Artículo de método

Nuclear espectroscopía de resonancia magnética para la identificación de múltiples fosforilaciones de proteínas intrínsecamente desordenadas

DOI:

10.3791/55001

⸱

27 de diciembre de 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1UMR8576, CNRS, Lille University, 2UMR-S1172, INSERM CNRS, Lille University

* These authors contributed equally

En este artículo

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Describimos aquí un método para identificar múltiples fosforilaciones de una proteína intrínsecamente desordenada mediante espectroscopia de resonancia magnética nuclear (RMN), utilizando la proteína Tau como caso de estudio. La Tau recombinante se enriquece isotópicamente y se modifica in vitro mediante una quinasa antes de la adquisición y el análisis de datos.

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los agregados de la proteína Tau neuronal se encuentran dentro de las neuronas de los pacientes con enfermedad de Alzheimer. El desarrollo de la enfermedad se acompaña de un aumento de la fosforilación anormal de Tau. En el curso de la investigación molecular de las funciones y disfunciones de Tau en la enfermedad, se utiliza la espectroscopia de resonancia magnética nuclear (RMN) para identificar las múltiples fosforilaciones de Tau. Presentamos aquí protocolos detallados de producción recombinante de Tau en bacterias, con enriquecimiento isotópico para estudios de RMN. Se describen los pasos de purificación que aprovechan la estabilidad térmica y el alto punto isoeléctrico de Tau. El protocolo de fosforilación in vitro de Tau por ERK2 activado recombinante permite generar múltiples fosforilaciones. La muestra de proteína está lista para la adquisición de datos en el momento de la emisión de estos pasos. A continuación, se considera la configuración de parámetros para iniciar la grabación en el espectrómetro. Finalmente, se explica la estrategia para identificar los sitios de fosforilación de Tau modificada, basada en datos de RMN. Se discute el beneficio de esta metodología en comparación con otras técnicas utilizadas para identificar sitios de fosforilación, como la inmunodetección o la espectrometría de masas (MS).

Introducción

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Uno de los principales retos de la atención sanitaria en el siglo 21 son enfermedades neurodegenerativas como la enfermedad de Alzheimer (EA). Tau es una proteína asociada a los microtúbulos que estimula la formación de microtúbulos (MT). Tau está igualmente implicado en varias enfermedades neurodegenerativas, llamados tauopatías, de los cuales el más conocido es AD. En estos trastornos, auto-tau agregados en filamentos helicoidales emparejados (PHFs) y se encuentra modificada por muchos residuos de acuerdo con las modificaciones posteriores a la traducción (PTMs) como la fosforilación 1. La fosforilación de la proteína tau está implicada tanto en la regulación de su función fisiológica de estabilización MT y la pérdida patológica de función que caracteriza las neuronas AD.

Además, la proteína Tau, cuando se integra en PHFs en las neuronas enfermas, es invariablemente hyperphosphorylated 2. A diferencia de tau normal que contiene 2-3 grupos fosfato, la Tau hiperfosforilada en PHFs contiene 5-9 Phosphatgrupos e 3. Hiperfosforilación de Tau corresponde tanto a un aumento de la estequiometría en algunos sitios y a la fosforilación de los sitios adicionales que se denominan sitios patológicos de fosforilación. Sin embargo, existe superposición entre los patrones normales de un adulto de la fosforilación de AD y, a pesar de las diferencias cuantitativas en el nivel 4. Cómo algunos eventos de fosforilación función de influencia y la disfunción del Tau sigue siendo desconocida. Nuestro objetivo es descifrar la regulación Tau por PTM a nivel molecular.

Para profundizar en la comprensión de los aspectos moleculares de Tau, tenemos que hacer frente a los desafíos técnicos. En primer lugar, Tau es una proteína intrínsecamente desordenados (IDP) cuando se aíslan en solución. Tales proteínas carecen de estructura tridimensional bien definido en condiciones fisiológicas particulares y requieren métodos biofísicos para estudiar su función (s) y las propiedades estructurales. Tau es un paradigma para la clase creciente de desplazados internos, a menudo se encuentran asociados conpatologías tales como enfermedades neurodegenerativas, por lo tanto aumentando el interés de comprender los parámetros moleculares que subyacen a sus funciones. En segundo lugar, la caracterización de la fosforilación de Tau es un reto analítico, con 80 sitios de fosforilación potenciales a lo largo de la secuencia de la isoforma más larga de Tau 441 amino-ácido. Un número de anticuerpos Se han desarrollado contra epítopos fosforilados de Tau y se utilizan para la detección de Tau patológico en neuronas o tejido cerebral. fosforilación eventos pueden tener lugar en al menos 20 lugares elegidos por las quinasas dirigidas por prolina, la mayoría de ellos en las proximidades de la región rica en prolina. El cualitativa (qué sitios?) Y cuantitativo (lo estequiometría?) La caracterización es difícil, incluso por las más recientes técnicas MS 5.

espectroscopía de RMN se puede utilizar para investigar proteínas desordenadas que son altamente sistemas dinámicos constituidos de conjuntos de confórmeros. espectroscopía de RMN de alta resolución fue aplied para investigar la estructura y función de la proteína Tau. Además, la complejidad del perfil de fosforilación de Tau condujo al desarrollo de herramientas moleculares y nuevos métodos de análisis utilizando RMN para la identificación de sitios de fosforilación de 6 - 8. NMR como un método de análisis permite la identificación de sitios de fosforilación de tau de una manera global, la visualización de todas las modificaciones de sitio único en un único experimento, y la cuantificación de la extensión de la incorporación de fosfato. Este punto es esencial, ya que aunque los estudios de fosforilación de Tau abundan en la literatura, la mayoría de ellos se han realizado con anticuerpos, dejando un alto grado de incertidumbre sobre el perfil completo de fosforilación y por lo tanto el verdadero impacto de los eventos de fosforilación individuales. quinasas recombinantes incluyendo PKA, 3β-glucógeno sintasa quinasa (GSK3), dependiente de ciclina quinasa 2 / ciclina A (CDK2 / CycA), la quinasa dependiente de ciclina 5 (CDK5) / p25 actoproteína ivator, quinasa 2 extracelular de señal regulada (ERK2) y microtúbulos afinidad de regulación de quinasa (MARK), que muestran actividad de fosforilación hacia Tau, se pueden preparar en una forma activa. Además, los mutantes Tau que permiten la generación de isoformas específicas de la proteína Tau con patrones de fosforilación bien caracterizados se utilizan para descifrar el código de la fosforilación de Tau. Espectroscopía de RMN se utiliza entonces para caracterizar muestras de Tau enzimáticamente modificados 6 - 8. Aunque la fosforilación in vitro de Tau es más difícil que pseudo-fosforilación como por mutación de seleccionado Ser / Thr en residuos de ácido glutámico (Glu), este enfoque tiene sus méritos. De hecho, ni los de impacto ni de interacción parámetros estructurales de la fosforilación siempre se pueden imitar por los ácidos glutámico. Un ejemplo es el motivo a su vez observado alrededor de fosfoserina 202 (pSer202) / phosphothreonine 205 (pThr205), que no se reproduce con mutaciones Glu 9.

Aquí, la preparación de Tau marcado isotópicamente para las investigaciones de RMN se describirá primero. proteína tau fosforilada por ERK2 se modifica en numerosos sitios descritos como sitios de fosforilación patológicos, y por lo tanto representa un modelo interesante de tau hiperfosforilada. Se presenta un protocolo detallado de Tau en la fosforilación in vitro por ERK2 quinasa recombinante. ERK2 se activa por la fosforilación por la proteína quinasa activada por mitógeno / ERK quinasa (MEK) 10-12. Además de la preparación de proteína modificada, marcado isotópicamente Tau, la estrategia NMR utilizado para la identificación de la PTM se describe.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Protocolo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Producción de 15 N, 13 C-Tau (Figura 1)

  1. Transformar pET15b-Tau T7 recombinante plásmido de expresión de 13,14 en BL21 (DE3) células bacterianas competentes de Escherichia coli 15.
    NOTA: el ADNc que codifica para la más larga (441 residuos de aminoácidos) isoforma Tau se clona entre los sitios de restricción NcoI y XhoI en el plásmido pET15b.
    1. Mezclar suavemente 50 l de BL21 competente (DE3), formando 1-5 x 10 7 colonias por g de ADN plásmido, con 100 ng de ADN plasmídico en un tubo de plástico 1,5 ml.
      NOTA: codón de uso optimizado cepas bacterianas para la expresión de ADNc eucariota no son esenciales para producir Tau humano.
    2. Colocar la mezcla de células en hielo durante 30 min y después de choque térmico de 10 segundos a 42 ° C. Coloque el tubo de nuevo en hielo durante 5 minutos y añadir 1 ml de la temperatura ambiente LB (Luria-Bertani). Incubar la suspensión bacteriana a 37 ° C durante 30 min bajo suaveagitación.
  2. Extender el uso de un asa de siembra de 100 l de suspensión de células uniformemente sobre una placa de agar de medio LB que contiene 100 mg / ml de antibiótico ampicilina.
  3. Incubar la placa de selección durante 15 horas a 37 ° C.
  4. Mantenga la placa de selección a 4 ° C hasta que proceder a la etapa de cultivo, para un máximo de 2 semanas aproximadamente.
    NOTA: un stock de glicerol de cultivo bacteriano (50% de glicerol), almacenados a -80 ° C, se puede preparar para iniciar el cultivo en una etapa posterior.
  5. Añadir 1 ml 1 M MgSO 4, 1 ml mM CaCl 2 100, 10 ml 100x MEM vitamina complemento, 1 ml 100 mg / ml de ampicilina a 1 L de sales M9 autoclave (6 g Na 2 HPO 4, 3 g KH 2 PO 4 , 0,5 g de NaCl).
    NOTA: Un precipitado blanco se forma después de la adición de la solución de CaCl 2 a las sales M9 que se disipa rápidamente.
  6. Solubilizar 300 mg de N 15, C-13 medio completo, 1 g de 15NH 4 Cl y 2 g de 13 C 6 -glucosa en 10 ml de medio M9. Filtros de esterilizar la solución isótopo usando un filtro de 0,2 micras, directamente en el medio M9.
  7. Suspender el uso de una inoculación de bucle una colonia de pET15b-Tau transformado bacterias de la placa de selección en 20 ml de medio LB suplementado con 100 mg / ml de ampicilina.
  8. Incubar el medio inoculado a 37 ° C durante aproximadamente 6 horas.
  9. Medir la densidad óptica a 600 nm (OD 600) en 1 ml de una dilución de diez veces de cultivo bacteriano en una cubeta de espectrómetro de plástico.
    NOTA: La turbidez del cultivo bacteriano correspondiente a OD 600 de 3,0 a 4,0 indica que se alcanza la fase de crecimiento de saturación.
  10. Añadir 20 ml del cultivo LB saturado a 1 L de medio de crecimiento M9 suplementado con ampicilina (100 mg concentración final / ml), en 2 de plástico L matraz Erlenmeyer de cultura desconcertado.
  11. Colocar el frasco de cultivo en una incubadora programable ajustado a 10 °C y 50 rpm. Programar la incubadora para cambiar a 200 rpm y 37 ° C temprano en la mañana del día siguiente.
  12. Medida OD 600 en 1 ml de cultivo bacteriano en una cubeta de espectrómetro de plástico. Añadir 400 l de 1 M de IPTG (isopropil β-D-1-tiogalactopiranósido) solución madre (mantenido a -20 ° C) cuando OD 600 alcanza un valor de aproximadamente 1,0 para inducir la expresión de la proteína tau recombinante.
  13. Continuar la incubación a 37 ° C durante un 3 horas más. Recoger las células bacterianas por centrifugación a 5000 xg durante 20 min.
  14. Congelar el sedimento bacteriano a -20 ° C. Mantener congelado hasta la etapa de purificación, por un período prolongado si es necesario.

2. Purificación de 15 N, 13 C-Tau (Figura 2)

  1. Autoclave de intercambio catiónico (CEX) amortiguadores de purificación a 121 ° C bajo 15 psi durante 20 min. tampones se almacenan a 4 ° C.
  2. Descongelar el pellet de células bacterianas y resuspender a fondo en 45 mlde extracción CEX Un tampón (50 mM de tampón NaPi pH 6,5, EDTA 1 mM) recién suplementado con 1x de cóctel inhibidor de la proteasa (1 comprimido) y DNAseI (2.000 unidades).
  3. Romper las células bacterianas usando un homogeneizador de alta presión a 20.000 psi. 3-4 pases son necesarios. Centrifugar a 20.000 xg durante 40 min para eliminar el material insoluble.
  4. Calentar el extracto de células bacterianas durante 15 minutos a 75 ° C usando un baño de agua.
    NOTA: se observa un precipitado blanco después de unos pocos minutos.
  5. Centrifugar a 15.000 xg durante 20 min y mantener el sobrenadante que contiene la proteína Tau estable al calor.
  6. Almacenar a -20 ° C hasta la siguiente etapa de purificación, si es necesario.
  7. Realizar una cromatografía de intercambio catiónico sobre una resina CEX fuerte embalado como una columna de 5 ml cama usando una cromatografía líquida rápida de proteínas del sistema (FPLC) (Figura 3 A).
    1. Ajuste del caudal de 2,5 ml / min.
    2. Equilibrar la columna en tampón A CEX
    3. Cargar el climatizada- 60-70 mlextracto que contiene Tau usando una bomba de muestra, o, alternativamente, la bomba A, en función del sistema. Recoger el flujo a través de análisis para verificar que la proteína Tau es vinculante de manera eficiente a la resina (ver 2.8).
    4. Lavar la resina con CEX Un tampón hasta que la absorbancia a 280 nm es de nuevo a valor de línea base.
    5. Eluir Tau de la columna usando un gradiente de NaCl de tres pasos obtenido por aumento gradual de tampón CEX B (CEX un tampón con 1 M NaCl). Programa de la FPLC de la siguiente manera: primero el paso del gradiente a un tampón de 25% CEX B en 10 volúmenes de columna (CV) para llegar a NaCl 250 mM, segundo paso a un tampón de 50% CEX B en 5 CV para llegar a NaCl 500 mM, y tercera etapa al 100% de tampón B en CEX 2 CV para llegar a 1 M de NaCl. Recoger fracciones de 1,5 ml durante los pasos de elución.
  8. Analizar 10 l de las fracciones recogidas durante la etapa de elución mediante SDS-PAGE (12% de gel de SDS-acrilamida) y tinción con Coomassie (Figura 3 A) 16. Compruebe la etapa de carga en la columna a su vez por Analyzing 10 l de el flujo a través.
  9. Elija las fracciones que contienen Tau y agrupar estas fracciones para el siguiente paso.
  10. Realizar un intercambio de tampón en fracciones que contienen Tau agrupados (Figura 3 B).
    1. Equilibrar una columna de desalación de 53 ml G25 resina de lecho compacto (26 x 10 cm) en mM de bicarbonato de amonio 50 (tampón volátil) utilizando un sistema de FPLC.
    2. Set velocidad de flujo a 5 ml / min. Se inyecta la muestra de Tau en la columna a través de un bucle de inyección de 5 ml. Recoger fracciones correspondientes al pico de absorción a 280 nm.
    3. Repetir la inyección 3-4 veces, dependiendo del volumen de la piscina inicial CEX.
  11. Calcular la cantidad de proteína Tau purificada utilizando el área del pico del cromatograma a 280 nm (1 mg de Tau corresponde a 140 mUA * ml).
    NOTA: El coeficiente de extinción de la proteína Tau a 280 nm es 7,550 M -1 cm -1. Tau no contiene residuos de Trp.
  12. La piscina todas las fracciones Tau.
  13. aliquot la muestra en tubos que contenían el equivalente de 1 a 5 mg de Tau. Elija estos tubos de modo que el volumen de la solución es pequeño comparado con el volumen del tubo (por ejemplo, 5 ml de la solución en un tubo de 50 ml).
  14. Perforar agujeros en las tapas de los tubos utilizando una aguja. Tau congelar las muestras a -80 ° C.
  15. muestras Liofilizar Tau. proteína liofilizada Tau puede mantenerse a -20 ° C durante largos períodos de tiempo.

3. En Vitro La fosforilación de 15 N-Tau

  1. Disolver 5 mg de Tau liofilizado en 500 l de tampón de fosforilación (Hepes 50 mM · KOH, pH 8,0, 12,5 mM MgCl2, 1 mM EDTA, NaCl 50 mM).
  2. Añadir ATP 2,5 mM (25 l de solución madre 100 mM mantuvieron a -20 ° C), DTT 1 mM (1 l de solución madre de M 1 se mantuvieron a -20 ° C), mM EGTA 1 (2 l de una acción 0,5 M solución), 1x cóctel inhibidor de proteasa (25 l de una acción 40x obtenida disolviendo 1 comprimido en tampón de 1 ml fosforilación) y 181; M activado su-ERK2 (250 l en tampón de conservación de 10 mM Hepes, pH 7,3, DTT 1 mM, 5 mM MgCl2, NaCl 100 mM y glicerol al 10%, almacenado a -80 ° C) en un volumen total de la muestra de 1 ml.
    NOTA: El activado su-ERK2 se puede preparar en la casa 5,8 por fosforilación con la quinasa MEK.
  3. Incubar 3 horas a 37 ° C.
  4. Calentar la muestra a 75 ° C durante 15 min para inactivar ERK quinasa.
  5. Centrifugar a 20.000 xg durante 15 min. Recoger y guardar el sobrenadante.
  6. Desalar la muestra de proteína en 50 mM de bicarbonato de amonio usando una columna de 3,45 ml G25 resina de lecho empaquetado (1,3 x 2,6 cm), que es adecuado para una muestra de 1 ml.
  7. Ejecutar un 12% SDS-PAGE 16 con 2,5 l de la muestra de proteína para comprobar tanto su integridad y la fosforilación eficiente (Figura 4).
  8. Liofilizar la muestra Tau fosforilada. Guarde el polvo a -20 ° C.

4. La adquisición de espectros de RMN (Figura 5)

  1. Solubilizar 4 mg de liofilizado 15 N, 13 C ERK fosforilada-Tau en 400 l de tampón RMN (NaPi 50 mM o 50 mM Tris- deuterados d11 .CL, pH 6,5, NaCl 30 mM, EDTA 2,5 mM y DTT 1 mM).
  2. Añadir 5% D 2 O para el bloqueo de campo del espectrómetro de RMN y TMSP 1 mM (3- (trimetilsilil) sal de sodio 4 ácido propiónico-2,2,3,3-d)) como referencia de señal de RMN interna. Añadir 10 l de una solución social de 40x completo cóctel inhibidor de proteasa.
  3. Transferir la muestra en un tubo de RMN de 5 mm usando una jeringa electrónica con una aguja larga o una pipeta Pasteur. Cerrar el tubo de RMN utilizando el émbolo. Eliminar cualquier burbuja de aire atrapada entre el émbolo y el líquido por los movimientos de émbolo.
  4. Se coloca el tubo de RMN en una ruleta. Ajuste su posición vertical en la ruleta con el calibre adecuado para la cabeza de la sonda de RMN utilizado, de tal manera que la mayor parte de la solución de muestra habrá dentro de la bobina RMN.
  5. Iniciar el flujo de aire: haga clic en Levanton la ventana de sistema de control de imán. Colocar con cuidado el spinner con el tubo en el flujo de aire en la parte superior de la cavidad del imán. Detener el flujo de aire (click ascensor) y dejar que el tubo de descender en su lugar dentro de la cabeza de la sonda en el imán.
  6. Ajuste la temperatura a 25 ° C (298 K).
  7. Utilizar la sintonización semiautomático y la congruencia de la cabeza de la sonda para optimizar la transmisión de energía. Escriba ATMM en la línea de comandos.
  8. Bloquear la frecuencia del espectrómetro utilizando la señal de D2O de la muestra, en el canal de deuterio. Haga clic en la ventana de bloqueo de sistema de control de imán.
  9. Iniciar el procedimiento de calce para optimizar la homogeneidad del campo magnético en la posición de la muestra. Escriba topshim interfaz gráfica de usuario en la línea de comando para abrir la ventana de cuña. Haga clic en Inicio en la ventana de cuña. Comprobar el valor de la variación estándar B0 residual para verificar que las cuñas son óptimas (menos de 2 Hz es bueno).
  10. Calibrar el parámetro p1 (longitud de un protónpulso de radiofrecuencia en microsegundos), que es necesario para obtener una rotación de giros de protones 90 °. Objetivo para el impulso de 360 ° utilizando un espectro 1D de protones del agua (Figura 6).
  11. Ajustar la frecuencia de desplazamiento estableciendo el parámetro o1 (en Hz) a la frecuencia de protones del agua en el espectro 1D (Figura 6).
  12. Iniciar la adquisición de un espectro de protón 1D (secuencia de impulsos con la secuencia de esclusa para la supresión de la señal de agua, por ejemplo zggpw5) para verificar las señales de la muestra (Figura 7). Adaptar el número de exploraciones a la concentración relativa de proteínas. Zg escriba en la línea de comandos para iniciar la adquisición.
  13. Configurar parámetros adicionales para la adquisición de un 2D [1 H, 15 N] espectro HSQC (pulso secuencia hsqcetfpf3gpsi, las Figuras 8-9).
    1. Para un 15 N, 13 C etiquetado de la muestra, desacoplar 13 C durante la evolución indirecta 15N.
    2. Establecer el número de puntos y el ancho espectral (ppm) en el 1H (F2) y 15 N dimensiones (F1).
      NOTA: Adaptar el número de puntos de datos de adquisición al campo espectrómetro para mantener un número similar de Hz por punto y limitar los tiempos de desacoplamiento: utilizar 3.072 puntos a 900 MHz y 2.048 puntos a 600 MHz, en la dimensión 1H.
    3. Optimizar los parámetros adicionales en las secuencias de pulsos, lo que corresponde a los retrasos, longitudes de pulso, que se compensan las frecuencias, niveles de potencia. Tipo obre la base de la línea de comandos para visualizar todos los parámetros relevantes para el experimento.
  14. Establecer parámetros para la adquisición de un 3D [1 H, 15 N, 13 C] espectro HNCACB (secuencia de pulsos hncacbgpwg3d, Figura 10A) a 600 MHz.
  15. Establecer parámetros para un 3D [1 H, 15 N, 15 N] experimento HNCANNH (pulso secuencia hncannhgpwg3d) a 600 MHz. Establecer el número de puntos de 2048 en el 1 y H, 64y 128 puntos en las dos 15 N dimensiones. Definir las anchuras espectrales como 14, 25, 25 partes por millón (ppm) centrado en el 4.7, 119, 119 ppm en el 1 H, 15 N y 15 N dimensiones. Duración de adquisición con 16 exploraciones es de 1 día y 22 hr.

5. Identificación de los sitios de fosforilación

  1. Los espectros de proceso utilizando software de adquisición y procesamiento de RMN.
    1. Realizar una transformación de Fourier de los datos (Figura 7). Tipo de pies para un espectro 1D, XFB para un espectro 2D o ft3d para un espectro 3D, en la línea de comandos.
    2. Fase y la referencia de todos los espectros (Figura 7C) usando las ventanas interactivas.
  2. Identificar las resonancias de interés en el HSQC 2D potencialmente correspondiente a los residuos fosforilados Ser y Thr (Figura 9, la caja roja).
  3. Planos del extracto (es decir, 2D 1 H- 13 C espectros) a partir deel espectro C 3D 1 H-15 N 13 N 15 utilizando los desplazamientos químicos de las resonancias de interés en el 2D. Utilice el cursor de dimensión 2 (W2) para elegir la frecuencia de 15 N correspondiente al plano (W1-W3) para ser visualizado (Figura 10B).
  4. Recoger las frecuencias de resonancia de 'CA' y 13 núcleos 'CB' C de la 'i' y residuos 'i-1' (conjunto más débil de las señales en comparación con los del residuo i) para cada [1 H, 15 N] resonancia de interés en el espectro HNCACB 3D haciendo clic en la resonancia, en el menú del modo de puntero encontrar / agregar pico, para añadir el valor del desplazamiento químico en un archivo de lista de pico.
    1. Identificar el tipo de residuo IR, pSer o pThr, mediante la comparación de los desplazamientos químicos en el pico de la lista de valores conocidos de CA y CB desplazamientos químicos de pSer y pThr 17.
    2. Identificar la presencia de un residuo Pro en la posición 1 + i por una característica adicional de 2 ppm de desplazamiento of el valor del desplazamiento químico CA 18.
    3. Comparación de los valores de desplazamiento químico de las resonancias de CA y CB que corresponde al residuo i-1 a una tabla de los desplazamientos químicos previstos para Tau residuos de aminoácidos 19 para identificar la naturaleza del residuo en la posición i-1.
  5. Recoger las frecuencias de resonancia de 15 N núcleos de la "i" y residuos 'I-1' para cada una de resonancia [1 H, 15 N] de interés en el espectro HNCANNH.
  6. Compara los 15 N valores de desplazamiento químico a la asignación de desplazamiento químico de la proteína Tau 20 - 23.
  7. Comparación de los dipéptidos identificados con la secuencia de Tau para definir la asignación específica de la secuencia.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Resultados

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La figura 3A muestra un pico de absorción principal a 280 nm observados durante el gradiente de elución. Este pico corresponde a la proteína Tau purificada como se ve en el gel de acrilamida por encima del cromatograma. La Figura 3B muestra un pico de absorción bien separados a 280 nm y un pico de conductividad, asegurándose de que el desalado de la proteína es eficiente. La Figura 4 muestra la proteína gel de cambio observado por análisis de SDS-PAGE 16 característico de la fosf...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Discusión

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hemos utilizado la espectroscopía de RMN para caracterizar muestras de Tau enzimáticamente modificados. La expresión recombinante y la purificación se describe aquí para la proteína tau humana de longitud completa de manera similar se pueden utilizar para producir mutantes Tau o Tau dominios. Isotópicamente la proteína es necesaria enriquecido para espectroscopía de RMN, lo que exige de expresión recombinante. La identificación de sitios de fosforilación requiere la asignación de resonancia y una proteína doblemente mar...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Divulgaciones

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Las instalaciones de RMN fueron financiadas por la Región Norte, el CNRS, el Instituto Pasteur de Lille, la Comunidad Europea (FEDER), el Ministerio de Investigación francés y la Universidad de Ciencias y Tecnologías de Lille. Agradecemos el apoyo de TGE RMN THC (FR-3050, Francia), FRABio (FR 3688, Francia) y las instalaciones centrales de RMN y RPE Health and Biology de Lille. Nuestra investigación está respaldada por subvenciones del LabEx (Laboratorio de Excelencia), DISTALZ (Desarrollo de Estrategias Innovadoras para un enfoque Transdisciplinario de la enfermedad de Alzheimer), EU ITN, TASPPI y ANR BinAlz.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
plásmido de expresión T7 recombinante pET15BNovagen69257Mantener a -20 ° C
BL21(DE3) competente para la transformación E. coli bacteriasNew England BiolabsC2527IMantener a -80 ° C
Caldo LB esterilizado en autoclave, Lennox  DIFCO240210Medio de Crecimiento Bacteriano
MEM complementos vitamínicos 100xSigma58970CMedio de Crecimiento Bacteriano Suplemento
15N, 13C-ISOGRO medio completoen polvo Sigma608297Suplemento de Medio de Crecimiento Bacteriano
15NH4ClSigma299251Isótopo
13C6-GlucosaSigma389374Isótopos
Inhibidor de la proteasa Roche5056489001mantener a 4 & grados; C
1 comprimido en 1 ml es una solución 40x que se puede mantener a -20 & grados; C
DNaseIEUROMEDEX1307Mantener a -20 °
Homogeneizador C (EmulsiFlex-C3)de AVESTINse realiza a 4 & grados; C
Pierce™ Marcador de proteína MW sin teñirPierce266109
quinasa MEK1 humana activa, GST Etiquetado SigmaM8822Mantener a -80 ° C
AKTÄ Sistema de cromatografía puraGE HealthcareFPLC HiTrap
SP Sepharose FF (columna de 5 ml)GE Healthcare17-5156-01Columnas de cromatografía de intercambio catiónico
HiPrep 26/10 DesalinizaciónGE Healthcare17-5087-01Columna desalinizadora de proteínas
PD MidiTrap G-25GE Healthcare28-9180-08Columna desalinizadora de proteínas
Tris D11, 97% DCortecnetCD4035P5Tampón de RMN deuterado
5 mm Microtubo simétrico SHIGEMI D2O (juego de 5 tubos internos y externos) Euriso-topBMS-005BRMN Shigemi Tubes
eVol kit-kit de inicio de jeringa electrónicaCortecnet2910000Pipeteo
Bruker 900 MHz AvanceIII con cabezal criogénico de triple resonanciaEspectrómetro de RMNBruker
Bruker 600 MHz Avance con cabezal de sonda criogénica de triple resonanciaEspectrómetro de RMNBruker
TopSpin 3.1BrukerSoftware de adquisición y procesamiento para experimentos de RMN
Sparky 3.114UCSF (T. D. Goddard y D. G. Kneller)Software de análisis de datos de RMN
La lisis para adquisición de datos para adquisición de datos

Referencias

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Grundke-Iqbal, I., Iqbal, K., Tung, Y. C., Quinlan, M., Wisniewski, H. M., Binder, L. I. Abnormal phosphorylation of the microtubule-associated protein tau (tau) in Alzheimer cytoskeletal pathology. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 83 (13), 4913-4917 (1986).
  2. Hasegawa, M., Morishima-Kawashima, M., Takio, K., Suzuki, M., Titani, K., Ihara, Y. Protein sequence and mass spectrometric analyses of tau in the Alzheimer's disease brain. J. Biol. Chem. 267 (24), 17047-17054 (1992).
  3. Kopke, E., Tung, Y. C., Shaikh, S., Alonso, A. C., Iqbal, K., Grundke-Iqbal, I. Microtubule-associated protein tau. Abnormal phosphorylation of a non-paired helical filament pool in Alzheimer disease. J. Biol. Chem. 268 (32), 24374-24384 (1993).
  4. Wischik, C. M., Edwards, P. C., et al. Quantitative analysis of tau protein in paired helical filament preparations: implications for the role of tau protein phosphorylation in PHF assembly in Alzheimer's disease. Neurobiol. Aging. 16 (3), 409-417 (1995).
  5. Prabakaran, S., Everley, R. A., et al. Comparative analysis of Erk phosphorylation suggests a mixed strategy for measuring phospho-form distributions. Mol. Syst. Biol. 7, 482(2011).
  6. Landrieu, I., Lacosse, L., et al. NMR analysis of a Tau phosphorylation pattern. J. Am. Chem. Soc. 128 (11), 3575-3583 (2006).
  7. Amniai, L., Barbier, P., et al. Alzheimer disease specific phosphoepitopes of Tau interfere with assembly of tubulin but not binding to microtubules. FASEB J. 23 (4), 1146-1152 (2009).
  8. Qi, H., Prabakaran, S., et al. Characterization of Neuronal Tau Protein as a Target of Extracellular Signal-regulated Kinase. J. Biol. Chem. 291 (14), 7742-7753 (2016).
  9. Bibow, S., Ozenne, V., Biernat, J., Blackledge, M., Mandelkow, E., Zweckstetter, M. Structural impact of proline-directed pseudophosphorylation at AT8, AT100, and PHF1 epitopes on 441-residue tau. J. Am. Chem. 133 (40), 15842-15845 (2011).
  10. Boulton, T. G., Yancopoulos, G. D., et al. An insulin-stimulated protein kinase similar to yeast kinases involved in cell cycle control. Science. 249 (4964), 64-67 (1990).
  11. Anderson, N. G., Maller, J. L., Tonks, N. K., Sturgill, T. W. Requirement for integration of signals from two distinct phosphorylation pathways for activation of MAP kinase. Nature. 343 (6259), 651-653 (1990).
  12. Seger, R., Ahn, N. G., et al. Microtubule-associated protein 2 kinases, ERK1 and ERK2, undergo autophosphorylation on both tyrosine and threonine residues: implications for their mechanism of activation. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 88 (14), 6142-6146 (1991).
  13. Studier, F. W., Moffatt, B. A. Use of bacteriophage T7 RNA polymerase to direct selective high-level expression of cloned genes. J. Mol. Biol. 189 (1), 113-130 (1986).
  14. Rosenberg, A. H., Lade, B. N., Chui, D. S., Lin, S. W., Dunn, J. J., Studier, F. W. Vectors for selective expression of cloned DNAs by T7 RNA polymerase. Gene. 56 (1), 125-135 (1987).
  15. Hanahan, D. Studies on transformation of Escherichia coli with plasmids. J. Mol. Biol. 166 (4), 557-580 (1983).
  16. Laemmli, U. K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature. 227 (5259), 680-685 (1970).
  17. Bienkiewicz, E. A., Lumb, K. J. Random-coil chemical shifts of phosphorylated amino acids. J. Biomol. NMR. 15 (3), 203-206 (1999).
  18. Wishart, D. S., Bigam, C. G., Holm, A., Hodges, R. S., Sykes, B. D. 1H, 13C and 15N random coil NMR chemical shifts of the common amino acids. I. Investigations of nearest-neighbor effects. J Biomol NMR. 5 (1), 67-81 (1995).
  19. Tamiola, K., Acar, B., Mulder, F. A. A. Sequence-specific random coil chemical shifts of intrinsically disordered proteins. J. Am. Chem. Soc. 132 (51), 18000-18003 (2010).
  20. Lippens, G., Wieruszeski, J. M., et al. Proline-directed random-coil chemical shift values as a tool for the NMR assignment of the tau phosphorylation sites. Chembiochem. 5 (1), 73-78 (2004).
  21. Smet, C., Leroy, A., Sillen, A., Wieruszeski, J. M., Landrieu, I., Lippens, G. Accepting its random coil nature allows a partial NMR assignment of the neuronal Tau protein. Chembiochem. 5 (12), 1639-1646 (2004).
  22. Mukrasch, M. D., Bibow, S., et al. Structural polymorphism of 441-residue tau at single residue resolution. PLoS Biol. 7 (2), e34(2009).
  23. Harbison, N. W., Bhattacharya, S., Eliezer, D. Assigning backbone NMR resonances for full length tau isoforms: efficient compromise between manual assignments and reduced dimensionality. PloS One. 7 (4), e34679(2012).
  24. Morris, M., Knudsen, G. M., et al. Tau post-translational modifications in wild-type and human amyloid precursor protein transgenic mice. Nat. Neurosci. 18 (8), 1183-1189 (2015).
  25. Mair, W., Muntel, J., et al. FLEXITau: Quantifying Post-translational Modifications of Tau Protein in Vitro and in Human Disease. Analytical Chemistry. 88 (7), 3704-3714 (2016).
  26. Leroy, A., Landrieu, I., et al. Spectroscopic studies of GSK3{beta} phosphorylation of the neuronal tau protein and its interaction with the N-terminal domain of apolipoprotein E. J. Biol. Chem. 285 (43), 33435-33444 (2010).
  27. Theillet, F. -X., Smet-Nocca, C., et al. Cell signaling, post-translational protein modifications and NMR spectroscopy. J. Biomol. NMR. 54 (3), 217-236 (2012).
  28. Qi, H., Cantrelle, F. -X., et al. Nuclear magnetic resonance spectroscopy characterization of interaction of Tau with DNA and its regulation by phosphorylation. Biochemistry. 54 (7), 1525-1533 (2015).
  29. Cordier, F., Chaffotte, A., Wolff, N. Quantitative and dynamic analysis of PTEN phosphorylation by NMR. Methods. 77-78, 82-91 (2015).
  30. Thongwichian, R., Kosten, J., et al. A Multiplexed NMR-Reporter Approach to Measure Cellular Kinase and Phosphatase Activities in Real-Time. J. Am. Chem. Soc. 137 (20), 6468-6471 (2015).
  31. Smith, M. J., Marshall, C. B., Theillet, F. -X., Binolfi, A., Selenko, P., Ikura, M. Real-time NMR monitoring of biological activities in complex physiological environments. Curr. Opin. Struct. Biol. 32, 39-47 (2015).
  32. Theillet, F. X., Rose, H. M., et al. Site-specific NMR mapping and time-resolved monitoring of serine and threonine phosphorylation in reconstituted kinase reactions and mammalian cell extracts. Nat. Protoc. 8 (7), 1416-1432 (2013).
  33. Bodart, J. -F., Wieruszeski, J. -M., et al. NMR observation of Tau in Xenopus oocytes. J. Magn. Reson. 192 (2), 252-257 (2008).
  34. Lippens, G., Landrieu, I., Hanoulle, X. Studying posttranslational modifications by in-cell NMR. Chem. Biol. 15, 311-312 (2008).
  35. Landrieu, I., Smet-Nocca, C., et al. Molecular implication of PP2A and Pin1 in the Alzheimer's disease specific hyperphosphorylation of Tau. PLoS One. 6, e21521(2011).
  36. Sibille, N., Huvent, I., et al. Structural characterization by nuclear magnetic resonance of the impact of phosphorylation in the proline-rich region of the disordered Tau protein. Proteins. 80 (2), 454-462 (2012).
  37. Schwalbe, M., Kadavath, H., et al. Structural Impact of Tau Phosphorylation at Threonine 231. Structure. 23 (8), 1448-1458 (2015).
  38. Amniai, L., Lippens, G., Landrieu, I. Characterization of the AT180 epitope of phosphorylated Tau protein by a combined nuclear magnetic resonance and fluorescence spectroscopy approach. Biochem. Biophys. Res. Commun. 412 (4), 743-746 (2011).
  39. Sottejeau, Y., Bretteville, A., et al. Tau phosphorylation regulates the interaction between BIN1's SH3 domain and Tau's proline-rich domain. Acta Neuropathol. Commun. 3 (1), (2015).
  40. Joo, Y., Schumacher, B., et al. Involvement of 14-3-3 in tubulin instability and impaired axon development is mediated by Tau. FASEB J. 29 (10), 4133-4144 (2015).
  41. Smet, C., Duckert, J. F., et al. Control of protein-protein interactions: structure-based discovery of low molecular weight inhibitors of the interactions between Pin1 WW domain and phosphopeptides. J. Med. Chem. 48 (15), 4815-4823 (2005).
  42. Milroy, L. -G., Bartel, M., et al. Stabilizer-Guided Inhibition of Protein-Protein Interactions. Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 54 (52), 15720-15724 (2015).
  43. Smet, C., Sambo, A. V., et al. The peptidyl prolyl cis/trans-isomerase Pin1 recognizes the phospho-Thr212-Pro213 site on Tau. Biochemistry. 43 (7), 2032-2040 (2004).
  44. Landrieu, I., Smet, C., et al. Exploring the molecular function of PIN1 by nuclear magnetic resonance. Curr Protein Pept Sci. 7 (3), 179-194 (2006).
  45. Lippens, G., Landrieu, I., Smet, C. Molecular mechanisms of the phospho-dependent prolyl cis/trans isomerase Pin1. FEBS J. 274 (20), 5211-5222 (2007).
  46. Smet-Nocca, C., Launay, H., Wieruszeski, J. M., Lippens, G., Landrieu, I. Unraveling a phosphorylation event in a folded protein by NMR spectroscopy: phosphorylation of the Pin1 WW domain by PKA. J. Biomol. NMR. 55, 323-337 (2013).
  47. Smet-Nocca, C., Wieruszeski, J. M., Melnyk, O., Benecke, A. NMR-based detection of acetylation sites in peptides. J. Pept. Sci. 16 (8), 414-423 (2010).
  48. Kamah, A., Huvent, I., et al. Nuclear magnetic resonance analysis of the acetylation pattern of the neuronal Tau protein. Biochemistry. 53 (18), 3020-3032 (2014).

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Reimpresiones y permisos

Solicitar permiso para reutilizar el texto o las figuras de este artículo de JoVE

Solicitar permiso

Etiquetas

Fosforilaci n de la prote na tauproducci n de prote nas recombinantesenriquecimiento isot picocromatograf a de intercambio cati nicopurificaci n por estabilidad t rmicafosforilaci n in vitroadquisici n de datos de RMNidentificaci n del sitio de fosforilaci n

Artículos relacionados