 567-593 (2007).
  4. Losos, J. B., Ricklefs, R. E. Adaptation and diversification on islands. Nature. 457, 830-836 (2009).
  5. Schnitzler, J., et al. Causes of plant diversification in the cape biodiversity hotspot of south africa. Syst. Biol. 60, 1-15 (2011).
  6. Stebbins, G. L. Adaptive radiation of reproductive characteristics in angiosperms I: pollination mechanisms. Ann. Rev. Ecol. Syst. 1, 307-326 (1970).
  7. Ne'eman, G., Jürgens, A., Newstrom-Lloyd, L., Potts, S. G., Dafni, A. A framework for comparing pollinator performance: effectiveness and efficiency. Biol. Rev. 85, 435-451 (2010).
  8. Waser, N. M., Chittka, L., Pirce, M. V., Williams, N. M., Ollerton, J. Generalization in pollination systems, and why it matters. Ecology. 77 (4), 1043-1060 (1996).
  9. Sahli, H. F., Conner, J. K. Visitation, effectiveness and efficiency of 15 genera of visitors to wild radish, Raphanus raphanistrum (Brassicaceae). Am. J. Bot. 94, 203-209 (2007).
  10. Moeller, D. A. Pollinator community structure and sources of spatial variation in plant-pollinator interactions in Clarkia xantiana. ssp. xantiana. Oecologia. 142 (1), 28-37 (2005).
  11. Keys, R. N., Buchmann, S. L., Smith, S. E. Pollination effectiveness and pollination efficiency of insects foraging Prosopis velutina.in south-eastern Arizona. J. Appl. Ecol. 32 (3), 519-527 (1995).
  12. Pedron, M., Buzatto, C. R., Singer, R. B., Batista, J. A. N., Moser, A. Pollination biology of four sympatric species of Habenaria (Orchidaceae: Orchidinae) from southern. J. Linn. Soc. 170, 141-156 (2012).
  13. Phillips, R. D., et al. Caught in the act: pollination of sexually deceptive trap-flowers by fungus gnats in Pterostylis (Orchidaceae). Ann. Bot. 113, 629-641 (2014).
  14. Mayfield, M. M., Waser, N. M., Price, M. V. Exploring the "most effective principle" with complex flowers: bumblebees and Ipomopsis aggregata. Ann. Bot. 88, 591-596 (2001).
  15. Herrera, C. M. Components of pollinator "quality": comparative analysis of a diverse insect assemblage. Oikos. 50, 79-90 (1987).
  16. Hargreaves, A. L., Weiner, J. L., Eckert, C. G. High-elevation range limit of an herb is neither caused nor reinforced by declining pollinator service. J. Ecol. 103, 572-584 (2015).
  17. Motten, A. F. Reproduction of Erythronium umbilicatum. (Liliaceae): pollination success and pollinator effectiveness. Oecologia. 59, 351-359 (1983).
  18. Betts, M. G., Hadley, A. S., Kress, W. J. Pollinator recognition by a keystone tropical plant. Proc. Natl. Acad. Sci. 112 (11), 3433-3438 (2015).
  19. Schemske, D. W., Horvitz, C. C. Variation among floral visitors in pollination ability: a precondition for mutualism specialization. Science. 225 (4661), 519-521 (1984).
  20. Spears, E. E. A direct measure of pollinator effectiveness. Oecologia. 57, 196-199 (1983).
  21. Sun, M., Ritland, K. Mating system of yellow starthistle (Centaurea solstitialis.), a successful colonizer in North America. Heredity. 80, 225-232 (1998).
  22. Suetsugu, K. Autogamous fruit set in a mycoheterotrophic orchid Cyrtosia septentrionalis. Plant Syst. Evol. 299, 481-486 (2013).
  23. Dupont, Y. L. Evolution of apomixis as a strategy of colonization in the dioecious species Lindera glauca. (Lauraceae). Popul. Ecol. 44, 293-297 (2002).
  24. Ramsey, M. Ant pollination of the perennial herb Blandfordia grandiflora (Liliaceae). Oikos. 74, 265-272 (1995).
  25. Moog, U., Fiala, B., Federle, W., Maschwitz, U. Thrips pollination of the dioecious ant plant Macaranga hullettii.(Euphorbiaceae) in Southeast Asia. Am. J. Bot. 89 (1), 50-59 (2002).
  26. Stokes, C. J., Yeaton, R. I. Population dynamics, pollination ecology and the significance of plant height in Aloe candelabrum. Afr. J. Ecol. 33, 101-113 (1995).
  27. Hargreaves, A. L., Harder, L. D., Johnson, S. D. Aloe inconspicua.: The first record of an exclusively insect-pollinated aloe. S. Afr. J. Bot. 74, 606-612 (2008).
  28. Botes, C. B., Johnson, S. D., Cowling, R. M. The birds and the bees: using selective exclusion to identify effective pollinators of African tree aloes. Int. J. Plant. Sci. 170 (2), 151-156 (2009).
  29. Kawano, S. Life-history monographs of Japanese plants. 13: Lycoris sanguinea.Maxim (Amaryllidaceae). Plant Spec. Biol. 24, 139-144 (2009).
  30. Yamaji, F., Ohsawa, A. T. Breaking-bud pollination: a new pollination process in partially opened flowers by small bees. J. Plant Res. 128 (5), 803-811 (2015).
  31. Sun, M., Gross, K., Schiestl, F. P. Floral adaptation to local pollinator guilds in a terrestrial orchid. Ann. Bot. 113, 289-300 (2014).
  32. Sletvold, N., Trunschke, J., Wimmergren, C., Ågren, J. Separating selection by diurnal and nocturnal pollinators on floral display and spur length in Gymnadenia conopsea. Ecology. 93, 1880-1891 (2012).
  33. R Core Team. A language and environment for statistical computing. , R Foundation for Statistical Computing. Vienna, Austria. (2014).
  34. IBM Statistics Version 21. , International Business Machines Corp. Boston, Mass. (2012).
  35. SAS Version 9.2. , SAS Institute. Cary, NC, USA. (2009).
  36. Ma, B., Tarumoto, I., Morikawa, T. Cytological studies on selfed plants and interspecific crosses produced in four species of genus Lycoris.(Amaryllidaceae). Sci Rep Coll Agric Osaka Pref Univ. 52, 13-18 (2000).
  37. Ma, B., Tarumoto, I., Nakamura, N., Kunitake, H. Production of interspecific hybrids between Lycoris incarnata.and four other Lycoris.species through embryo culture. J Japan Soc Hortic Sci. 70, 697-703 (2001).
  38. Dafni, A. Pollination ecology: a practical approach. , Oxford University Press. Oxford, UK. (1992).
  39. Abrahamczyk, S., Kluge, J., Gareca, Y., Reichle, S., Michael, K. The influence of climatic seasonality on the diversity of different tropical pollinator groups. PLoS One. 6 (11), e27115(2011).
  40. Suetsugu, K., Hayamizu, M. Moth floral visitors of the three rewarding Platanthera. orchids revealed by interval photography with a digital camera. J. Nat. Hist. 48, 1103-1109 (2014).
  41. Steen, R. Pollination of Platanthera chlorantha.(Orchidaceae): new video registration of a hawkmoth (Sphingidae). Nord. J. Bot. 30, 623-626 (2012).
  42. Sakamoto, R. L., Morinaga, S., Ito, M., Kawakubo, N. Fine-scale flower-visiting behavior revealed by using a high-speed camera. Behav. Ecol. Sociobiol. 66, 669-674 (2012).
  43. Johnson, S. D., Steiner, K. E. Generalization versus specialization in plant pollination systems. Trends Ecol. Evol. 15, 140-143 (2000).
  44. King, C., Ballantyne, G., Willmer, P. G. Why flower visitation is a poor proxy for pollination: measuring single-visit pollen deposition, with implications for pollination networks and conservation. Methods Ecol. Evol. 4, 811-818 (2013).
  45. Gathmann, A., Tscharntke, T. Foraging ranges of solitary bees. J. Anim. Ecol. 71, 757-764 (2002).
  46. Greenleaf, S. S., Williams, N. M., Winfree, R., Kremen, C. Bee foraging ranges and their relationship to body size. Oecologia. 153, 589-596 (2007).
  47. Rademaker, M. C. J., De Jong, T. J., Klinkhamer, P. G. L. Pollen dynamics of bumble-bee visitation on Echium vulgare. Func. Ecol. 11, 554-563 (1997).
  48. Adler, L. S., Irwin, R. E. Comparison of pollen transfer dynamics by multiple floral visitors: experiments with pollen and fluorescent. Ann. Bot. 97, 141-150 (2006).
  49. Krauss, S. Complete exclusion of nonsires in an analysis of paternity in a natural plant population using amplified fragment length polymorphism (AFLP). Mol. Ecol. 8, 217-226 (1999).
  50. Gerber, S., Mariette, S., Streiff, R., Bodenes, C., Kremer, A. Comparison of microsatellites and amplified fragment length polymorphism markers for parentage analysis. Mol. Ecol. 9, 1037-1048 (2000).
  51. Matsuki, Y., Isagi, Y., Suyama, Y. The determination of multiple microsatellite genotypes and DNA sequences from a single pollen grain. Mol. Ecol. 7, 194-198 (2007).
  52. Hirota, S. K., et al. Pollinator-mediated selection on flower color, flower scent and flower morphology of Hemerocallis.: Evidence from genotyping individual pollen grains on the stigma. PLoS One. 8 (12), e85601(2013).

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